Yöntem makalesi

Mini-domuzlarda sinovyal sıvı ve Kemik İliği Elde Edilen Mezenkimal Kök Hücrelerin İzolasyonu ve Hücresel Fenotiplendirme

DOI:

10.3791/54077

⸱

2 Temmuz 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Veterinary Medicine, Gyeongsang National University, 2PWG Genetics Pte Ltd.

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Minipiglerin sinovyal sıvısı ve kemik iliğinden izole edilen ve şırınga aspirasyonu kullanılarak noninvaziv olarak toplanan mezenkimal kök hücreleri (MSC'ler) kuran bir protokol sunulmuştur. Hücresel fenotipleme, hücre izolasyonu ve MSC'lerden türetilen kemik iliği ve sinovyal sıvıların in vitro kültivasyonu sonrası akış sitometrisi kullanılarak gerçekleştirildi.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mezenkimal kök hücreler (MSC'ler), kemik iliği ve sinovyal sıvı dahil olmak üzere çeşitli doku kaynaklarından izole edildikten sonra oluşturulmuştur. Son zamanlarda, sinovyal sıvı kaynaklı MSC'lerin çok soylu farklılaşma potansiyeline ve immünomodülatör özelliklere sahip olduğu bildirilmiştir, bu da bu hücrelerin doku mühendisliği ve sistemik tedaviler için kullanılabileceğini göstermektedir. Bu çalışma, hücre fenotiplemesi ve in vitro kültürleme için hücre yüzeyi belirteçlerini analiz etmek için minipiglerin kemik iliği ve sinovyal sıvısından türetilen MSC'lerin basit ve invaziv olmayan izolasyonu için bir protokol sunmaktadır. Cinsel olarak olgun altı aylık minipigler kullanılarak, bir kemik iliği çıkarıcı kullanılarak iliak kret kemiğinden kemik iliği çıkarıldı ve sinovyal sıvı femorotibial eklemden aspire edildi. Her iki kaynaktan da örnek toplama prosedürleri non-invazivdi. MSC'lerin hasat edilen hücre kaynaklarından etkili bir şekilde izole edilmesi ve minipiglerden stabil MSC'lerin genişletilmesi için in vitro kültür koşullarının oluşturulması ve sistemik otolog tedavilerin uygulanması için protokoller sağlanmaktadır. Hücre fenotiplemesi için, her iki hücrenin hücre yüzey belirteçleri akış sitometrisi kullanılarak analiz edildi. Sonuçlarda, MSC'ler minipiglerin sinovyal sıvısından izole edildi ve sinovyal sıvı kaynaklı MSC'lerin kemik iliği kaynaklı MSC'lere benzer bir morfolojiye ve hücre fenotipine sahip olduğunu gösterdi. Bu nedenle, non-invaziv olarak elde edilen sinovyal sıvı, değerli bir MSC kaynağıdır.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Multipotent mezenkimal kök hücreler (MSC'ler) mezenkimal hücre soyları olarak sınıflandırılabilir ve MSC'ler kemik iliği, göbek kordonları, plasentalar, yağ dokusu, dermal cilt, iskelet kası, kıl folikülleri, sinovyal membranlar ve dişler gibi çeşitli doku kaynaklarından oluşturulmuş ve izole edilmiştir1-5. Şu anda, sinovyal kaynaklı MSC'lere dikkat edilmiştir, çünkü bu hücreler kemik fraksiyonu, osteoartrit ve romatoid artrit (RA) gibi eklem hastalıklarının tedavisine yardımcı olabilir ve MSC'lerin hasarlı kıkırdak veya kemikteki rejeneratif potansiyeli nedeniyle, ayrıca bağışıklık modülasyonu veya otoimmün hastalıkların tedavisine yardımcı olabilirler6-8. Sinovyal kaynaklardan türetilen MSC'lerin araştırmalarının çoğu, sinovyal sıvıdan ziyade sinovyal zardan MSC'leri kullanmıştır2,9; bu nedenle, sinovyal sıvı kaynaklı MSC'lerin biyolojik anlayışı sınırlıdır.

Sinovyal sıvı, hastaların tanıları veya tedavileri sırasında ve osteoartrit veya RA gibi invaziv prosedürler gerektirmeyen çeşitli artrit durumlarının tanısal onayları sırasında aspire edilebilen, kolay erişilebilir bir MSC kaynağıdır. Sinovyal boşluktaki sinovyal sıvı kaynaklı MSC'lerin popülasyonu, artritik hastalarda artritik olmayan hastalara kıyasla önemli ölçüde artmıştır10-12. Bu nedenle, sinovyal sıvı, özellikle iltihaplı veya yaralı eklemleri olan hastalarda otolog kök hücre tedavisi için MSC'ler için mükemmel bir kaynak adayıdır. Ek olarak, sinovyal sıvı kaynaklı MSC'ler kondrojenik kapasiteye, immünomodülasyon yeteneklerine ve yüksek proliferasyon oranına sahiptir. Bu çalışma, non-invaziv yöntemler kullanılarak minipiglerden kemik iliği ekstraksiyonu ve sinovyal sıvı aspirasyonu ve izole hücrelerin in vitro genişlemesi ve hücre fenotiplerinin analizi için protokoller oluşturmuştur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hayvan deneyleri Gyeongsang Ulusal Üniversitesi Biyomedikal Deney için hayvan Merkezi tarafından onaylanmıştır.

Hayvan Prosedür 1. Hazırlıklar

  1. kemik iliği ve sinoviyal sıvıdan MKH non-invaziv toplama yetişkin dişi mini-domuzlarda hazırlayın. Anestezi ve örnek koleksiyonuna bir gün önce mini-domuzlarda klinik muayene gerçekleştirin.
    1. tam kan sayımı testleri kullanılarak vücut ısısı, solunum hızı ve kalp hızı ve domuz davranışları ve hematolojik durumların gözlenmesi için dahil fizik muayene, klinik olarak normal bir hayvan sağlayın.
      Not: klinik olarak sağlıklı mini-domuzlarda için parametre aralıkları 11 olan - solunum hızı 29 / dk, 68 - kalp hızı için 98 / dk ve 37 - vücut sıcaklığının 38 ° C.
  2. 12 saat prio - 6 ameliyat öncesi açlık süresi boyunca kafesinden tüm yenilebilir yatak kaldırGenç ve yetişkin mini-domuzlarda anestezi idaresine r açlık 3 saat yenidoğanlar için dikkat edilmelidir. Anestezi zamanına kadar içme suyu sağlamak.

Anestezi için Animals 2. Hazırlık

  1. asepromazin (0.1 mg / kg), medetomidin (0.03 mg / kg) ve atropin (0,04 mg / kg) ile anestezi uygulanmadan önce mini-domuzlarda ilaçla tedavi.
    1. Yetişkin mini-domuzlarda için en az 30 mm bir uzunluğa sahip olan bir 21 G iğne kullanılarak tüm ilaçlar kas içinden (İM) enjekte edilir. Lateral servikal kas içine ya da uyluk kası içine IM enjeksiyonu kulak arkasında 1-3 cm gerçekleştirin.
      Not: Hayvanlarda korku ya da stres eliciting veya güvenli premedikasyon enjekte kaba işleme gerek kalmadan tüm işlemleri gerçekleştirin.
  2. dorsal yatar pozisyonda mini-domuzlarda yerleştirin.
  3. Onbeş dakika premedikasyon verilmesinden sonra,% 1.5 izofluran yönetici kullanarak anestezi başlatmakTeneffüs yoluyla listesinde de¤ildir.
    1. Taşıyıcı gaz olarak oksijen ile% 2.5 konsantrasyonunda bir artışa ve ardından bir endotrakeal tüp aracılığıyla izofluran (% 1.5) ve inhalasyon, (1.5 L / dakika) devam edin.
  4. Sürekli anestezi sırasında mini-domuzlarda kalp hızı, vücut ısısı ve perkütan kan oksijen doygunluğu (SpO2) izler. vücut ısısını korumak için 39 ° C - 38 arasında bir sıcaklıkta bir dolaşım suyu battaniye kullanın. anestezi sırasında kurumasını gözleri korumak için bir göz merhemi sürün.
  5. Anestezi 13 derinliğini değerlendirmek için guedel tasnifini izleyin.

Hücre İzolasyonu ve Yetiştirme 3. Hazırlıklar

  1. % 10 fetal sığır serumu (FBS) ile takviye edilmiş, gelişmiş Dulbecco'nun modifiye Eagle ortamında (ADMEM),% 1 Glutamax 500 ml temel fibroblast büyüme fiili 10 ng / ml hazırlanması, kemik iliği ve sinoviyal sıvıdan alınan MKH'lerin yetiştirmeyeR (bFGF) ve% 1.0 penisilin-streptomisin (sırasıyla 10,000 IU 10,000 ug / ml, Pen-Strep).
    1. CO2 inkübatör içerisindeki% 5 CO2 bulunan nemli bir atmosferde 38.5 ° C 'de ADMEM inkübe edin.
  2. Hücre İzolasyonu ve yıkama için imalatçının talimatlarına uygun olarak Dulbecco fosfat tamponlu salin (DPBS) 500 ml hazırlayın.

4. mini-domuzlarda Kemik İliği Toplama

  1. Bir alanı iliak (Şekil 1) boyutu yaklaşık 15 x 15 cm seçin ve sterilize güvenlik jilet veya elektrikli kesme makineleri kullanarak bu alandan saç kaldırmak. povidon iyot ve% 70 etanol: MiniPig yerleştirildikten sonra, alternatif olarak prosedürü site aşağıdaki sterilizasyon maddeleri ile üç kez bodur. Alan tamamen kuru sonra, steril örtüler uygulayın.
  2. Ön kaplama 3 ile durulama ile, heparin, 100 U / ml, 10 ml şırınga - ejec önce heparin 4 mlting, anti-pıhtılaştırıcı ajan.
    Not: Kemik iliği aspirasyon sırasında şırınga pıhtılaşmayı önlemek için bu adımı gerçekleştirin.
  3. sıkı heparin önceden kaplanmış 10 mi şırınga bağlı kemik iliği çıkarıcı (3.0 x 100 mm) kullanılarak, anestezi altında Minipig iliak kemikten kemik iliği, 5 ml, en az ekstrakte edin.

Kemik İliği gelen ve In Vitro Tarımında olarak Çıkarılan Hücreler 5. İzolasyon

  1. çıkarılan kemik iliği hücreleri izole.
    1. Oda sıcaklığında 15 ml konik bir tüp içinde DPBS eşit hacimde ekstre kemik iliği seyreltilir.
    2. 15 ml konik tüp yoğunluk santrifüj medya (Ficoll Paque) 3 ml ekleyin.
    3. oda sıcaklığında 40 dakika boyunca 400 x g'de 4 mi karıştırılmadan yoğunluk santrifüj ortama yerleştirilir DPBS ile kemik iliği, bir tabaka ve santrifüj seyreltik.
    4. tek-çekirdekli hücre tabakasının HasatPlazma (üst katman) ve yoğunluk santrifüjleme ortamı (alt katman) içeren iki tabaka arasında ince beyaz kaplamadan (MNC) ve 15 ml konik bir tüp içine ÇUŞ'larına aktarın.
    5. 7 ile aktarılan ÇUŞ'larına seyreltilir - DPBS 8 ml ve oda sıcaklığında 10 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj. Süpernatantı atın ve DPBS ile iki kez hücreleri yıkayın.
    6. ADMEM 2 ml hücre pelletini askıya alma ve 35 mm doku kültürü çanağı aktarın. % 5 CO2 bulunan nemli bir atmosferde 38.5 ° C 'de kültür çanağı inkübe edin.
  2. Kemik iliğinden izole edilmiş hücrelere in vitro kültivasyonu olarak.
    1. 48 saat sonra, çanak bağlı olan hücreler ile orta havalandırın, ve ADMEM 2 ml yerine ve% 5 CO2 bulunan nemli bir atmosferde 38.5 ° C 'de inkübe edilir. her üç günde orta değiştirin.
    2. 70 'de -% 80 birleşme,% 0.25 ile 1 ml çözünmelerini, DPBS ile yıkama hücreleriHücreler ayrılana kadar 5 dakika - tripsin / EDTA ve 3 37 ° C de inkübe.
    3. ADMEM 10 ml kullanarak hücreleri hasat 15 ml konik bir tüp içine transfer edildi ve oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj. süpernatant atın.
    4. Taze ADMEM 1 ml hasat hücreleri askıya alma ve bir hemasitometre kullanarak onları saymak.
    5. 5 hücreleri yerleştirin - ADMEM 4 ml içeren 7.5 x 10 5 / 25T şişeye ve% 5 CO2 bulunan nemli bir atmosferde 38.5 ° C'de inkübe. Her üç günde bir orta değiştirin.

Mini-domuzlarda gelen Akışkan SİNOVYAL 6. Koleksiyonu

  1. Kemik iliği aspirasyonu için prosedüre benzer, femoral eklem üzerinde yaklaşık 15 x 10 cm (uzunluk / genişlik) uygun bir alan seçin ve sterilize güvenlik jilet veya elektrikli kesme makineleri kullanarak tüylerden, sanitization prosedürleri (adım 4.1) ile izleyin.
  2. 23 G ile 3 ml şırınga takınpalpasyon yerlerinden (patella ve tibia kret) sonra eklem içine iğne.
    1. eklemde sinoviyal sıvının aspirasyonu şırınga nazik vakum uygulayın. 1 mi, ancak bu Minipig veya eklem büyüklüğüne göre değişir - eklem toplanan sinoviyal sıvı, yaklaşık hacmi 0,5. sinoviyal sıvı toplanan hacmi çok küçük ise sinovyal boşluğunda DPBS ile yıkayın.
    2. Hemen kanla kirlenmesini önlemek için şırınga geri çekin.

Toplanan Sinovyal Sıvı gelen ve In Vitro Tarımında 7. Hücre İzolasyonu

  1. Aspire sinoviyal sıvıdan hücreleri izole.
    1. Oda sıcaklığında 15 ml konik bir tüp içinde DPBS eşit hacimde aspire sinoviyal sıvı seyreltilir.
    2. enkaz kaldırmak için, 40 mikron naylon hücre süzgeci kullanılarak seyreltilmiş sinoviyal sıvıyı filtre.
    3. süzüldü sinovyal içeren tüp DPBS 10 mlSıvı ve oda sıcaklığında 10 dakika boyunca 400 x g'de santrifüj o. Süpernatantı atın ve DPBS ile iki kez hücreleri yıkayın.
    4. Bir 2 hücreleri yer, ADMEM 2 ml hücre pelletini Askıya - ADMEM 2 ml 3 x 10 5 hücre / 35 mm doku kültürü çanağı ve% 5 CO2 bulunan nemli bir atmosferde 38.5 ° C'de inkübe .
  2. İzole eklem sıvısı kaynaklı MKH in vitro ekimi için yineleyin 5.2.

Mini-domuzlarda 8. Sonrası prosedür Bakımı

  1. Gerekirse, kemik iliği toplandıktan sonra, bir deri zımba kullanarak tek bir sütür ile kemik iliği çıkarıcı enjeksiyon yerinde cilt kapatın.
  2. Prosedür tamamlandıktan sonra, 3 gün boyunca, günde bir kez mini-domuzlarda için enrofloxacin (5 mg / kg) ve meloksikam (0.2 mg / kg) damar içi idare ederler.
  3. Prosedür tamamlandıktan sonra, kemik iliği ve sinovyal sıvı toplama site dezenfekte% 0.1 povidon iyot kez 3 gün boyunca bir gün. Dikkatle komplikasyonların belirtileri (örneğin, şişme, iltihap veya kızarıklık) izlemek için her gün görmekteyiz.

Akım Sitometri Kullanımı 9. Hücre Fenotiplendirme

  1. geçitler 3% 80 konfluent - 5 - DPBS hücreleri yıkayın ve% 0.25 (h / h) tripsin / EDTA, 1 ml ile tedavi MSC'ler 70 olduğunda. Hücreler müstakil kadar 5 dakika - sonra, 3, 37 ° C'de inkübe.
  2. DPBS 10 ml kullanarak hücrelerin hasat, 15 ml konik tüp içine aktarmak ve oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 x g santrifüj. süpernatant çözüm atın.
  3. hücreleri düzeltmek için, bir% 3.7 formaldehid çözeltisi, 10 ml hücre pelletini askıya ve analiz bir gün önce, 4 ° C 'de muhafaza edin.
    1. Bir gün sabitleme sonra, DPBS kez 5 dakika her zaman için 300 × g santrifüj kullanılarak hücreleri yıkayın. süpernatant çözüm atın.
    2. 4 ml hücre pelletini Askıya% 1 sığır serum albümini (ağ / hac) (BSA) ile desteklenmiş ve spesifik olmayan Fc ile aracılık edilen etkileşimi engellemek için 4 ° C sıcaklıkta 1 saat boyunca pelet inkübe edilir DPBS, bir.
    3. 1.5 ml tüpler içine hücre süspansiyonu 500 ul alikotları dağıtın.
    4. Birleştirilmiş-olmayan antikorları (CD29 ve Vimentin) için, 3 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj ile hücreler yıkayın. süpernatant çözüm atın.
    5. 1 500 ul hücre pelletini askıya alınması: birincil antikor, 100 seyreltme ve 4 ° C sıcaklıkta 1 saat için kuluçkalayın.
    6. 5 dakika, her seferinde 300 x g'da santrifüjleme ile% 1 sığır serum albümini ile hücreler iki kez yıkanır. süpernatant çözüm atın.
    7. İkincil antikor ile konjüge edilmiş flöresin izotiyosiyanat (FITC), 100 seyreltme ve 4 ° C de karanlıkta 1 saat süreyle inkübe bir 1: 500 ul hücre pelletini süspanse edin.
  4. FITC-konjuge antikor (İzotip, CD34, CD44 ve CD45) için, Santrifüj hücreleri yıkayın3 dakika boyunca 300 x g'de gasyon. süpernatant çözüm atın.
    1. 1 500 ul hücre pelletini askıya alınması: 100 FITC ile konjüge edilmiş antikor ile 4 ° C de karanlıkta 1 saat süreyle inkübe edin.
    2. Her iki boyama koşulları için, 5 dakika, her seferinde 300 x g'da santrifüjleme ile DPBS hücreler iki kez yıkayın. süpernatant çözüm atın.
    3. , DPBS 500 ul hücreleri Askıya 5 ml yuvarlak tabanlı tüp aktarabilirsiniz ve 8 debi sitometresinde analiz sonuçları.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kemik İliği ve mini-domuzlarda ve sinoviyal sıvıdan alınan MSC kurulması

MSC'ler olan (Şekil 2), kemik iliği ve mini-domuzlarda eklem sinoviyal eklem izole edilmiş ve in vitro olarak genişletilmiştir. Sinoviyal sıvı şırınga aspirasyon basit ve primer hücrelerinin in vitro kültivasyonu sırasında yeterli yapışmayan hücreler elde etmek mümkündür. sinoviyal sıvı türetilmiş MSC mo...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mini-domuzlarda, kemik iliği ve sinoviyal sıvıdan MSC'ler izolasyonu oluşturmak için kullanıldı. yaş, cinsiyet ve hastalık gibi çeşitli fizyolojik koşullar, ortadan kaldırmak için, izogenik arka plan vericilerden mini-domuzlarda doğru hücre kaynağı bağımlı karakterizasyonu değerlendirmek için seçildi. Domuzlar olduğu bilinmektedir anatomik, fizyolojik ve genetik olarak insanlara benzer şekilde, ve özellikle de, boyut eşlemeli organları üretebilir mini-domuzlarda; Bu nedenle, ksenonaklinden 14,15 yerini ve...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yeni Nesil BioGreen 21 Programı tarafından sağlanan finansal desteği minnetle kabul ediyoruz (No. PJ007969), Kırsal Kalkınma İdaresi ve Ulusal Araştırma Vakfı (hibe no. NRF-2015R1D1A1A01056639) Kore Cumhuriyeti'nin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Gelişmiş Dulbecco' s modifiye Eagle ortamı (ADMEM)Gibco12491-023MSC kültür ortamı
Dulbecco' s fosfat tamponlu tuzlu su (DPBS)Gibco14190-144Hücre yıkama ortamı, Ca2+/Mg2+
Fetal sığır serumu (FBS)Gibco16000-044MSC ortamının bileşeni
GlutamaxGibco35050-061MSC ortamının bileşeni
Penisilin / streptomisinGibco10378-016MSC ortamının bileşeni
Temel fibroblast büyüme faktörü (bFGF)SimgaF0291MSC'lerin orta
bileşeni Sığır serum albümininin (BSA)SigmaA6003MSC'lerin orta
bileşeni Tripsin-EDTAGibco25200-072Hücre ayrışma reaktifi 
β-merkaptoetanolSigmaM7522MSC'lerin orta
İzotip antikoruBD PharmingenBD 550616İzotip Kontrolü
CD29 antikoruBD PharmingenBD 552369Integrin beta-1 MSC işaretleyicisi
CD44 antikoruBD PharmingenBD 553133Hücre yüzeyi glikoproteini MSC işaretleyici
CD45 antikoruBD PharmingenBD 340664Hematopoetik kök hücre belirteci
CD34 antikoruBD PharmingenBD 555821Hematopoetik kök hücre belirteci
CD90 antikoruBD PharmingenBD 555595Thy-1 membran glikoprotein MSC belirteci
MHC Sınıf II antikoruSanta CruzSC-32247Antijen sunan hücreler belirteci
Vimentin antikoruSigmaSigma-S6389Tip III ara filament MSC işaretleyicisi
Alkalin fosfatazPromegaS38415-bromo-4-kloro-3-indolil-fosfat (BCIP) ve nitro mavi tetrazolyum (NBT)
GE Healthcare17-1440-02Yoğunluk gradyan santrifüjleme
Hücre süzgeciBD Falcon35234040 & M Naylon Hücre Süzgeci
15 ml polistiren konik tüpBD Falcon351095Numune toplama ve hücre izolasyonu
35 mm tabaklarNunc153066Hücre kültürü kabı
Kemik iliği çıkarıcıGmbH Medizintechnologie, Almanya1145-1W010TrokaBone, 3.0 x 100 mm
Hematokrit odasıMarinfeld640130Hücre sayma odası
AtropinJeil Pharmaceutical Co, Güney KoreAtropin sülfat
Hidrat AsepromazinSamu Median, Güney KoreAnestezik öncesi yatıştırıcı ve antiemetik ilaç
MedetomidinPfizerAnestezik ve analjezik ilaç
EnrofloksasinBayer Healthcare, AlmanyaAntibiyotikler
Meloksikam, Anti-enflamatuar ve analjezik ilaç
IsofluraneHana pharm, Güney Koreİnhalasyon anestezisi
Povidone iyot ve nbsp;Korea Pharma, Güney KoreSterilizasyon ajanı
EthanolSigmaE7023Sterilizasyon ajanı
HeparinSigmaH3393Anti-pıhtılaştırıcı ajan
FormaldehitSigmaF8775Hücre fiksasyon ajanı
Oftalmolojik merhem  PfizerOksitetrasiklin HCl
Sirkülasyonlu su battaniyesiGaymar IndustriesAnestezi sırasında ve sonrasında ısıtma sistemi
Cilt zımbalayıcıCovidien, ABDSütür cilt kapanması
CO2 İnkübatörThermo Forma3111Hücre kültürü Ekipmanları
Akış sitometresiBD BiosciencesHücre analizörü
MinipigPWG Genetics Korea, Ltd.T tipiMinyatür domuz
karışımıFicoll-Paque Veterinerlik Tıbbı Üzerinde Arjantin Polimiksin B sülfatlı

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Woodbury, D., Schwarz, E. J., Prockop, D. J., Black, I. B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J Neurosci Res. 61 (4), 364-370 (2000).
  2. Sakaguchi, Y., Sekiya, I., Yagishita, K., Muneta, T. Comparison of human stem cells derived from various mesenchymal tissues: Superiority of synovium as a cell source. Arthritis Rheum. 52 (8), 2521-2529 (2005).
  3. De Coppi, P., et al. Amniotic fluid and bone marrow derived mesenchymal stem cells can be converted to smooth muscle cells in the cryo-injured rat bladder and prevent compensatory hypertrophy of surviving smooth muscle cells. J Urol. 177 (1), 369-376 (2007).
  4. Arufe, M. C., De la Fuente, A., Fuentes, I., de Toro, F. J., Blanco, F. J. Chondrogenic potential of subpopulations of cells expressing mesenchymal stem cell markers derived from human synovial membranes. J Cell Biochem. 111 (4), 834-845 (2010).
  5. Patil, R., et al. Multilineage potential and proteomic profiling of human dental stem cells derived from a single donor. Exp Cell Res. 320 (1), 92-107 (2013).
  6. Hatsushika, D., et al. Intra articular injection of synovial stem cells promotes meniscal regeneration in a rabbit massive meniscal defect model. J Orthop Res. 31 (9), 1354-1359 (2013).
  7. Hagmann, S., et al. The influence of bone marrow- and synovium-derived mesenchymal stromal cells from osteoarthritis patients on regulatory T cells in co-culture. ClinExpImmunol. 73 (3), 454-462 (2013).
  8. Lee, W. J., et al. Cell source-dependent in vivo immunosuppressive properties of mesenchymal stem cells derived from the bone marrow and synovial fluid of minipigs. Exp Cell Res. 333 (2), 273-288 (2015).
  9. Su, J., et al. Phylogenetic distinction of iNOS and IDO function in mesenchymal stem cell-mediated immunosuppression in mammalian species. Cell Death Differ. 21 (3), 388-396 (2014).
  10. Jones, E. A., et al. Synovial fluid mesenchymal stem cells in health and early osteoarthritis: Detection and functional evaluation at the single-cell level. Arthritis Rheum. 58 (6), 1731-1740 (2008).
  11. Morito, T., et al. Synovial fluid-derived mesenchymal stem cells increase after intra-articular ligament injury in humans. Rheumatology (Oxford). 47 (8), 1137-1143 (2008).
  12. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2011).
  13. John, T., Lerche, P. Anesthesia and analgesia for veterinary technicians. , Mosby Elsevier press. St. Louis, Missouri. (2011).
  14. Cooper, D. K., Gollackner, B., Sachs, D. H. Will the pig solve the transplantation backlog. Annu Rev Med. 53, 133-147 (2002).
  15. Millard, A. L., Mueller, N. J. Critical issues related to porcine xenograft exposure to human viruses: Lessons from allotransplantation. CurrOpin Organ Transplant. 15 (2), 230-235 (2010).
  16. Ringe, J., et al. Porcine mesenchymal stem cells. Induction of distinct mesenchymal cell lineages. Cell Tissue Res. 307 (3), 321-327 (2002).
  17. Petersen, B., Carnwath, J. W., Niemann, H. The perspectives for porcine-to-human xenografts. Comp Immunol Micro biol Infect Dis. 32 (2), 91-105 (2009).
  18. Zeng, L., et al. Multipotent adult progenitor cells from swine bone marrow. Stem Cells. 24 (11), 2355-2366 (2006).
  19. Zeng, L., et al. Bioenergetic and functional consequences of bone marrow-derived multipotent progenitor cell transplantation in hearts with postinfarction left ventricular remodeling. Circulation. 115 (14), 1866-1875 (2007).
  20. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2012).
  21. Mochizuki, T., et al. Higher chondrogenic potential of fibrous synovium- and adipose synovium-derived cells compared with subcutaneous fat-derived cells: Distinguishing properties of mesenchymal stem cells in humans. Arthritis Rheum. 54 (3), 843-853 (2006).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Mesenchymal Stem CellsSynovial Fluid MSCsBone Marrow MSCsMinipig MSC IsolationCell Surface MarkersFlow CytometryDensity CentrifugationIn Vitro CultureAutologous TherapyJoint Disease Models

İlgili makaleler