Yöntem makalesi

Bir Küçük Hayvan Modelinde Arteriovenöz (AV) Döngü Anjiogenez ve Vaskülarize Doku Mühendisliği Eğitim için

12.2K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/54676

⸱

2 Kasım 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Hand Surgery and Laboratory for Tissue Engineering and Regenerative Medicine, University Hospital of Erlangen, Friedrich-Alexander University of Erlangen-Nürnberg (FAU), 2Genetic Engineering and Biotechnology Institute for Postgraduate Studies, Baghdad University, 3Department of Plastic, Hand and Microsurgery, Sana Klinikum Hof GmbH

Bu makalede

Özet

Bu izole edilmiş ve iyi karakterize edilmiş bir ortamda in vivo damarlanmayı analiz etmek için bir model olarak bir arteriovenöz (AV) döngü üretilmesi için bir mikro yaklaşımı açıklar. Bu model yalnızca anjiyojenezde araştırılması için yararlıdır, ama aynı zamanda en iyi şekilde mühendislik eksenel vaskülarize ve transplante dokuların için uygundur.

Özet

İşlevsel bir kan damarı ağı, insan vücudundaki hemen hemen tüm doku ve organların hayatta kalması ve büyümesi için bir ön koşuldur. Ayrıca kanser gibi patolojik durumlarda damarlanma hastalığın ilerlemesinde öncü rol oynar. Sonuç olarak, neovaskülarizasyon mekanizmalarını aydınlatmak ve doku mühendisliği ve rejeneratif tıp için farklı vaskülarizasyon yaklaşımları geliştirmek için standardize edilmiş ve iyi karakterize edilmiş bir in vivo modele güçlü bir ihtiyaç vardır.

Bir arteriyovenöz (AV) döngüye anastomoz edilen bir damar ve arterden oluşan bir vasküler eksenin indüksiyonu için küçük bir hayvan modeli için mikrocerrahi bir yaklaşım tarif ediyoruz. AV döngüsü, canlı organizmaya sadece vasküler eksen vasıtasıyla bağlanan in vivo izole bir mikro ortam oluşturmak için kapalı bir implantasyon odasına aktarılır. 3D görüntüleme (MRI, mikro-BT) ve immünohistoloji kullanılarak, büyüyen damar sistemi zaman içinde görüntülenebilir. Farklı hücreleri, büyüme faktörlerini ve matrisleri implante ederek, kan damarı ağı oluşumundaki işlevleri, iyi kontrol edilebilir bir ortamda çevreden herhangi bir rahatsız edici etki olmadan analiz edilebilir.

Anjiyogenez ve antianjiyogenez çalışmalarına ek olarak, AV döngü modeli de vaskülarize dokuların mühendisliği için mükemmel şekilde uygundur. Belirli bir prevaskülarizasyon süresinden sonra, üretilen dokular defekt bölgesine nakledilebilir ve mikrocerrahi olarak lokal damarlara bağlanabilir, böylece anında kanlanma ve tasarlanmış dokunun entegrasyonu sağlanır. Matrisleri, hücreleri, büyüme faktörlerini ve oda mimarisini değiştirerek, daha sonra bireysel hastanın ihtiyaçlarına göre uyarlanabilen çeşitli dokular oluşturmak mümkündür.

Giriş

İnsan vücudunda en doku ve organları, besin malzemeleri gazlar alışverişinde ve atık ürünleri ortadan kaldıran fonksiyonel bir kan damarı ağına bağlıdır. lokal ya da sistemik vasküler problemleri nedeniyle, bu sistem arızası ciddi hastalıklara çok sayıda yol açabilir. Ayrıca, bu tür doku mühendisliği veya rejeneratif tıp olarak araştırma alanlarında, yapay olarak oluşturulan doku veya nakledilen organlar içinde işlevsel bir kan damarı ağı başarılı klinik uygulama için vazgeçilmezdir.

On yıllardır araştırmacılar yeni tedavi müdahaleleri bulmak ve vasküler bozuklukların daha iyi korunma sağlamak amacıyla patolojik durumların içine derin fikir edinmek için büyüyen damar sisteminde yer alan tam mekanizmaları araştırılmaktadır. İlk adımda, bu hücre-hücre etkileşimleri ve damar sistemi hücreleri üzerinde moleküllerin etkisi, temel işlemleri genellikle in vitro olarak 2D veya 3D incelenmiştirdeneyler. Geleneksel 2D modelleri iyi kurulmuş, gerçekleştirmek kolay ve bu süreçlerin daha iyi anlaşılmasına büyük katkıda bulunmuştur. 1980 yılında ilk kez, Folkman ve ark. jelatin kaplı plakalar 1 kılcal endotel hücrelerin in vitro anjiyojenez tohumlama bildirilmiştir. Bu, hemen ileri 2B anjiyogenez endotel hücre tüp oluşumu deneyi 2, göç tahlil 3 ve farklı hücre tipleri 4 eş-kültürleme üzerinde yapılan deneylerde, yanı sıra diğer çok sayıda yayınlanmasına yol verdi. Bu tahliller bugün hala kullanılan ve in vitro yöntemler standart olarak kabul edilmektedir.

En hücre tipleri, ilgili fizyolojik doku yapıları 5 oluşturmak üzere bir 3D ortamı gerektirir çünkü Ancak, bu deney düzeneği her zaman in vivo hücre davranış çalışma için uygun değildir. 3D matris mimarisi kılcal morphogenesi için belirleyici olduğunu göstermiştir olabilirs 6 ve hücre-hücre dışı matriks (ECM) etkileşimleri ve 3D kültür koşulları, tümör anjiyogenez 7 katılan önemli faktörler düzenler. 3D matris efektör proteinleri bağlamak ve doku ölçekli çözünen konsantrasyon değişimlerini kurabilir, karmaşık mekanik girişler sağlar. Ayrıca, karmaşık bir doku 5 in vivo morfojenetik ve yenileme adımları taklit etmek için gerekli olduğu düşünülmektedir. Bu sistemlerde, anjiogenez ve vaskülogenez, hem incelenebilir. Anjiyojenez kan damarları 8 zemininden kapiller filizlenmesini tarif ederken, vaskülogenez endotel hücreleri veya bunların progenitörleri 9,10 ile kan damarlarının de novo oluşumu anlamına gelir. Gemilerin Olgunlaşma düz kas hücrelerinin 11 işe yoluyla 'arteriyojenezin' olarak adlandırılan bir süreç tarif edilmektedir. In vitro model Tipik anjiyojenik, mevcut tek tabaka endotel hücrelerinin filizlenme olanS jel içinde gömülü küreciklerin yüzeyine jel yüzeyler üzerinde tek-katman olarak ya da endoteliyal hücre sferoidler 12 oluşturarak tohumlanır. vaskülojenik modellerinde tek endotel hücreleri 3D jel içinde sıkışıp kalan edilir. Onlar destekleyici hücreler 12 ile tipik bir arada, vasküler yapıları ve ağları de novo oluşturmak için komşu endotel hücreleri ile etkileşim.

Ancak, in vivo ayarları taklit edemez in vitro modellerinde bile karmaşık 3D tamamen hücre-hücre çokluk verilen ve hücre-ECM 13 etkileşimleri. Yüksek in vitro aktiviteye sahip maddeler bunun tersi de 14, aynı in vivo etki ve göstermezler. Vaskülarizasyon kapsamlı bir analizi için daha iyi bir vücut durumu simüle vivo modellerde geliştirmeye acil bir ihtiyaç vardır işler. In vivo anjiyogenez deneylerinin geniş bir ürün yelpazesi de dahil olmak üzere, literatürde açıklanmaktadırCivciv koriyoallantoik membran ölçümünün (CAM), Zebra balığı modeli, korneal anjiyogenez tahlil, dorsal hava kesesi modeli, dorsal deri kıvrım odası, deri altı tümör modelleri 14. Bununla birlikte, bu deneyler, genellikle, hızlı morfolojik değişiklikler, CAM assay veya kornea anjiyojenez tahlilinde 15 sınırlı bir alanda mevcut olanların ayırt yeni kılcal sorunlar olarak sınırlamalar ile ilişkilidir. Bundan başka, memeli olmayan sistemler kullanılabilir (örn., Zebra balığı Model 16) ksenonaklinden 17 sorunlara yol açmaktadır. yakın doku ölçüde vaskülarizasyon sürecine katkıda yana, deri altı tümör modelinde tümör kendisinden sadece köken anjiyojenez analiz edilemez. Ayrıca, çevredeki doku tümör mikro 18 şekillenmesinde belirleyici bir role sahip olabilir.

Sadece anjiyojenezi veya vaskülojenezi çalışmak için güçlü bir KD oradaEd için standart bir ve in vivo modelde, aynı zamanda, doku mühendisliği ve rejeneratif tıpta farklı vaskülarizasyon stratejileri çalışmak için iyi karakterize edilir. Günümüzde, kompleks yapay organların veya dokuların üretilmesi, in vitro ve in vivo olarak mümkündür. 3D bioprinting karmaşık 3D fonksiyonel yaşam dokuları 19 üretmek için bir on-demand fabrikasyon tekniği sağlar. Ayrıca, biyoreaktörler dokular 20 ya da, kendi gövdesini oluşturmak için kullanılabilir biyoreaktör 21 olarak kullanılabilir. Ancak, yapay olarak oluşturulan dokuların başarılı bir uygulama ana engel mühendislik yapıları içinde damarlanma eksikliğidir. Transplantasyon sonrası konağın damar derhal bağlantı özellikle büyük ölçekli yapay doku veya organların durumunda, hayatta kalmak için önemli bir ön koşuldur.

In vitro ya da in vivo prevascularization stratejilerinde farklı Devel edildilanan nakilden önce 22 yapılarda bir fonksiyonel mikrovaskuleterini kurmak. Farelerin dorsal cilde in vitro önceden tasarlanmış kılcal damarlar ile bir iskele implantasyonu bir gün 23 içinde fareler damarsal hızlı anastomoz yol açtı. Bunun aksine, üç boyutlu bir ağ prevasküler içine monte insan mezenkimal kök hücreleri ve insan göbek damarı endotelial hücrelerde oluşan bir küremsi ko-kültür, in vivo implantasyonu sonrası daha da geliştirilmiştir. Ancak, ev sahibi damarsal ile anastomoz 24 sınırlıydı. Her şeyden önce, bu tür nekrotik veya ışınlanmış alanları gibi kötü vaskülarize kusurları, içinde, bu sözde dışsal vaskülarizasyon - iskele içine çevreden gelen gemilerin büyümesi - başarısız sık sık. İçsel vaskülarizasyon, diğer yandan, yapı iskelesi 25 filizlenmeyi, yeni kılcal bir kaynağı olarak vasküler eksen dayanır. eksenel vaskülarizasyon yaklaşımı kullanarak, Mühendislik doku vasküler ekseni ile nakledilen ve alıcı yerinde yerel gemilere bağlanabilir. Hemen transplantasyon sonrasında, doku yeterince iyi entegrasyon için doğru koşulları yaratır oksijen ve besin, tarafından desteklenmektedir.

Nedeniyle in vivo anjiyogenez araştırmak için ve eksenel vaskülarize doku üretme artan önemi tanınmasında modelleri sınırlı sayıda, biz hayvan modelinde 26 bir arteriovenöz (AV) döngü oluşturmak için daha fazla Erol ve Spira mikrocerrahi yaklaşım geliştirdi. Tamamen kapalı bir implantasyon bölmenin kullanımı bu yöntem çok iyi de in vivo koşullarında, özelliği, "kontrol" (Şekil 1) altında kan damarı oluşumunu çalışmak için uygun hale getirir. Bu model değildir anjiyojenez araştırılması için kullanışlıdır, ancak, aynı zamanda en iyi şekilde, doku motorlar için iskeleler eksenel vaskülarizasyonu için uygundureering amaçları.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Erlangen-Nürnberg Friedrich-Alexander Üniversitesi Hayvan Bakım Komitesi (FAU) ve Orta Franken Hükümeti, Almanya, tüm deneyler onayladı. deneyler için, 300 bir vücut ağırlığına sahip erkek Lewis sıçanları - 350 g kullanılmıştır.

1. Rat Arteriovenöz Döngü Modeli

  1. İmplantasyon Prosedürü (Şekil 2)
    1. Anestezi için bir kapakla izofluran buharlaştırıcı tüp ile bağlı ve kapalı özel bir plastik kutu kullanın. besleme gazı açın ve 0.8 arasında debimetre - 1.5 litre / dakika.
    2. indüksiyon plastik kutu sıçan yerleştirin ve üst mühür. % 5 izofluran buharlaştırıcı açın.
    3. Dikkatle anestezi indüksiyonu sırasında sıçan gözlemlemek. Sonra 3 - 4 dakika, sıçan anestezi edilecektir.
    4. Uygun anestezi onaylayın: doğrulma refleksi, palpebral refleks kaybı, geri çekilme refleksi pozitif kornea refleksi kaybı.
    5. kutusundan sıçan çıkarın ve kontrol onunilaç hesaplanması için ağırlık. anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için göz merhemi sürün.
    6. Ağrı ve antibiyotik uygulayın (örn., 7.5 mg / kg deri altından enrofloksasin (sc), 12.5 mg / kg tramadol ve / kg metamizol 100 mg, hem damar içine (iv)). Çalışma sırasında ağırlık adapte kristaloid yönetme (örn., 30 ml / kg sc).
    7. Maske ile uygulanan% 2 izofluran inhalasyonu - 1 ile anestezi altında 37 ° C'de bir ısınma plaka üzerinde sırtında sıçan yerleştirin.
    8. Düzgün anestezi Monitör ve anestezi seviyesi çok düşükse (sıçan hareketini, ağrı yanıtı, çene sesi, refleksler kaybı (1.1.4 bkz.), kalp hızı artan) izofluran artırmak. izofluran (kornea refleksleri, yüksek kalp hızı, oksijen doygunluğu azalma kaybı) doz aşımı için dikkatli olun. (-% 100 95) ve kalp atım hızı - sıçan (250 450 / dk), oksijen doygunluğu kontrol etmek için küçük hayvanlar için özel bir pulse oksimetre kullanın. Operati sırasındaSıçan monitör sıcaklığı - Gerekirse ve (36 40 ° C) sıcak tutma levhasının sıcaklığını ayarlamak.
    9. Bir elektrikli tıraş makinesi ile arka bacaklarda iç tarafını Tıraş ve antiseptikler alanı dezenfekte edin. arka bacaklarda yaymak ve yapışkan bant ile bunları düzeltmek.
    10. Cerrahi mikroskop altında sıçan yatırın ve steril draping ile sıçan kapsamaktadır. tüm operasyon prosedürü steril koşullar altında yapılır emin olun.
    11. Bir neşter (No. 10) ile kasık üst diz boyuna bir kesi ile sol uyluk ortasında cildi açın.
    12. Femoral damar demet diz femoral arter çatallanma kasık pelvik arterden maruz kadar kesme makasları ve microforceps kullanarak uzunluğu yaklaşık 3 cm katmanlar halinde deri altı dokusu ve fasya kesin.
    13. gemileri ayırın ve adventisya makas ve microforceps kullanarak adventisya kaldırın.
    14. Yan b koagüleElektrik pıhtılaşmasını kullanarak çiftliklerde. nemli bir kompres ile işbirliği alanı kapsayacak.
    15. 1.1.14 - sol tarafı için 1.1.11 açıklandığı gibi sağ tarafında cilt açın.
    16. 1.5 cm - venöz greft hasat için 1 bir mesafede proksimal ve distal uçlarında elektrik koagülasyon ile sağ femoral ven Arter.
    17. mikroforcepslerle venöz greft çıkarın ve sulama kanül kullanılarak bir heparin çözeltisi ile (% 0,9 sodyum klorid çözeltisi içinde 50 IU / ml) ile venöz greft yıkayın ve sol uyluk aktarın. nemli bir kompres ile sağ tarafta çalışma alanını kapsamaktadır.
    18. proksimale bir mikrovasküler klemp ile kasık bölgesinde sol tarafta femoral ven Arter. yaklaşık 2 cm'lik bir mesafeden, dallanma önce üst diz, elektrik koagülasyon ile distal femoral ven coagulate.
    19. anastomoz için bir 11-0 sütür ile uç-uca anastomoz venin proksimal ucu ile venöz greftin proksimal ucunue. yaklaşık 8 kesintiye dikişlerle kullanın. 12:00 ve 06:00 pozisyonunda ilk iki sütür yerleştirerek başlayın. Ardından, ön tarafta bu noktalar arasında 3 daha dikişlerle, 2 koymak ve daha sonra arka tarafına 3 daha dikişlerle için 2 koydu.
    20. Femoral ven için tarif edilen aynı yolla, femoral arter bağlanır (1.1.18.). döngü damarları bükülmüş olmadığından emin olun. Femoral ven için tarif edildiği gibi arterin yakın ucu ile venöz greft uzak ucunu anastomoz (1.1.19 adım)..
    21. intravenöz 25 IU heparin yönetme. Döngü damarları bükülmüş değil yine emin olun kelepçeleri çıkartın ve yaklaşık 5 dakika boyunca sızıntı ve döngü açıklığının kontrol edin.
    22. Gemiler damla papaverin (örneğin, 4 mg / ml) damar spazmı bilmek. açıklığı varsa, döngü genişler ve arter darbe gözlenebilir.
    23. (Matrisin ilk yarısında (yaklaşık 500 ul) ile implantasyon odasını önceden doldur örneğin </ Em>, bir hidrojel veya hücreleri ile veya olmadan bir kemik matriks). implantasyon odasına döngü gömün.
    24. 1000 ul toplam hacmine matris ikinci yarısı ile implantasyon bölmesini doldurmak. bölme kapağı Odanın mühür.
    25. olmayan bir emilebilir 6-0 dikiş ile uyluk üzerinde implantasyon odasını düzeltmek. olmayan bir emilebilir 6-0 sütür ile oda kapağını sabitleyin. elektrikli koagülasyon ile olası kanamayı durdurun.
    26. emilebilir 4-0 sütür ile cilt kapatın. Alüminyum spreyi ile yarayı örtün.
    27. Antibiyotik ve analjezik yönetme (örneğin, 7.5 mg / kg enrofloxacin sc, içme suyu yoluyla os (po başına tramadol 12.5 mg / kg) () 3 - sıçan davranışına bağlı olarak 5 gün ve sonrasında).
    28. kapalı buharlaştırıcı açın ve uyandırmak başlayana kadar sıçan besleme gazını solumak için izin verir.
    29. termal desteği ile bir kutu içinde sıçan yerleştirin ve tamamen iyileşene kadar dikkatlice gözlemleyin.
    30. Sıçan un bırakmayınsternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar katıldı.
    31. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete sıçan iade etmeyin.
  2. eksplantasyonu Prosedürü
    1. kısa bir süre veya uzun süre implantasyon sonrası eksplantasyonu gerçekleştirin (çalışma tasarımına göre, örnekler için başvurular 27-32 bakınız). adımları 1.1.1.-1.1.9 göre olan sıçan anestezisi.
    2. bir neşter (No. 10) ile karın cildi açın ve bir kompres ile kenara bağırsak hareket ettirin. abdominal aorta ve vena kava caudalis kullanarak pamuklu çubuklarla Açığa.
    3. Abdominal aorta (örn., 24 ayar plastik kanül) cannulate ve diseksiyon makas ile vena kava caudalis kesti.
    4. Sızan sıvının netleşene kadar 100 IU / ml heparin içeren% 0.9 sodyum klorür solüsyonu ile abdominal aorta yıkayın. (30 ml perfüzyon solüsyonu ile aorta serpmek, örneğin., Ajan ya da Hindistan kontrastk).
    5. Derin anestezi - (0.2 ml / kg 0.1) embutramide, embutramid, tetrakain hidroklorür, enjekte edilebilir bir çözelti letal dozun enjeksiyonu ile sıçan öldürülür.
    6. olmayan bir emilebilir 4-0 sütür ile vena kava caudalis abdominal aorta bağlanır ve.
    7. 2 kelepçeler - 1 ile açık yara alanı kapatın. 4 ° C'de (perfüzyon çözeltisi sertleştirme) 24 saat süre ile sıçan saklayın.
    8. Sırtında sıçan yerleştirin. arka bacaklarda yaymak ve yapışkan bant ile bunları düzeltmek.
    9. bir neşter (No. 10) ile uzunlamasına bir kesi ile odasının üstünde cildi açın.
    10. odasından bağ dokusu ve kesme makasları ve microforceps kullanarak döngü pedikülü çıkarın. kesme makasları ile oda açıklığından 1 cm bir mesafede halka pedikül kesin ve bölmeyi çıkarın.
    11. Odanın kapağını açın ve dikkatlice forseps ile odasından yapı kaldırmak ve oda 24 saat süreyle% 4 tamponlu formalin çözeltisi içinde bunu düzeltmeksıcaklık. Daha sonra 3D mikro-bilgisayarlı tomografi ya da parafin gömülü histolojik analiz 30 için yapı kullanabilirsiniz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Doku mühendisliği
Kemik doku mühendisliği amacıyla, farklı kemik yerine kullanılan bir dizi küçük hayvan sıçan AV döngü modeli 27,28,33,34 implante edildi. Damarlanma mükemmel 3D mikro-bilgisayarlı tomografi (mikro-CT) (Şekil 3A) tarafından ortaya olabilir. işlenmiş sığır süngerimsi kemik (PBCB) matris vaskülarizasyon vaskülarizasyonu olmadan grubuna göre döngü grubunda anlamlı olarak yüksek bulunmuştur. Bir sürekli büyüyen ve olgunlaşm...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

On yıldan fazla bir başarıyla küçük hayvan modelinde in vivo arteriovenöz (AV) doku mühendisliği amaçlı döngü ve eğitim anjiyogenez kullandık. Bu mikro modeli farklı dokular mühendislik ve aynı zamanda anjiyojenez veya antianjiyogenez çalışmaları için kullanılabilir çok uygun olduğunu göstermek olabilir.

Mevcut / Alternatif Yöntemler Göre Tekniği Önemi
Engineered doku veya organlar defekt bölgesine 41 içine naklinden sonra onların hayatta kalma ve ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

Biz AV döngü araştırmaları destekleyen aşağıdaki kurumlara teşekkür etmek istiyorum: Staedtler Stiftung, Dr. Fritz Erler Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH şirketi, DFG, Toplumsal Cinsiyet IZKF / ELAN / EFI / Office ve Çeşitlilik, Forschungsstiftung MEDIZIN Erlangen-Nürnberg (FAU), AO Vakfı Manfred Roth Stiftung, Xue Hong, Hans Georg Geis Vakfı, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Almanya ve Yüksek Eğitim Bakanlığı ve Bilimsel Araştırma, Irak Friedrich-Alexander Üniversitesi. Biz onların mükemmel teknik destek için Stefan Fleischer, Marina MILDE Katrin Kohn ve Ilse Arnold-Herberth teşekkür etmek istiyorum.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0,9 sodyum klorürBerlin-Chemie AG34592508
11-0 Etilon / poliamid 6/6EthiconEH7438G
4-0 Vicryl / poligalaktin 910EthiconV392H
6-0 Prolene / polipropilenEthicon8695H
alüminyum spreyPharma Partner Vertriebs-GmbH1020
antiseptikler BODE Chemie GmbH 
Kateter B Braun Meslungen AG4251612-02
kontrast maddeFlowtech  MV-122
embutramid, mebezonyum iyodür, tetrakain hidroklorür enjekte edilebilir çözelti Intervet International GmbH
encre de chine yoğun Hint mürekkebiLefranc & Burjuva
EnrofloxacinBayer AG
göz merhemiBayer AG
Formalin% 4CarlRoth GmbH & Co. KGP087.4
HeparinRatiopharm GmbH
izofluran ve nbsp;Abbott Laboratuvarları6055482
Lewis sıçan, erkekCharles River Laboratuvarları
Metamizol-Natrium Ratiopharm GmbH
papaverine / Paveron NLinden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH
tramadol / TramalGrü nenthal GmbH

Kaynaklar

  1. Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288 (5791), 551-556 (1980).
  2. DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312(2014).
  3. Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
  4. Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114 (3), 650-657 (2013).
  5. Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
  6. Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51 (3), 347-364 (1996).
  7. Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (2), 399-404 (2009).
  8. Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18 (8), 1491-1508 (2014).
  9. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15 (2), 159-169 (2009).
  10. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386 (6626), 671-674 (1997).
  11. Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).
  12. Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319 (16), 2409-2417 (2013).
  13. Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31 (4), 654-663 (2007).
  14. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90 (3), 195-221 (2009).
  15. Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15 (6), 1110-1126 (2012).
  16. Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19 (1), 227-238 (2015).
  17. Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14 (3), 487-493 (2015).
  18. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22 (1), 18-27 (2014).
  19. Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3 (8), 1236-1244 (2015).
  20. Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3 (12), 1535-1543 (2014).
  21. Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (1), 232-239 (2016).
  22. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. , (2015).
  23. Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8 (1), 015004(2016).
  24. Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12 (9), 2685-2693 (2006).
  25. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  26. Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
  27. Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19 (6), 479-486 (2013).
  28. Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13 (7), 1549-1560 (2007).
  29. Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23 (5), 419-427 (2012).
  30. Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2501-2511 (2009).
  31. Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13 (9-10), 480-487 (2007).
  32. Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21 (1-2), 96-105 (2015).
  33. Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12 (7), 1721-1731 (2006).
  34. Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129 (1), 55e-65e (2012).
  35. Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10 (3), 716-726 (2006).
  36. Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046(2013).
  37. Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14 (1-2), 267-274 (2010).
  38. Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75 (1), 25-33 (2008).
  39. Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13 (10), 4166-4175 (2009).
  40. Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112(2014).
  41. Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  42. Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
  43. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  44. Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86 (3), 254-258 (2015).
  45. Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47 (6), 378-383 (2015).
  46. Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation? Plast Reconstr Surg. 112 (6), 1636-1644 (2003).
  47. Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32 (6), 1536-1541 (2012).
  48. Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38 (4), 217-223 (2006).
  49. Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis? Handchir Mikrochir Plast Chir. 46 (2), 105-107 (2014).
  50. Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27 (7), 623-629 (2007).
  51. Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
  52. Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872(2014).
  53. Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94(2012).
  54. Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering--is there a rationale? J Cell Mol Med. 17 (10), 1197-1206 (2013).
  55. Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22 (4), 267-274 (2014).
  56. Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25 (4), 273-280 (2015).
  57. Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9 (Suppl 2), 57-70 (2015).
  58. Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (7), 2153-2156 (2010).
  59. Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7 (8), 654-664 (2013).
  60. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  61. Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18 (7), 1478-1485 (2014).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Arterioven z LoopMikrocerrahi Yakla mAnjiyogenez al malar3B G r nt lememm nohistolojiDokular n nvask larizasyonuB y me Fakt r AnaliziKamara mplantasyonu

İlgili makaleler