Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Murine Ince bağırsak INTRAEPİTELYAL lenfosit intravital görüntüleme

8K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/59853

⸱

24 Haziran 2019

 , 
1Center for Immunity and Inflammation, Department of Pathology, Immunology and Laboratory Medicine, Rutgers New Jersey Medical School

Bu makalede

Özet

Biz GFP etiketli γδ IELS görselleştirmek için bir yöntem açıklamak, ters dönen disk konfoksel mikroskobu tarafından murine ince bağırsak intravital görüntüleme kullanarak. Bu teknik, 4 h 'ye kadar mukoza içindeki canlı hücrelerin takibini sağlar ve çeşitli bağırsak immün-epitelyal etkileşimleri araştırmak için kullanılabilir.

Özet

İntraepitelyal lenfositler γδ T hücre reseptörü (γδ ITO) intestinal epitelin bağışıklık gözetiminde önemli bir rol oynamaktadır. Γδ T hücre reseptörü için kesin bir ligand eksikliği kısmen nedeniyle, γδ IEL aktivasyonu ve fonksiyonları in vivo düzenlenmesi bizim anlayış sınırlı kalır. Bu, γδ IEL fonksiyonunun düzenlenmesi ve bu hücrelerin yerel mikroortama yanıt vermesiyle ilgili sinyalizasyon yollarını sorgulamak için Alternatif stratejilerin gelişmesini gerektirir. Γδ IELS, patojen translocation sınırlamak için yaygın olarak anlaşılabilse de, intravital görüntüleme kullanımı istikrarlı devlet ve invaziv patojenlere yanıt olarak IEL/epitelyal etkileşimlerin uzayotemporal dinamiklerini anlamak için kritik öneme sahiptir. Bu belgede, ters dönen disk konfoksal lazer mikroskobu kullanarak bir GFP γδ T hücreli muhabir Mouse 'un küçük bağırsak mukozasında IEL göç davranışlarını görselleştirmede bir protokol sunuyoruz. Bu yaklaşımın maksimum görüntüleme derinliği iki foton lazer tarama mikroskopinin kullanımına göre sınırlı olsa da, Spinning disk konfoderi lazer mikroskobu, yüksek hızda görüntü edinimi ile azaltılmış fotokleaching ve fotohasar. 4D görüntü analiz yazılımını kullanarak, T hücresi gözetim davranışı ve komşu hücrelerle etkileşimleri, bağırsak mukozası içinde IEL aktivasyonu ve fonksiyonu konusunda ek bilgi sağlamak için deneysel manipülasyon aşağıdaki analiz edilebilir.

Giriş

İntraepitelyal lenfositler (IEL) intestinal epitelin içinde yer alır ve hem Bodrum membranı boyunca hem de lateral hücre içi uzayda bitişik epitelyal hücreler arasında bulunur1. Her 5-10 epitelyal hücreler için yaklaşık bir IEL vardır; Bu iels, intestinal epitelyal bariyer2' nin büyük genişinde bağışıklık gözetimi sağlamak için nöbetçiler olarak hizmet vermektedir. Γδ T hücre reseptörü (TCR) ifade eden IELs, murine ince bağırsaktaki toplam IEL nüfusunun% 60 ' una kadar oluşur. Γδ T-Cell-eksikliği fareler içinde çalışmalar intestinal yaralanma, inflamasyon ve enfeksiyon yanıt olarak bu hücrelerin büyük ölçüde koruyucu rol göstermek3,4,5. Tcrd nakavt fare6neslini rağmen γδ IEL biyolojisinin anlayışımız, γδ TCR tarafından tanınan ligin henüz7tanımlanmasına bağlı olarak sınırlı kalır. Sonuç olarak, bu hücre nüfusunu incelemek için araçların olmaması, fiziksel ve patolojik koşullarda γδ TCR aktivasyonu ve fonksiyonunun rolünü araştırmayı zorlaştırdı. Bu boşluğu doldurmak için γδ IEL göç davranışlarını ve komşu enteranositlerle olan etkileşimleri, γδ IEL fonksiyonu ve dış uyaranlara yanıt verme konusunda ek bilgi sağlamak için bir araç olarak görselleştiren canlı görüntüleme teknikleri geliştirdik.

Son on yıl içinde, intravital görüntüleme önemli ölçüde bağırsak biyolojisinin çoklu yönleriyle ilgili moleküler olayların anlayışımızı genişletti, epitelyal hücre dökülme dahil olmak üzere8, epitelyal bariyer fonksiyonunun düzenlenmesi9 ,10, luminal içeriğin miyeloid hücre örnekleme11,12, ve ev sahibi-mikrobe etkileşimleri11,13,14,15,16 . İel biyolojisi bağlamında, intravital mikroskopi kullanımı, iel motilitesi 'nin yer alan dinamiklerine ve gözetim davranışlarına arabuluculuk edici faktörlere ışık tutmıştır13,14,15, 16 yaşında. TcrdH2BeGFP (tcrdegfp) muhabiri fareler, hangi Etiketler γδ iels nükleer Gfp ifade tarafından17, ortaya γδ iels son derece epitelyum içinde hareketli ve sergiler mikrobiyal duyarlı benzersiz bir gözetim davranışı enfeksiyon17,13,14. Son zamanlarda, başka bir γδ T hücre muhabiri fare geliştirilen (Tcrd-GDL) hangi sitoplazmada Gfp ifade tüm hücrenin görselleştirme izin18. Benzer metodoloji, özel kemokin reseptörlerinin gerekliliğini araştırmak için kullanılmıştır, örneğin G protein-bağlantılı reseptör (GPCR)-18 ve-55, IEL motilitesi19,20dinamikleri üzerinde. Hücreye özgü bir muhabir yokluğunda, CD8α karşı Floresan konjuite antikorları görselleştirmek ve iz hareket için kullanıldı19,20. Iki-foton lazer tarama mikroskobu yaygın intravital görüntüleme için kullanılan rağmen, Spinning disk konfeti lazer mikroskopinin kullanımı minimal arka plan gürültüsü ile yüksek hız ve yüksek çözünürlüklü çok kanallı görüntüleri yakalamak için benzersiz avantajlar sağlar. Bu teknoloji, bağırsak mukozasının kompleks mikroortamında bağışıklık/epitelyal etkileşimlerin uzamsal dinamiklerini hafifletmek için idealdir. Dahası, çeşitli transjenik ve/veya nakavt fare modellerinin kullanımı sayesinde, bu çalışmalar bağırsak immün ve/veya epitelyal hücre fonksiyonunun moleküler düzenlemesine ilişkin bilgi sağlayabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Rutgers New Jersey Tıp Fakültesi Karşılaştırmalı Tıp kaynakları tarafından onaylanan protokollere göre, tüm çalışmalar laboratuar hayvan bakımı (AALAC) değerlendirme ve Akreditasyon Birliği 'nde yapılmıştır.

1. fare hazırlama

Not: Aşağıdaki prosedür, hayvan hazırlığı ve cerrahisi de dahil olmak üzere, 30 – 40 dakika sürer. ameliyattan önce, mikroskobu açın ve 37 °C ' ye mikroskop üzerinde kapalı kuluçta ısınır.

  1. Bernard malissen (ıNEKM, Paris, Fransa) elde edildi bir C57BL/6 arka planda 8 – 10 hafta eski TcrdEGFP fareler üzerinde deneyler gerçekleştirin. IAŞUC onaylı prosedüre göre, hayvanın ağırlığına dayalı ketamin (120 mg/kg) ve xylazine (10 mg/kg) ile IP enjeksiyonu ile fare anestezize. Solunum hızı (dakika başına 55 – 65 nefes)21, Toe tutam ve palpebral refleks ile anestezi seviyesini değerlendir.
  2. Cerrahi uçak anestezi ulaşıldığında, rektal termometre tarafından izlenebilir vücut sıcaklığını korumak için bir Isıtma Pad teyp kullanarak fare arka bacakları güvenli. Anestezinin kapalı olduğunu gösteren işaretler varsa (örneğin, artan Solunum oranı, yanıp sönen ve/veya göz kasının palpebral refleksi tepkisi), fare tamamen yatıştırıcı olana kadar bir kerede 50 μL ketamin/xylazine yeniden yönetiliyor.
  3. % 315 μL (10 mg/mL) ile 50 μL Hoechst 33342 seyreltilmesiyle nükleer boya hazırlayın% 0,9 tuzlu; Son konsantrasyon 37,5 mg/kg (200 μL yaklaşık hacim) fare ağırlığını temel alır. Fare anestezi yapıldıktan sonra, Retro-orbital venöz sinüs aracılığıyla tüberkülin şırınga kullanarak Hoechst yavaşça enjekte.
    Not: Wait 1 – 2 dakika sonra sonraki adıma geçmeden önce cilt dolaşım hacmi, Retro-orbital enjeksiyon aşağıdaki değişmesine izin vermek.
  4. Kurutulmalarını önlemek için gözlerinin üzerine küçük bir miktarda yağlayıcı yerleştirin.

2. fare cerrahisi: laparootomi Intestinal mukoza maruz

  1. Alt karın orta çizgisi boyunca cilt ve peritonum üzerinden 2 cm dikey kesi yapın, bağırsak bölgesini harici olarak görüntülendirin.
  2. Açılı forseps kullanarak, dikkatli bir şekilde periton boşlukta çekum çekin ve görüntülenmiş küçük bağırsak alanını belirleyin. Bu süreçte mezenterik kan damarlarını gözyaşı değil dikkatli olun. Olası hasarı veya kanama en aza indirmek için, kapma veya forseps ile bağırsak pinching kaçının.
  3. Minimal dışkı içeriği içeren görüntüleme için ince bağırsak (2 – 3 cm) uygun bir bölgeyi bulun. Dikkatle çekum ve kalan ince bağırsak periton boşluğa dönmek, dış ilgi segmenti bırakarak.
    Not: Bu adım sırasında çekum delip veya mezenterik damar bozmadan kaçının.
  4. Kan damarlarının arasında altta yatan mesenterin her iki tarafında forseps Iki çift yerleştirin ve hafifçe membran bir delik oluşturmak için birlikte forseps ipuçları RUB (Şekil 1)22. Bu iğne bağırsak altında periton boşluğu kapatırken mezenter geçmesine izin verecektir.
  5. Bağırsak döngüsünü harici tutarken kesi kapatın. Açılı forseps ve 5 cm sütür bağlı eğri, konik nokta iğne kullanarak, peritonumun bir tarafına nüfuz, önceki adımda yapılan delik üzerinden gidin ve periton astar diğer tarafına kadar. Üst üste bir dikiş koyun, ve başka kesi alt yakın.
    Not: Bu adımda damar hasarına zarar vermemek.
  6. Altta yatan peritonumun önceki dikişleri arasında, kesi ortasında bir dikiş yerleştirerek, bağırsak döngüsünün altındaki cildi kapatmak için bu işlemi tekrarlayın.
    Not: Yalnızca görüntülenmiş olan alanı dışlaştırmak önemlidir; Bu, görüntüleme sırasında yabancı hareketi azaltacaktır. Mezenterik arterlerin bağlamadan kaçıntığınızdan emin olun.
  7. Anti-mezenterik sınır boyunca bir perforasyon hattı yapmak için bir elektroautery kullanın. Cauterization hemen sonra, ek ısı kaynaklı doku hasarı önlemek için bağırsak yüzeyine birkaç damla su uygulayın. Bir Kimwipe ile Blot kalıntı su kaldırmak için.
  8. Vannas makas kullanarak koterize doku distal kenarında küçük bir yatay yarık kes ve dış doku segmentinin proksimal ucuna doğru koterize hat uzunluğu boyunca kesmek için devam (yaklaşık 1,5 cm uzunluğunda) Mukozal ortaya çıkarmak için Yüzey.
    Not: Gerekirse, açık mukozal yüzeyde kalan aşırı dışkı içeriğini yavaşça kaldırmak için forseps kullanın.
  9. Nemlendirilmiş hale gelen doku önlemek için nemli bir Kimwipe ile fare karın kapağı. Kapalı bir gemide mikroskop için fareyi taşıma.

3. Spinning disk Confocal Microkopi tarafından görüntü edinme

  1. Pipet 150 μL 1 μM AlexaFluor 633 HBSS üzerinde cam kapak üzerine bir 35 mm tabak altında. Açılan mukozal yüzey doğrudan coverslip temas böylece fareyi konumlandırın.
  2. Mikroskobun kafasını eğin ve fareyi ön ısıtılmış bir kuluçta görüntüleme aşamasında yer alan coverkayması çanak üzerine yerleştirin. Alternatif olarak, vücut sıcaklığını korumak için bir Isıtma battaniye ile fareyi kapak.
  3. Görüntüleme yazılımını başlatın. Her lazer için uyarma yoğunluğu ve pozlama süresi, sırasıyla photobleaching önlemek ve zaman noktaları arasındaki aralığı en aza indirmek için, 10 – 15 mW veya 120 – 150 MS geçmemelidir. Kare ortalamasını "2" olarak ayarlayın ve arka plan gürültüsünü azaltmak için EM kazanç fonksiyonunu açın. Piksel boyutunun doğru ölçülmesini sağlamak için 63x objektif kalibrasyonunu seçin.
    Not: Yukarıda ayrıntılı ayarlar ilk başvuru sağlamak içindir, ancak bireysel mikroskop konfigürasyonlarına bağlı olarak farklılık gösterecektir.
  4. 405 nm lazer ve 20X hava amacı kullanarak, Villi bir alan bulmak için çekirdekleri görselleştirmek fark hareketi eksikliği veya göz ile drift. Respirasyon, peristalsis veya kalp atışı nedeniyle artifaktüel hareketinin alanlarını kaçının.
  5. XY taraması kullanarak, ilgi alanının XY koordinatını kaydedin ve gliserol daldırma 63X hedefe geçin.
  6. 405 nm kanalında 1 dakikaya kadar canlı bir görüntü alarak seçilen alandaki Villi 'nin istikrarlı olduğunu onaylayın.
  7. 405 nm kanalında canlı bir görüntü alırken, odağı, villöz ucunun hemen altındaki ortogonal düzlem bulmak için ayarlayın. Bir 1,5 μm adım kullanarak, yaklaşık 15 – 20 μm çekirdekleri çözmek zor kadar villus aşağı villöz ucu epitelin hemen altında başlayan Z-yığınları kazanın.
    Not: Yukarıda açıklanan pozlama sürelerini kullanarak üç kanal (405, 488, 640 Nm) ile görüntüleme yaparken, üç kanal yaklaşık 20 s aralıklarla sırayla elde etmek mümkündür.
  8. Analiz modunda yazılımı açın, 3-5 dk satın başlamadan sonra, görüntü istikrarı ve γδ IEL motilitesi onaylamak için. Villi her alan için 30 – 60 dk görüntüleri almaya devam edin. Her fare için 2 – 3 alan kaydedin. Görüntüleme sırasında, fareyi her 5 dakikada bir izleyin.
    Not: Anestezi kapalı giymeye başlarsa, bir defada 50 μL ketamin/xylazine yönetmek için fare boynuna hafifçe scruff için forseps kullanın. Anestezi seviyelerini izlemeye devam edin ve gerektiğinde yeniden yönetin.
  9. Tek bir fare 4 saat daha uzun görüntü için tavsiye edilmez. Görüntü edinme tamamlandığında, bilateral pnömotoraks tarafından izlenen servikal çıkığı tarafından fareler feda.

4.4D analiz görüntüleri

  1. Doğrudan 4D Rendering yazılımına görüntüleme dosyalarını içe aktarın.
  2. IELS ve Lumen için ayrı yüzeyler oluşturun, ardından Tablo 1 ' de ilk başvuru olarak özetlenen parametreleri kullanarak yüzeyleri zamanla izleyin. IELS için, belirtilen tohum noktası çapını kullanarak dokunmadan nesneleri Böl özelliğini etkinleştirin.
  3. IEL motilitesi belirlemek için autoregressive izleme algoritmasını kullanın. İzleme algoritması göreceli olarak doğru olsa da, her bir IEL için parçaları görsel olarak incelemek zorunludur. Bir parça yanlışsa, parçaları Düzenle sekmesinin altında bağlantıyı kes ve Bağlan işlevlerini kullanarak düzeltin.
  4. Her Ito lümene uzaklığı belirlemek için, lümen yüzeyini seçin ve araç menüsü altında mesafe dönüşümü işlevini gerçekleştirin. Sorulduğunda, dış yüzey'ı seçin. Hesaplanan bir kez, uzaklık dönüşümü 4 kanal olarak görüntülenir.
  5. 4. kanalın yoğunluğu min 'yi, lateral hücre içi alan (LIS) içinde bulunan γδ IELS 'i seçmek için filtreleyin. Bu değer, sütunlu epitelyal hücrenin yüksekliğine bağlı olarak 15 μm ' ye yakın olmalıdır. Bu aralıktaki toplam γδ IELS 'in yüzdesi, LIS 'deki γδ IELs frekansı olarak bildirilir.
  6. Daha fazla analiz için, dahil istatistiksel veri ihracat: IEL parça hızı, parça deplasman, parça düzlük ve parça uzunluğu. Alternatif olarak, Vantage modülünü kullanarak verileri analiz edin. Denemeye bağlı olarak, LIS veya IEL/epitelyal etkileşimler içinde bekleme süresi de dahil olmak üzere elde edilen verilerden ek ölçümler alın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

TcrdEGFP muhabiri fareler intravital görüntüleme kullanarak, daha önce bu γδ IELs bir dinamik gözetim davranışı, hangi onlar Bodrum membranı boyunca göç ve lateral hücre içi boşluk (LIS) içine sabit olarak epitelyum devriye sergiler göstermiştir (Şekil 2, Film 1).

Bu yaklaşım, belirli hücre sinyalizasyon yollarının ve/veya reseptörlerin inhibisyonu γδ IOL göç davranışını nasıl etkilediğini değerlendirmek için de kullanılabilir. Örneğin, interlösin...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

İntravital mikroskopi tekniklerinin geliştirilmesi, hücre içi yapıların8,9,22, hücreli hücre etkileşimleri12' nin yeniden yapılanma izlemek için görülmemiş bir fırsat sağladı 25 ve hücre göç davranışı13,14,15,16,26...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa etmesi gereken hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Bu çalışma NıH R21 AI143892, New Jersey Sağlık Vakfı Grant, Busch Biyomedikal Grant (KLE) tarafından desteklenmektedir. Madeleine hu 'ya, el yazması düzenlemede yaptığı yardım ve temsili sonuçlarında gösterilen verileri sağlamak için teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
35 mm çanak, No. 1.5 LamelMatTekP35G-1.5-14-C
Alexa Fluor 633 HidrazidInvitrogenA30634
BD PrecisionGlide Hipodermik iğneler - 27 GThermo Fisher Scientific14-826-48
BD Kayma Uçlu Steril Şırınga - 1 mLThermo Fisher Scientific14-823-434
BD Tüberkülin ŞırıngaThermo Fisher Scientific14-829-9
Diseksiyon makasıThermo Fisher Scientific08-940
ElektrokoterThermo Fisher Scientific50822501
Kapalı kuluçka odasıOKOLABMikroskop
Göz İğneleri, Boyut # 3; 1/2 Daire, Konik Nokta, 12 mm Akor UzunluğuRobozRS-7983-3
Hank's Dengeli Tuz ÇözeltisiSigma-Aldrich55037C
Hoechst 33342InvitrogenH3570
Imaris (v. 9.2.1) Start, Track, XT modülleri ileBitplaneYazılımı
Ters DMi8LeicaMikroskop
(v. 3.6.3)AndorYazılımı
KetaminPutneyAnestezi
KimwipesVWR21905-026
McPherson-Vannas makas 3" (7,5 cm) Uzun 5 x 0,15 mm Düz KeskinRobozRS-5600
Emilmeyen cerrahi sütür, İpek Makara, Siyah ÖrgülüFisher ScientificNC0798934
Nugent Forseps 4.25" (11 cm) Uzun Açılı Pürüzsüz 1.2 mm UçRobozRS-5228
Puralube Veteriner MerhemDechraKayganlaştırıcı Göz Merhemi
İplik diski Yokogawa CSU-W1, 63x 1.3 N.A. HC PLAN APO gliserol daldırma objektifi, iXon Life 888 EMCCD kamera, 405 nm diyot lazer, 488 nm DPSS lazer, 640 nm diyot lazerAndorKonfokal sistem
KsilazinAkornAnestezi
IQ3

Kaynaklar

  1. Cheroutre, H., Lambolez, F., Mucida, D. The light and dark sides of intestinal intraepithelial lymphocytes. Nature Reviews Immunology. 11 (7), 445-456 (2011).
  2. Hu, M. D., Edelblum, K. L. Sentinels at the frontline: the role of intraepithelial lymphocytes in inflammatory bowel disease. Current Pharmacology Reports. 3 (6), 321-334 (2017).
  3. Chen, Y., Chou, K., Fuchs, E., Havran, W. L., Boismenu, R. Protection of the intestinal mucosa by intraepithelial gamma delta T cells. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 99 (22), 14338-14343 (2002).
  4. Swamy, M., et al. Intestinal intraepithelial lymphocyte activation promotes innate antiviral resistance. Nature Communications. 6, 7090(2015).
  5. Dalton, J. E., et al. Intraepithelial gammadelta+ lymphocytes maintain the integrity of intestinal epithelial tight junctions in response to infection. Gastroenterology. 131 (3), 818-829 (2006).
  6. Mombaerts, P., et al. Spontaneous development of inflammatory bowel disease in T cell receptor mutant mice. Cell. 75 (2), 274-282 (1993).
  7. Willcox, B. E., Willcox, C. R. gammadelta TCR ligands: the quest to solve a 500-million-year-old mystery. Nature Immunology. 20 (2), 121-128 (2019).
  8. Marchiando, A. M., et al. The epithelial barrier is maintained by in vivo tight junction expansion during pathologic intestinal epithelial shedding. Gastroenterology. 140 (4), e1201-e1202 (2011).
  9. Marchiando, A. M., et al. Caveolin-1-dependent occludin endocytosis is required for TNF-induced tight junction regulation in vivo. Journal of Cell Biology. 189 (1), 111-126 (2010).
  10. Yu, D., et al. MLCK-dependent exchange and actin binding region-dependent anchoring of ZO-1 regulate tight junction barrier function. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 107 (18), 8237-8241 (2010).
  11. Chieppa, M., Rescigno, M., Huang, A. Y., Germain, R. N. Dynamic imaging of dendritic cell extension into the small bowel lumen in response to epithelial cell TLR engagement. Journal of Experimental Medicine. 203 (13), 2841-2852 (2006).
  12. McDole, J. R., et al. Goblet cells deliver luminal antigen to CD103+ dendritic cells in the small intestine. Nature. 483 (7389), 345-349 (2012).
  13. Edelblum, K. L., et al. Dynamic migration of gammadelta intraepithelial lymphocytes requires occludin. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 109 (18), 7097-7102 (2012).
  14. Edelblum, K. L., et al. gammadelta Intraepithelial Lymphocyte Migration Limits Transepithelial Pathogen Invasion and Systemic Disease in Mice. Gastroenterology. 148 (7), 1417-1426 (2015).
  15. Hu, M. D., et al. Epithelial IL-15 Is a Critical Regulator of gammadelta Intraepithelial Lymphocyte Motility within the Intestinal Mucosa. Journal of Immunology. 201 (2), 747-756 (2018).
  16. Hoytema van Konijnenburg, D. P., et al. Intestinal Epithelial and Intraepithelial T Cell Crosstalk Mediates a Dynamic Response to Infection. Cell. 171 (4), 783-794 (2017).
  17. Prinz, I., et al. Visualization of the earliest steps of gammadelta T cell development in the adult thymus. Nature Immunology. 7 (9), 995-1003 (2006).
  18. Sandrock, I., et al. Genetic models reveal origin, persistence and non-redundant functions of IL-17-producing gammadelta T cells. Journal of Experimental Medicine. 215 (12), 3006-3018 (2018).
  19. Wang, X., Sumida, H., Cyster, J. G. GPR18 is required for a normal CD8alphaalpha intestinal intraepithelial lymphocyte compartment. Journal of Experimental Medicine. 211 (12), 2351-2359 (2014).
  20. Sumida, H., et al. GPR55 regulates intraepithelial lymphocyte migration dynamics and susceptibility to intestinal damage. Sci Immunol. 2 (18), (2017).
  21. Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. Monitoring of vital signs for long-term survival of mice under anesthesia. Cold Spring Harbor Protocols. 2 (2), (2011).
  22. Watson, A. J., et al. Epithelial barrier function in vivo is sustained despite gaps in epithelial layers. Gastroenterology. 129 (3), 902-912 (2005).
  23. Lodolce, J. P., et al. IL-15 receptor maintains lymphoid homeostasis by supporting lymphocyte homing and proliferation. Immunity. 9 (5), 669-676 (1998).
  24. Ma, L. J., Acero, L. F., Zal, T., Schluns, K. S. Trans-presentation of IL-15 by intestinal epithelial cells drives development of CD8alphaalpha IELs. Journal of Immunology. 183 (2), 1044-1054 (2009).
  25. Knoop, K. A., et al. Antibiotics promote the sampling of luminal antigens and bacteria via colonic goblet cell associated antigen passages. Gut Microbes. 8 (4), 400-411 (2017).
  26. Sujino, T., et al. Tissue adaptation of regulatory and intraepithelial CD4(+) T cells controls gut inflammation. Science. 352 (6293), 1581-1586 (2016).
  27. Zhang, B., et al. Differential Requirements of TCR Signaling in Homeostatic Maintenance and Function of Dendritic Epidermal T Cells. Journal of Immunology. 195 (9), 4282-4291 (2015).
  28. Chennupati, V., et al. Intra- and intercompartmental movement of gammadelta T cells: intestinal intraepithelial and peripheral gammadelta T cells represent exclusive nonoverlapping populations with distinct migration characteristics. Journal of Immunology. 185 (9), 5160-5168 (2010).
  29. Kolesnikov, M., Farache, J., Shakhar, G. Intravital two-photon imaging of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 421, 73-80 (2015).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Gama Delta ELD nen Disk KonfokalH cre TakibiFloresan MikroskopiGama Delta T H cresiMukozal Ba kl kCanl H cre G r nt leme
Murine Ince bağırsak INTRAEPİTELYAL lenfosit intravital görüntüleme
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.