Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Hücresel Yapı ve Fonksiyonun Perturbasyonu için Genom Düzenlenmiş Hücre Hatları hücre-hücre Füzyon

8.8K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/60550

⸱

7 Aralık 2019

 , 
1Photonics Group, Department of Physics, Imperial College London, 2The Medical Research Council Cancer Unit, Hutchison/MRC Research Centre, Cambridge Biomedical Campus, University of Cambridge, 3Cambridge Institute for Medical Research, Cambridge Biomedical Campus, University of Cambridge

Bu makalede

Özet

Bu protokolün amacı, melez hücreler oluşturmak için iki farklı hücre türünü birleştirmektir. Erimiş hücrelerin floresan mikroskobu analizi hücresel organellerin menşe hücresini izlemek için kullanılır. Bu tetki, hücre yapısı nın ve fonksiyonun hücre füzyonu ile tedirginlik lere nasıl tepki verdiğinin araştırılması için kullanılabilir.

Özet

Yaşam, hücre ve organeller içinde farklı moleküler durumların izole oluşumunu sağlamak için lipid membranları içinde mekansal olarak bölümlenir. Hücre füzyonu, tek bir hücreyi oluşturmak için iki veya daha fazla hücrenin birleşmesidir. Burada iki farklı hücre türünün hücre füzyonu için bir protokol salıyoruz. Erimiş hibrid hücreler akış sitometri tabanlı sıralama ile zenginleştirilmiş, hibrid hücre yapısı ve fonksiyonufloresan mikroskobu takip. Genom düzenleme tarafından üretilen floresan etiketli proteinler erimiş hücrelerin içinde görüntülenir, hücre yapıları floresan emisyona göre tespit ve kökeni hücre tipine geri başvurulmasını sağlar. Bu sağlam ve genel yöntem, hücresel yapıyı ve işlevi bir dizi temel biyolojik soru da anlamak için farklı hücre tiplerine veya ilgi organlarına uygulanabilir.

Giriş

Hücresel yapının homeostatik bakımı yaşam için çok önemlidir. Hücreler karakteristik morfolojilere, hücre altı organel sayılarına ve iç biyokimyasal bileşimlere sahiptir. Bu temel özelliklerin nasıl oluşturulduğunu ve hastalık sırasında nasıl ters gittiklerini anlamak, onları tedirgin etmek için laboratuvar araçları gerektirir.

Hücre füzyonu iki veya daha fazla ayrı hücrenin birleşmesidir. Hücre füzyonu ökaryotik yaşamın ortaya çıkması için kritik olabilir1. İnsan vücudunda, hücre füzyonu nispeten nadirdir, sınırlı gelişimsel durumlar ve doku tipleri sırasında meydana gelen, döllenme veya kas oluşumu sırasında gibi, kemik ve plasenta2. Bu protokol, hücre yapısını ve işlevini kontrol eden mekanizmaları anlamak için bir araç olarak, farklı floresan olarak etiketlenmiş organeller ile doku kültürü hücre hatlarında hücre-hücre füzyoninin indüksiyonunu tanımlar.

In vitro indüklenen hücre-hücre füzyonu monoklonalantikorlarınüretiminde merkezi 3 , biyolojik araştırma ve hastalık tedavisi için önemli bir araçtır. Hücre füzyonu da hücre döngüsü hakimiyeti hakkında birçok farklı temel hücre biyolojik sorular sormak için kullanılmıştır4, aneuploidy5,6, hücresel yeniden programlama7,8, hasarlı nöronlarınonarımı 9, viral proliferasyon10, apoptoz11, tümörigenesis12, sitoskeletal dinamik13, ve membran füzyon14,15. Hücre-hücre füzyonu ikna etmek için laboratuvar tabanlı yöntemler16,17,18,19 bir iki iki katmanlı fiziksel birleştirme yoluyla lipid membran birleşmesi neden. Hücre füzyonu elektrik tarafından indüklenen olabilir18, viral tabanlı yöntemler17, termoplazmaik ısıtma20, transgen ekspresyonu19, ve polietilen glikol dahil kimyasallar (PEG)16,21,22.

Centrozsomes hücresel şekil, hareketlilik, polarizasyon ve bölüm23kontrol mikrotübül organize merkezleri vardır. Centrozomal kökler,24 protein rootletini içeren centrozomlardan yayılan lifli yapılardır (CROCCgeni tarafından kodlanmıştır). Biz son zamanlarda nasıl centrosome pozisyon ve sayı ebeveyn hücreleri24göre heterokaryoniçinde değişir anlamak için hücre-hücre füzyon kullanılır. Bu yöntemin kullanımının arkasındaki mantığı farklıfloresan floresan etiketli ebeveyn hücrelerinin füzyon sonra bir heterokaryon içinde köklerin kökeni hücre izlemek için, ve böylece görüntü organel füzyon ve fizyon için. Floresan etiketli proteinler rootletin-meGFP veya rootletin-mScarlet-I, daha sonra PEG aracılı hücre füzyonu ile eritilen ayrı hücre hatlarında genom düzenleme tarafından oluşturulur. Akış sitometrisi ve daha sonraki floresan mikroskobu ile erimiş hücreleri tanımlamak için hücre boyalarının(Malzeme Tablosu)kullanımını ve daha sonra menşe ve morfolojisentrozom hücresinin tanımlanmasını tanımlarız (Şekil 1). Bu yaklaşım, hücre homeostazı üzerine organel sayısı da dahil olmak üzere hücresel devlet büyük değişiklikler nasıl incelenmesi için sağlam ve benzersiz bir yöntemdir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Diferansiyel Floresan Hücre Etiketleme

  1. CRISPR Cas9 ile gen etiketleme
    1. CrispR Cas9 genom düzenlemesini kullanarak insan kanser hücresi hatlarındaki floresan proteinler meGFP veya mScarlet-I ile rootletin (veya diğer ilgi genlerini) etiketleyin.
      NOT: Genom düzenleme için ayrıntılı protokoller başka bir yerde24,25,26kapsamaktadır.
  2. Floresan boya etiketleme
    1. 37 °C'de %10 fetal sığır serumu (FBS), L-glutamin ve 37 °C'de 100 μg/mL penisilin/streptomisin ve %5 CO 2 nemli bir inkuvtörde %5 CO2 ile desteklenen Dulbecco'nun modifiye Eagle ortamında (DMEM) Cal51 insan kanser hücrelerini yetiştirin.
      NOT: Hücrelerin mikoplazma kontaminasyonu yokluğunda ve hücre hattının kimliği için düzenli olarak kontrol edilmesini sağlamak önemlidir. Kültürde kapsamlı olarak geçiş yapmış hücreleri kullanmayın (>15 pasajlar). Hücreler sağlıklı ve katlanarak büyüyen olmalıdır. Az birleşimden veya aşırı birleşmeden kaçının.
    2. Her hücre tipini (rootletin-meGFP, rootletin-mScarlet-I ve ebeveyn etiketsiz Cal51 hücreleri) böylece ~6 x 106 hücre her örnek için ertesi gün 70−90%'lik bir birleşmeyle hazır bulunun.
      NOT: Bu yaklaşık bir T75 doku kültürü şişesi veya hücre tipi başına bir 10 cm çanak. Ebeveyn etiketlenmemiş hücreler daha sonra protokolde negatif denetim olarak gereklidir. Bu protokol ~ 20.000 erimiş hücrelerin üretimi için izin verir, ancak bu sayı toplu daha fazla sayıda protokol ölçekleme yoluyla artırılabilir.
    3. Ertesi gün, prewarm DMEM, tripsin ve 1x fosfat tamponlu salin (PBS) 37 °C'de bir su banyosuna yerleştirerek.
    4. Orta dökerek veya azarlayarak ve 10 mL PBS ile değiştirerek rootletin-meGFP ve rootletin-mScarlet-I hücrelerini PBS'de 2x yıkayın.
    5. Etiket Cal51 rootletin-meGFP hücreleri 500 nM menekşe hücre boyası ekleyerek(Tablo Malzemeler) PBS oda sıcaklığında 1 dakika (RT).
    6. Etiket Cal51 rootletin-mScarlet-I hücreleri RT 1 dakika için PBS 200 nM uzak kırmızı hücre boyası(Malzeme Tablosu)ekleyerek.
      NOT: Floresan lekelenmeden sonra numuneleri mümkün olan her yerde ışıktan koruyun, floresan fotobeyazrlamasını önleyin.
    7. 5 dakika boyunca 10 mL DMEM ekleyerek boya etiketleme reaksiyonlarını durdurun.
    8. Etiketlenmemiş ebeveyn Cal51 hücrelerini kuvözden çıkarın (adım 1.2.2'den).
      NOT: Bu hücreler daha sonra etiketlenmemiş negatif denetimler (adım 3.3.2) olarak kullanılacaktır.
    9. Büyüme ortamını dökerek ve 10 mL PBS ile değiştirerek tüm hücreleri bir kez yıkayın.
    10. 1 mL önceden ısıtılmış 1x tripsin ile kültür koşullarında PBS ve inkübasyon 5 dakika için dökün.
    11. Hücreleri 15 mL plastik konik tüpe ve santrifüje 1000 x g'da 5 dk aktarın.
    12. Dikkatle çıkarın ve bir pipet ile hücre pelet ten tripsin atın.
    13. PBS'nin 1 mL'inde menekşe ve uzak kırmızı etiketli hücre peletlerini yavaşça askıya alın.
    14. DMEM'in 1 mL'sinde ebeveyn (floresan olmayan) hücre peletini yavaşça askıya alın ve kuvöze geri dönün.
      NOT: Bu örnek hücre-hücre füzyonundan geçmeyecek, daha sonra akış sitometrisi sırasında kullanılacaktır.

2. Hücre-Hücre Füzyonu

  1. 1 mL pipet kullanarak her hücre tipinden 0,5 mL'lik bir boruyu hafifçe birbirine doğru borulandırarak 15 mL'lik bir tüpte 3 x 106 mor etiketli hücreleri karıştırın.
  2. Kalan karışık olmayan hücreleri adım 2.1'den 5 dk için 1.000 x g'da santrifüj edin, sonra PBS'yi dökün, peleti 1 mL DMEM'de yeniden askıya alın ve kuvöze geri dönün.
    NOT: Bu kalan tek etiketli örnekler daha sonra protokolün bölüm 3'te negatif ve telafi denetimleri olarak kullanılacaktır.
  3. 5 dk için 1.000 x g adım 2.1 karışık hücreleri santrifüj ve dikkatle 1 mL pipet kullanarak PBS aspire.
  4. 30 s'lik bir süre boyunca 1 mL pipet kullanarak hücre peletine (adım 2.3) damla gibi 0,7 mL 1450 PEG çözeltisi ekleyin.
  5. RT'de 3,5 dakika bekletin.
    NOT: PEG ile kuluçka süresi hücre tipine bağlı olarak optimize edilebilir, ancak daha uzun kuluçka süresi hücre toksisitesini artırır unutmayın.
  6. 30 s için 10 mL serumsuz DMEM damlama ekleyin ve 10 dakika kuvözde bırakın.
  7. 5 dakika boyunca 1.000 x g'de aşağı doğru dön, supernatant'ı atın ve 1 mL tam ortamda (FBS içeren DMEM) hafifçe askıya alın.
    NOT: Doğrudan bölüm 3'e gidin. Peg maruziyeti ile ilişkili toksisite ve ardından akış sitometrisi ve görüntüleme vardır, bu nedenle adımlar arasında hızla ilerleyen hücreleri mümkün olduğunca kültür koşullarında tutun.

3. Erimiş Hücreleri Zenginleştirmek için Floresan Aktive Hücre Sıralaması (FACS)

  1. Her numuneyi 70 μm'lik bir filtreden ayrı ayrı bir FACS tüpüne borulayarak tüm hücreleri akış sitometrisine hazırlayın.
    NOT: Dört örnek gereklidir: erimiş hücreler, tek etiketli uzak kırmızı hücreler, tek etiketli menekşe hücreleri, etiketlenmemiş ebeveyn hücreleri. Steril doku kültürü başlığından çıkarıldıktan sonra hücreler enfekte olma kapasitesine sahiptir, bu nedenle numunelerin buradan itibaren steril olmayan bir ortama maruz kalma süresini en aza indirir. Hücreler tam DMEM ortamda sıralanır.
  2. Tek hücre sıralama yeteneğine sahip bir sitometre kullanın.
    1. Hücre ayırıcısını aseptik sıralama için ayarlayın. Üreticinin tavsiyesi ne göre cihaz kalite kontrol gerçekleştirin.
    2. Yan dağılıma karşı ileri dağılım ve çift taraflı ayrımcılık komplosu çizin.
  3. Erimiş hücreleri tanımlamak için kapılar oluşturun.
    1. 405 nm ve 635 nm dalga boylarında floresan boyaları heyecanlandırın. 450 nm ve 660 nm (sırasıyla mor ve uzak kırmızı dalga boylarında) tespit edin. Çizim çok kırmızı karşı menekşe dalga boyları.
    2. Etiketlenmemiş ebeveyn hücrelerini sitometreden geçirin ve floresan yoğunluğunu kaydedin.
      NOT: Bu taban çizgisinin üzerindeki değerler boya boyama için pozitifliği tanımlar.
    3. Sitometre ile tek etiketli menekşe hücreleri çalıştırın. Menekşenin uzak kırmızı kanala dökülmediğini doğrulayın.
    4. Sitometre ile tek etiketli çok kırmızı hücreler çalıştırın ve menekşe kanal içine çok kırmızı dökülme olduğunu onaylayın.
      NOT: Gösterilen temsili veriler için hücreler 100 μm nozula sahip bir ayıklayıcıda 20 psi olarak sıralandı.
    5. Erimiş hücrelerin adım 3.3'te oluşturulan kapılarla görülebilen hücreleri doğrulamak için füzyon örneğini kısaca çalıştırın.
  4. Sıralama akışını merkezi olarak 8 kuyulu bir görüntüleme kabına hizalayın.
  5. FACS, çift pozitif mor ve uzak kırmızı etiketli hücreler olarak doğrudan 100 μL büyüme ortamı içeren 8-well görüntüleme çanak içine mevcut erimiş hücreleri sıralamak.
    NOT: Önerilen maksimum hücre sayısı 8 kuyulu çanak başına ~50.000'dir. Sıralama sırasında hücre sağlığından emin olun. Hücre birleşimi hücre sağlığını etkileyebilir, bu nedenle görüntüleme çanağı için uygun sayıda hücre yi sıralayarak hücreleri sıralama sonrası %20−90'lık birleştirme arasında tutun. Sıralanmış her damlacık yaklaşık 3 nL kılıf sıvısı içerir. Kılıf sıvısının sıralama sırasında büyüme ortamını önemli ölçüde sulandırmadığından emin olun.
  6. Sıralamadan hemen sonra hücreleri kuvöze geri götürün ve >2 saat veya gece boyunca bekleyin.
    NOT: Yapışık hücreler bu dönemde, sıralamadan itibaren, coverslip'e kademeli olarak yeniden yapışır ve bu nedenle doğrudan mikroskoba götürülürlerse morfolojileri zamanla değişir.

4. Hücre-Hücre Füzyonlarının İmmünofloresan Boyanışı ve Görüntüleme

NOT: Erimiş hücreler, gerekli deneylere ve ölçümlere bağlı olarak canlı olarak veya fiksasyon dan sonra ve daha fazla floresan boyama (veya her ikisi) görüntülenebilir.

  1. Canlı hücre görüntüleme
    1. Büyüme ortamını fenol kırmızısı olmadan görüntüleme ortamıyla değiştirin(Malzeme Tablosu)ve doğrudan görüntülemeye geçin.
  2. Fiksasyon ve boyama
    1. PBS'de taze %4 paraformaldehit (PFA) hazırlayın.
    2. Hücreleri 100 μL%4 PFA'da 15 dakika boyunca inkübederek düzeltin.
      DİkKAT: PfA bu adım uygun kişisel koruyucu ekipman ile bir duman başlık içinde yapılmalıdır bu yüzden solunduğunda toksiktir.
      NOT: Fiksasyondan sonra, deneme duraklatılmış ve gerekirse daha sonra yeniden başlatılabilir. Gerekirse numuneyi ışıktan korunan 4 °C'de saklayın.
    3. RT'de 200 μL PBS'de hücreleri 3x yıkayın.
    4. Hücreleri 200 μL'de RT'de 10 dakika boyunca permeabilize edin ve PBS'de seyreltilmiş %0,1 noniyonik yüzey aktif madde(Malzeme Tablosu)ve %0,1 niyonik deterjan (Malzeme Tablosu)ile seyreltilir.
    5. RT'de 30 dakika boyunca PBS'de %3 sığır serum albumininin 200 μL'sini bloke edin.
    6. 150 μL PBS'de %3 büyükbaş serum albumin, %0.1 nonionik yüzey aktif madde ve %0.05 niyonik deterjan içeren antikorlar ile inkübat.
      NOT: Temsili sonuçları oluşturmak için kullanılan birincil antikorlar floresan konjuge anti-GFP nanobody (1:400 seyreltme kullanılır) ve floresan konjuge anti-mScarlet-I nanobody (1:500 seyreltme kullanılır). Bu zaten floresan proteinlerin sinyalini artırmak.
    7. 300 μL PBS'de 5 dk boyunca 2x yıkayın ve 200 μL PBS'de bırakın.
      NOT: Örnekler PBS'de görüntülenir. Numuneler ışıktan korunan 4 °C'de saklanabilir.
  3. Görüntü edinimi
    1. Dört renkli görüntüleme (örneğin, konfokal, geniş alan, yapılandırılmış aydınlatma) yeteneğine sahip uygun bir floresan mikroskobu ile görüntüler elde edin.
    2. Sırasıyla 488 nm ve 561 nm dalga boyu lazerli meGFP ve mScarlet-I kanallarını heyecanlandırın. ~505−550 nm ve ~590−650 nm'de tespit etmek için dedektörleri ayarlayın. Sırasıyla 405 nm ve 633 nm lazerile mor ve uzak kırmızı boya kanallarını heyecanlandırın. ~430−500 nm ve ~660−750 nm'de dedektörleri ayarlayın.
    3. Ampirik olarak lazer yoğunluğunu önemli fotobeyazrlama nın oluşmadığını ve hücrelerin sağlıklı kaldığını (canlı hücre görüntülemesi durumunda) belirleyin.
    4. Piksel değerlerini doyruşmadan veya yapay olarak kırpmadan sinyalin elde edilen kazancı ampirik olarak belirleyin.
    5. Görüntülerin ~500 m adım boyutuyla 20−60 μm aralığını kapsayan üç boyutlu olması gibi Z destesi verilerini toplayın.
      NOT: Temsili verilerde gösterilen görüntüler konfokal (Şekil 2B), Havalandırıcı (Şekil 2C) veya yapılandırılmış aydınlatma mikroskobu (Şekil 2D) ile elde edilmiştir. Her hücre, sitoplazmada üst üste gelen hem menekşe hem de uzak kırmızı boyalar içeriyorsa iyi niyetli bir heterokaryondur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Uygun şekilde etiketlenmiş hücreler akış sitometrisi sırasında floresan sinyali ile etiketlenmemiş kontrol hücrelerinden daha yüksek görünür(Şekil 2A). Kapılar çift pozitif hücrelerin ayıklanması için ayarlanmış, daha fazla mikroskobik analizler için görüntüleme yemekleri doğrudan bu popülasyon zenginleştirmek. Erimiş hücreler farklı çift floresan pozitif hücreler olarak saptanabilir ve nüfusun yaklaşık ~ 1% oluşturmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Hücreleri eritmek ve hücre melezlerinin sonraki mimarisini mikroskopi ile görselleştirmek için kolay ve uygun maliyetli bir protokol gösteriyoruz, baştan sona yaklaşık iki gün sürüyor. Bu protokolün kritik bölümleri, erimiş hücrelerin hücre sıralaması (protokol bölüm 3) ile zenginleşmesi ve erimiş hücrelerin mikroskopi ile dikkatli bir şekilde doğrulanmasıdır (protokol bölümü 4). Bu bölümler, erimiş hücrelerin kolayca elde edilmesini ve iyi niyetli heterokaryonlar olmasını sağlar. Konsantrasyonlar ve kuluçka süreleri uyu...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma Wellcome Trust Henry Wellcome Bursu ile R.M. (https://wellcome.ac.uk/grant numarası 100090/12/Z) tarafından finanse edilmiştir. Funder çalışma tasarımı, veri toplama ve analizi, yayımlama kararı, ya da el yazması hazırlanmasında hiçbir rolü vardı. Ashok Venkitaraman ve Paul French'e proje hakkında eleştirel tavsiyeler ve rehberlik için teşekkür ederiz. Biz mükemmel destek için Cambridge Enstitüsü Tıbbi Araştırma Akış Cytometry tesisinde Chiara Cossetti ve Gabriela Grondys-Kotarba teşekkür ederiz. Taslağı doğruldukları için Liam Cassiday, Thomas Miller ve Gianmarco Contino'ya teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
15 mL tüpSarstedt62554502
%37 formaldehit çözeltisiSigma-AldrichF8875
880 Lazer Taramalı Konfokal Airyscan MikroskobuCarl Zeiss
8 kuyulu görüntüleme çanaklarıIbidi80826
Anti-GFP alpaka GFP güçlendirici nanobodyChromotekgba-488
BD Akışı Hücre Sıralayıcı:BD Biosciences,
Sığır serum albümini,Sigma-AldrichA7906
Hücre Filtreleri (70 &; m)BiofilCSS010070
CellTrace Uzak KırmızıThermoFisher ScientificC34572
CellTrace MenekşeThermoFisher ScientificC34571
Dulbecco'nun Modifiye Kartal Ortamı (DMEM), yüksek glikoz, GlutaMAX, piruvatThermoFisher Scientific31966021
Fetal Sığır SerumuSigma-Aldrich10270-106
FluoTag-X2 anti-mScarlet-I alpaka nanobodyNanoTag BiyoteknolojiN1302-At565
L15 CO2< / sub> bağımsız görüntüleme ortamıSigma-Aldrich21083027
Fenol kırmızı içermeyen DMEM, yüksek glikozThermoFisher Scientific21063029
Fosfat tamponlu tuzlu su (1x PBS)8 g NaCl, 0,2 g KCl, 1,44 g Na2HPO4, 0,24 g KH2HPO4, dH2O, 1 L'ye kadar
Polietilen Glikol Hybri-Max 1450Sigma-AldrichP7181
Polipropilen tüplerBD Falcon352063
Triton X-100Fisher BiyoReaktifleriBP151noniyonik yüzey aktif madde
TripsinSigma-AldrichT4049
Tween 20Fisher BioReagentsBP337noniyonik deterjan
, Penisilin / streptomisin Sigma-Aldrich 15140122

Kaynaklar

  1. Lane, N. Power, Sex, Suicide: Mitochondria and the meaning of life. , Oxford University Press. Oxford, UK. (2006).
  2. Brukman, N. G., Uygur, B., Podbilewicz, B., Chernomordik, L. V. How cells fuse. The Journal of Cell Biology. 218 (5), 1436-1451 (2019).
  3. Köhler, G., Milstein, C. Continuous cultures of fused cells secreting antibody of predefined specificity. Nature. 256 (5517), 495-497 (1975).
  4. Rao, P. N., Johnson, R. T. Mammalian Cell Fusion: Studies on the Regulation of DNA Synthesis and Mitosis. Nature. 225 (5228), 159-164 (1970).
  5. Lengauer, C., Kinzler, K. W., Vogelstein, B. Genetic instability in colorectal cancers. Nature. 386 (6625), 623-627 (1997).
  6. Fournier, R. E., Ruddle, F. H. Microcell-mediated transfer of murine chromosomes into mouse, Chinese hamster, and human somatic cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 74 (1), 319-323 (1977).
  7. Tada, M., Tada, T., Lefebvre, L., Barton, S. C., Surani, M. A. Embryonic germ cells induce epigenetic reprogramming of somatic nucleus in hybrid cells. The EMBO Journal. 16 (21), 6510-6520 (1997).
  8. Skelley, A. M., Kirak, O., Suh, H., Jaenisch, R., Voldman, J. Microfluidic control of cell pairing and fusion. Nature Methods. 6 (2), 147-152 (2009).
  9. Donaldson, J., Shi, R., Borgens, R. Polyethylene glycol rapidly restores physiological functions in damaged sciatic nerves of guinea pigs. Neurosurgery. 50 (1), 147-157 (2002).
  10. Duelli, D. M., Hearn, S., Myers, M. P., Lazebnik, Y. A primate virus generates transformed human cells by fusion. The Journal of Cell Biology. 171 (3), 493-503 (2005).
  11. Duelli, D. M., Lazebnik, Y. A. Primary cells suppress oncogene-dependent apoptosis. Nature Cell Biology. 2 (11), 859-862 (2000).
  12. Duelli, D. M., et al. A virus causes cancer by inducing massive chromosomal instability through cell fusion. Current Biology. 17 (5), 431-437 (2007).
  13. Paramio, J. M., Casanova, M. L., Alonso, A., Jorcano, J. L. Keratin intermediate filament dynamics in cell heterokaryons reveals diverse behaviour of different keratins. Journal of Cell Science. 110, 1099-1111 (1997).
  14. Lentz, B. R. PEG as a tool to gain insight into membrane fusion. European Biophysics Journal. 36 (4-5), 315-326 (2007).
  15. Lentz, B. R., Lee, J. K. Poly(ethylene glycol) (PEG)-mediated fusion between pure lipid bilayers: a mechanism in common with viral fusion and secretory vesicle release? Molecular Membrane Biology. 16 (4), 279-296 (1999).
  16. Pontecorvo, G. Production of mammalian somatic cell hybrids by means of polyethylene glycol treatment. Somatic Cell Genetics. 1 (4), 397-400 (1975).
  17. Okada, Y. Analysis of giant polynuclear cell formation caused by HVJ virus from Ehrlich's ascites tumor cells. I. Microscopic observation of giant polynuclear cell formation. Experimental Cell Research. 26, 98-107 (1962).
  18. Zimmermann, U. Electric field-mediated fusion and related electrical phenomena. Biochimica et Biophysica Acta. 694 (3), 227-277 (1982).
  19. Hu, C., et al. Fusion of cells by flipped SNAREs. Science. 300 (5626), 1745-1749 (2003).
  20. Bahadori, A., Lund, A. R., Semsey, S., Oddershede, L. B., Bendix, P. M. Controlled cellular fusion using optically trapped plasmonic nano-heaters. Optical Trapping and Optical Micromanipulation XIII. 9922, 992211(2016).
  21. Kao, K. N., Michayluk, M. R. A method for high-frequency intergeneric fusion of plant protoplasts. Planta. 115 (4), 355-367 (1974).
  22. Ahkong, Q. F., Fisher, D., Tampion, W., Lucy, J. A. Mechanisms of cell fusion. Nature. 253 (5488), 194-195 (1975).
  23. Mahen, R., Venkitaraman, A. R. Pattern formation in centrosome assembly. Current Opinion in Cell Biology. 24 (1), 14-23 (2012).
  24. Mahen, R. Stable centrosomal roots disentangle to allow interphase centriole independence. PLoS Biology. 16 (4), e2003998(2018).
  25. Mahen, R., et al. Comparative assessment of fluorescent transgene methods for quantitative imaging in human cells. Molecular Biology of the Cell. 25 (22), 3610-3618 (2014).
  26. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  27. Yang, J., Shen, M. H. Polyethylene glycol-mediated cell fusion. Methods in Molecular Biology. 325, 59-66 (2006).
  28. Huang, L., Chen, Y., Huang, W., Wu, H. Cell pairing and polyethylene glycol (PEG)-mediated cell fusion using two-step centrifugation-assisted single-cell trapping (CAScT). Lab on a Chip. 18 (7), 1113-1120 (2018).
  29. Feliciano, D., Nixon-Abell, J., Lippincott-Schwartz, J. Triggered Cell-Cell Fusion Assay for Cytoplasmic and Organelle Intermixing Studies. Current Protocols in Cell Biology. 81 (1), e61(2018).
  30. Vaughan, V. L., Hansen, D., Stadler, J. Parameters of polyethylene glycol-induced cell fusion and hybridization in lymphoid cell lines. Somatic Cell Genetics. 2 (6), 537-544 (1976).
  31. Frye, L. D., Edidin, M. The rapid intermixing of cell surface antigens after formation of mouse-human heterokaryons. Journal of Cell Science. 7 (2), 319-335 (1970).
  32. Mattenberger, Y., James, D. I., Martinou, J. C. Fusion of mitochondria in mammalian cells is dependent on the mitochondrial inner membrane potential and independent of microtubules or actin. FEBS Letters. 538 (1-3), 53-59 (2003).
  33. Kerbel, R. S., Lagarde, A. E., Dennis, J. W., Donaghue, T. P. Spontaneous fusion in vivo between normal host and tumor cells: possible contribution to tumor progression and metastasis studied with a lectin-resistant mutant tumor. Molecular and Cellular Biology. 3 (4), 523-538 (1983).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Ak SitometrisiFloresan MikroskopiGenom D zenlemeOrganel HomeostazHeterokaryon Olu umuPEG arac l F zyonFloresan Protein EtiketlemeH cre Ay klamaSentrozom Duplikasyonu
Hücresel Yapı ve Fonksiyonun Perturbasyonu için Genom Düzenlenmiş Hücre Hatları hücre-hücre Füzyon
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.