Yöntem makalesi

Rotasyonel İvmeye Dayalı Sıçanlarda Diffüz Aksonal Beyin Hasarıİn İndüksiyonu

DOI:

10.3791/61198

⸱

9 Mayıs 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Anesthesia and Critical Care, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 4Recanati School for Community Health Professions, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 5Department of microbiology and immunology, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol, kafatası kırıkları veya çürükler olmadan yaygın beyaz madde hasarına neden olan güvenilir, kolay ve tekrarlanabilir bir kemirgen beyin diffüz aksonal yaralanma (DAI) modelini doğrular.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Travmatik beyin hasarı (TBI) ölüm ve sakatlık önemli bir nedenidir. Diffüz aksonal yaralanma (DAI), hastaneye yatış gerektiren TBI hastalarının büyük bir yüzdesinde yaralanmanın baskın mekanizmasıdır. DAI sallayarak yaygın aksonal hasar içerir, rotasyon veya patlama yaralanması, fonksiyonel kurtarma üzerinde uzun süreli etkisi ile ilişkili hızlı aksonal streç yaralanma ve ikincil aksonal değişikliklere yol açan. Tarihsel olarak, odak yaralanması olmadan DAI deneysel modeller tasarımı zor olmuştur. Burada kafatası kırıkları veya çürükler olmadan yaygın beyaz madde hasarına neden olan DAI basit, tekrarlanabilir ve güvenilir kemirgen modeli doğrulayın.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Travmatik beyin hasarı (TBI) Amerika Birleşik Devletleri'nde ölüm ve sakatlık önemli bir nedenidir. Tüberküloz tüm yaralanmaya bağlı ölümlerin yaklaşık% 30 katkıda1,2. TBI önde gelen nedenleri yaş grupları arasında farklılık ve düşme dahil, spor sırasında yüksek hızlı çarpışmalar, kasıtlı kendine zarar, motorlu araç kazaları ve saldırılar1,2,3.

Beyin diffüz aksonal yaralanma (DAI) rotasyonel ivme ile indüklenen TBI belirli bir türüdür, yaralanma sonra anında sınırsız kafa hareketi sonucu beynin sallayarak veya patlama yaralanması4,5,6,7,8. DAI kötü sonuç ile ilişkili uzun süreli nörolojik bozulmaya yol açan yaygın aksonal hasar içerir, külfetli sağlık maliyetleri, ve 33-64% mortalite oranı1,2,4,5,9,10,11. DAI patogenezi içine önemli son araştırmalara rağmen, en iyi tedavi seçenekleri 11 , 12,,13,1214üzerinde bir fikir birliği olmamıştır.14

Son yıllarda, çok sayıda deneysel modeller doğru DAI11, 12,,15,16farklı yönlerini çoğaltmak için çalıştık.12 Ancak, bu modeller dai benzersiz sunumu verilen sınırlamalar diğer odak yaralanmaları ile karşılaştırıldığında var. Bu önceki modeller sadece beyaz madde bölgelerinde aksonal yaralanmalara neden değil, aynı zamanda fokal serebral yaralanmalara neden. Klinik olarak, DAI mikro kanamalar eşlik eder, hangi beyaz maddeye zarar önemli bir neden teşkil edebilir.

DAI'nin temel klinik özelliklerini taklit etmek için sadece iki hayvan modeli gösterilmiştir. Gennarelli ve arkadaşları ilk lateral kafa rotasyon cihazı üretilen 1982, insan olmayan bir primat modelinde DAI ile komaya neden olmak için darbesiz kafa dönme ivmesi kullanarak15. Bu primat modeli, 10-20 ms içinde başın 60° üzerinden yerinden edilmesi için kontrollü tek rotasyon uğrama neden oldu. Ancak, primat modelleri çok pahalı4,11,16. Önceki modele göre kısmen, rotasyonel ivme beyin hasarı bir domuz modeli 1994 yılında tasarlanmıştır (Ross ve ark.) benzer sonuçlar14.

Bu iki hayvan modeli, tipik patolojinin farklı sunumlarını üretseler de, DAI patogenezi kavramlarına büyük ölçüde katkıda bulunmaktadır. Hızlı baş rotasyonu genellikle DAI indükleme için en iyi yöntem olarak kabul edilir, ve kemirgenler hızlı kafa rotasyonçalışmaları için daha az pahalı bir model sağlamak11,16. Burada, kafatası kırıkları veya çürükler olmadan yaygın beyaz madde hasarına neden olan DAI basit, tekrarlanabilir ve güvenilir bir kemirgen modelini doğrulıyoruz. Bu mevcut model DAI patofizyolojisi ve daha etkili tedavilerin geliştirilmesi daha iyi anlaşılmasını sağlayacaktır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deneyler Helsinki ve Tokyo Bildirileri'nin ve Avrupa Topluluğu'nun Deneysel Hayvanlarının Kullanımına İlişkin Yönergeler'in önerileri doğrultusunda gerçekleştirilmiştir. Deneyler Negev Ben-Gurion Üniversitesi Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylandı.

1. Farelerin deneysel prosedüre hazırlanması

NOT: 300-350 g ağırlığında yetişkin erkek Sprague-Dawley sıçanları seçin.

  1. Bu deneylerin kurumsal hayvan bakım ve kullanım komitesinden yapılıyor.
  2. Sıçanları 22 ± 1 °C oda sıcaklığında, 12 saat Açık ve 12 saatlik karanlık döngülerle koruyun. Sıçan chow ve su reklam libitum sağlayın.
  3. 06:00 ile 12:00 arasında tüm deneyleri gerçekleştirin.
  4. Anestezi neden sürekli bir isoflurane yönetim sistemi kullanın. Buharlaştırıcı sisteminin isoflurane ile dolu olduğundan emin olun.
    1. Fareleri %2 isoflurane ile anestezi.
    2. Bir dış uyaranlara yanıt olarak hareket veya pedal refleks eksikliği gözlemleyerek sıçan tamamen anestezi olduğunu onaylayın.

2. Diffüz aksonal yaralanma indüksiyonu

NOT: Cihaz aşağıdaki bileşenlerden oluşur: 1) şeffaf plastik silindir, 2) demir ağırlığı (1308 g), 3) silindirik bir tüpten oluşan dönme mekanizması, eksenin döndüğü iki rulman ve bir kafa fiksasyonu (kulak pimleri için); 4) üzerinde iki rulman sabit olan yatay platform.

  1. Cihazı ağır ve kararlı bir laboratuvar masasına yerleştirin.
  2. Ağırlığı 120 cm yüksekliğe yükseltilmiş bir dize takın.
  3. Serbestçe düşen ağırlığın cıvataya çarpmasına izin vererek dönme mekanizmasını etkinleştirin. Yanal kafa döndürme cihazı kullanılarak kemirgenin başı 0'dan 90°'ye doğru hızla döndürülür.
  4. Diffüz aksonal beyin hasarı indüksiyon sonra, bir kurtarma odasına sıçan transfer.

3. Rotasyonel Kinematik/Biyomekanik parametrelerin ölçümü.

  1. Rotasyonel kinematik/biyomekanik parametreleri aşağıdaki gibi ölçün:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    burada Fo - kuvvet hayvan kafasına (kg) uygulanır; M – kuvvet momenti; K – kinetik enerji; m – düşen ağırlığın kütlesi; g - yerçekimi ivmesi; h – yükseklik (cm); D – kulak pimleri arasındaki mesafe (cm).
    NOT: Hayvanın kafasına uygulanan kuvveti hesaplamak için (Fo),düşen ağırlığın kütlesini, ağırlığın düştüğü yüksekliği ve kulak pimleri arasındaki mesafeyi bilmek gerekir. Diğer parametreler değişmeden kalır.

4. 48 saat sonra Nörolojik Şiddet Puanının Değerlendirilmesi

NOT: Nörolojik açıklar değerlendirildi ve nörolojik Şiddet Puanı kullanılarak derecelendirildi, daha önce açıklandığı gibi17,18,19. Motor fonksiyon ve davranış değişiklikleri bir nokta sistemi tarafından öyle değerlendirilir ki maksimum 24 puan ciddi nörolojik disfonksiyon temsil eder. 0 puan sağlam nörolojik durumu gösterir. Aşağıdaki davranışsal fonksiyonlar değerlendirilir.

  1. Farenin merkezinde bırakıldığında bir daireden (50 cm çapında) çıkamamasını değerlendirin. 30 dk, 60 dk ve 60 dk'dan fazla süren üç ayrı seans için bunu gerçekleştirin.
  2. 20 dk, 40 dk ve 60 dk üzerinde süren üç seansta düzeltme refleksi kaybı için sıçanı test edin.
  3. Hemipleji için test gerçekleştirin, pozisyonda zorunlu değişikliklere direnmek için sıçan yetersizlik.
  4. Arka ekstremitenin fleksiyonunu test etmek için fareyi kuyruğundan kaldırın.
  5. Düz yürüme yeteneğini test etmek için yere sıçan yerleştirin.
  6. Üç ayrı refleks için test: pinna refleks, kornea refleks, ve ürkme refleks.
  7. Tedavi ve secde kaybına dayalı bir klinik notu ile sıçan oranı.
  8. Yerleştirme için ekstremite reflekslerini test edin. Testi sol ve sağ ön bacaklarda, sonra sol ve sağ arka bacaklarda yapın.
  9. Işın dengeleme görevi ile işlevsel bir test gerçekleştirin. Işın 1,5 cm genişliğinde olmalıdır. 20 s, 40 s ve 60'tan fazla oturumları için testi çalıştırın.
  10. 8,5 cm genişliğinde, 5 cm genişliğinde ve 2,5 cm genişliğinde üç farklı genişlikte kiriş li fare üzerinde ışın yürüyüş testi yapın.

5. 48 saat sonra histolojik muayene için beyin toplama

  1. Yaralanmadan 48 saat sonra, ilham verici gaz karışımlarını O 2/80% CO2ile değiştirerek fareleri ötenaziye edin.2 CO2'nin Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi yönergelerine uygun olarak önceden belirlenmiş bir oranda teslim edilmesini sağlayın.
    1. Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi yönergelerine uygun olarak ölüm onayı sağlamak.
  2. Transkardiyak olarak sıçana 4 °C sıcaklıkta %0,9 heparinize salin, ardından 0,1 M fosfat tampon salininde %4 paraformaldehit 500 mL (pH 7.4) ile perfuse.
  3. Perfüzyon dan sonra, bir giyotin ile decapitation gerçekleştirin.
  4. Beyin dokusuzarar önlemek için kemik kesme forceps ile calvarias kaldırarak beyin toplama gerçekleştirin.
  5. Hemen beyni çıkarın ve 4 °C'de 48 saat için %4 tamponlu formaldehit çözeltisi düzeltin.
  6. Koku ampul yüz görsel korteks ve bisect serebellums ve beyin sapları için 5 mm koronal bölümlere beyin bloğu.
  7. Parafin katıştırma işleminden sonra, mikrotom kesiti ile talamustan koronal ve sagital kesitleri (5 μm) uzağa kesin.

6. İmmünokimyasal boyama ve muayene

  1. Dilimleri yumuşak bir fırçayla, slayt başına 1 dilim le cam slaytlara yavaşça yerleştirin.
  2. βAPP'ın immünokimyasal boyamalarını üretin.
    1. Ksilen ile dilimleri deparafinize (5 dakika her biri için 3 kez) ve oda sıcaklığında etanol kademeli olarak azaltılmış konsantrasyonları ile rehydrate: 3 dakika 100% etanol iki kez, 3 dk 95% etanol iki kez, 3 dk 90% etanol, 3 dk% 70 etanol ve DDW 3 dk.
    2. Endojen peroksidaz aktivitesini engellemek için oda sıcaklığında 15 dakika boyunca %3 H2O2 ile deparafinize edilmiş ve rehidrata olmuş beyin bölümlerini tedavi edin.
    3. Antijen alımı için 5 dk için 98 °C'de 0,01 M sodyum sitrat (pH 6.0) içeren kuluçka bölümleri.
    4. Soğuması için oda sıcaklığında 20 dakika tampon slaytlar tutun.
    5. 5 dk boyunca iki kez fosfat tamponlu salin (PBS) çözeltisi ile yıkama bölümleri.
    6. Oda sıcaklığında 1 saat boyunca %2,5 normal at serumu ile bölümleri bloke eden serumda seyreltilmiş primer tavşan anti-APP (1:4000) ile 4 °C'de geceleme yi engelleyin.
    7. Primer antikorda kuluçkadan sonra PBS'deki bölümleri oda sıcaklığında yıkayın.
    8. Uygun seyreltilmiş biyotinylated ikincil antikor da kuluçka bölümleri 15 dakika ve oda sıcaklığında iki kez 3 dakika PBS ile yıkayın.
    9. Streptavidin-peroksidaz içinde 15 dakika kuluçka ve oda sıcaklığında iki kez 3 dakika PBS tekrar yıkayın.
    10. Arabelleğe alkan substrat çözeltisi (pH 7.5) içeren inkübasyon kesitleri hidrojen peroksit ve 3,3-diaminobenzidin kromojen çözeltisi içerir ve renk geliştirilinceye kadar ışıktan korunur.
    11. Reaksiyonu durdurmak için slaytları oda sıcaklığında 5 dk boyunca DDW ile kuluçkaya yatırın.
    12. Oda sıcaklığında 3 dakika hematoksilin ile karşı leke bölümleri ve akan musluk suyu ile 5 dakika yıkayın.
    13. Oda sıcaklığında giderek artan etanol konsantrasyonları ile slaytlar dehydrate: DDW 2 dk, 2 dk 70% etanol, 2 dk% 90 etanol, 2 dk etanol 95%, 2 dk 100% etanol ve 3 dk ksilene üç kez.
    14. Kuru ve montaj ortamı ile monte.
  3. 200x'lik mikroskop büyütme si lik dilimleri, mikroskop kullanarak 20 mm objektif lensle inceleyin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tablo 1 protokol zaman çizelgesini göstermektedir. Bu DAI modelinde mortalite oranı %0 idi. Mann-Whitney testi, müdahaleden sonraki 48 saat içinde 15 dai sıçana kıyasla 15 DAI sıçanda nörolojik açığın anlamlı olarak daha fazla olduğunu göstermiştir (Mdn = 1 vs. 0), U = 22.5, p < 0.001, r = 0.78 (bkz. Tablo 2). Veriler sayımlarda ölçülür ve ortanca ve yüzde 25-75 aralığı olarak sunulur.

Beyin dokusunun talamik bölümlerinin temsili fotomikrografları

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol DAI bir kemirgen modeli açıklar. DAI olarak, beyinde dönme ivme ilerleyici bir süreçte aksonal fonksiyon kaybına yol aksonal ve biyokimyasal değişiklikleri tetikleyen bir kesme etkisi neden olur. Sekonder aksonal değişiklikler hızlı aksonal streç yaralanması ile üretilen ve kendi ölçüde ve şiddeti4değişkendir ,5,10. Primer yaralanmadan sonraki günler ekadar, biyokimyasal değişiklikler aksonal fonksiyon kaybına yol aç...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar minnetle Dr Nathan Kleeorin (Makine Mühendisliği Bölümü, Ben-Gurion Üniversitesi Negev) biyomekanik ölçümler ile yaptığı yardım için kabul. Ayrıca, Profesör Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko ve Evgenia Goncharyk Fizyoloji Bölümü, Biyoloji, Ekoloji ve Tıp Fakültesi, Oles Honchar Dnipro Üniversitesi, Dnipro, Ukrayna'ya destek ve tartışmalarımıza yardımcı katkılarından dolayı teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.01 M sodyum sitratSIGMA - ALDRICH
%2,5 normal at serumuSIGMA - ALDRICHH0146Sıvı
%4 tamponlu formaldehit çözeltisi
Anti-Amiloid Öncü Protein, C - tavşanda üretilen terminal antikor,SIGMA - ALDRICHLot 056M4867V
biyotinile edilmiş ikincil antikorVektörüBA-1000-1.510 mM sodyum fosfat, pH 7.8, 0.15 M NaCl, %0.08 sodyum azid, 3 mg/ml sığır serum albümini
kemik kesici forseps
DAB Peroksidaz (HRP) Substrat Kiti (Nikelli), 3,3'-diaminobenzidinvektör laboratuvarı
gömme kasetleri
etanol %99,9ROMİKYanıcı Sıvı
giyotin
HematoksilenSIGMA - ALDRICHH3136-25G
Hidrojen peroksit çözeltisiMillipore88597-100ML-F
Isofluran, USP% 100Piramamal Yoğun Bakım, Inc
Olympus BX 40 mikroskopOlympus
paraffineparaplast artı leica biyosistemiDoku gömme ortam
fosfat tamponlu salin (PBS)SIGMA - ALDRICHP5368-10PAKBir torbanın içeriği, bir litre damıtılmış veya deiyonize su içinde çözündüğünde, 0,01 M fosfat tamponlu salin (NaCl 0,138 M; KCl - 0.0027 M); pH 7.4, 25 ° C'de.
Streptavidin HRPABCAMab64269Streptavidin-HRP, IHC / immünohistokimya sırasında biyotinile edilmiş ikincil antikorlarla kullanım için.
Ksilen

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. , (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. , (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41(2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9(2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313(2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. , e3063(2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Diff z Aksonal HasarS an ModeliN rolojik iddet SkorlamasBeta APP BoyamasKiri Y r me G reviBa SabitlemeParafin G mmemm nokimyasal BoyamaSprague Dawley S anlar

İlgili makaleler