Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Mikro-BT Görüntüleme için Erişkin ve Erken Postnatal Fare Akciğerlerinin Vasküler Döküm

7.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/61242

⸱

20 Haziran 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Translational Vascular Medicine Branch, National Heart Lung and Blood Institute, National Institutes of Health, 2Mouse Imaging Facility, National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 3Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill

Bu makalede

Özet

Bu tekniğin amacı, erken postnatal ve erişkin farelerin pulmoner arter ağlarının akciğer şişmesi yoluyla ex vivo görselleştirilmesi ve pulmoner arter yoluyla radyoopak polimer bazlı bileşiğin enjeksiyonudur. Döküm dokular için potansiyel uygulamalar da tartışılmıştır.

Özet

Kan damarları 3 boyutlu uzayda karmaşık ağlar oluştururlar. Sonuç olarak, vasküler ağların bir dokunun yüzeyini gözlemleyerek nasıl etkileştiğini ve nasıl etkileştiğini görsel olarak anlamak zordur. Bu yöntem akciğerin karmaşık 3 boyutlu vasküler mimarisini görselleştirmek için bir araç sağlar.

Bunu başarmak için pulmoner artere bir kateter yerleştirilir ve vaskülatür aynı anda kandan atılır ve direnci sınırlamak için kimyasal olarak genişlenir. Akciğerler daha sonra standart bir basınçta trakea ile şişirilir ve polimer bileşik standart bir akış hızında vasküler yatağa aşılanır. Tüm arteriyel ağ doldurulduktan ve tedavisine izin verildikten sonra, akciğer vaskülatürü doğrudan görüntülenebilir veya mikro-CT (μCT) tarayıcıda görüntülenebilir.

Başarılı bir şekilde yapıldığında, erken doğum sonrası yaşlardan erişkinlere kadar farelerde pulmoner arteriyel ağ takdir edebilirsiniz. Ayrıca pulmoner arter yatağında gösterildiği gibi, bu yöntem optimize edilmiş kateter yerleşimi ve uç noktaları ile herhangi bir vasküler yatak uygulanabilir.

Giriş

Bu tekniğin odak noktası farelerde polimer bazlı bir bileşik kullanılarak pulmoner arter mimarisinin görselleştirilmesidir. Beyin, kalp ve böbrek1,2,,3,4,5gibi sistemik vasküler yataklarda kapsamlı çalışmalar yapılırken, pulmoner arter ağının hazırlanması ve doldurulması ile ilgili daha az bilgi mevcuttur. Bu çalışmanın amacı, bu nedenle, önceki çalışma6üzerine genişletmek için,7,8 ve araştırmacılar kolayca pulmoner arter ağacının yüksek çözünürlüklü görüntüleri üretmek için takip edebilirsiniz ayrıntılı bir yazılı ve görsel referans sağlamaktır.

Manyetik rezonans görüntüleme, ekokardiyografi veya BT anjiyografi9,,10gibi akciğer vaskülatürünün etiketlenmesi ve görüntülenmesi için çok sayıda yöntem mevcut olmakla birlikte, bu yöntemlerin çoğu küçük damarları yeterince doldurup/veya yakalayamamaktadır, incelenebilenin kapsamını sınırlandırmaktadır. Seri kesit ve rekonstrüksiyon gibi yöntemler yüksek çözünürlük sağlar, ancak zaman/emek yoğun11,12,13. Çevreleyen yumuşak doku bütünlüğü geleneksel korozyon döküm10,13,,14,15,16tehlikeye girer. Hatta hayvan yaşı ve boyutu bir kateter tanıtmak için çalışırken faktörler haline ya da, çözünürlük eksiktir. Polimer enjeksiyon tekniği, diğer taraftan, kapiller seviyesine arterler doldurur ve μCT ile kombine edildiğinde, benzersiz çözünürlüksağlar 5. Doğum sonrası 14.8 Bunlar süresiz olarak yeniden taranabilir, hatta mevcut yumuşak doku17ödün vermeden histolojik hazırlık / elektron mikroskobu (EM) için gönderilebilir. Bu yöntemin ana sınırlamaları CT ekipman / yazılım ön maliyet, doğru intravasküler basınç izleme ile zorluklar, ve aynı hayvan uzunlamasına veri elde etmek için yetersizlik vardır.

Bu makale, pulmoner arter enjeksiyon tekniğini daha da optimize etmek ve yaş/boyutla ilgili sınırları doğum sonrası 1 (P1) gününe kadar itmek ve çarpıcı sonuçlar elde etmek için mevcut çalışmalara dayanmaktadır. Arteriyel damar ağlarını incelemek isteyen ekipler için en yararlıdır. Buna göre, kateter yerleştirme/stabilizasyonu, dolgu hızı/hacmi üzerinde daha fazla kontrol sağlamakta ve artan döküm başarısı için önemli tuzakları vurgulamaktadırk. Elde çıkan dökümler daha sonra gelecekteki karakterizasyon ve morfolojik analiz için kullanılabilir. Belki de daha da önemlisi, bu ilk görsel gösteri, bizim bilgimize göre, bu karmaşık prosedür ile kullanıcı yürür.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Burada açıklanan tüm yöntemler Ulusal Kalp Akciğer ve Kan Enstitüsü Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (ACUC) tarafından onaylanmıştır.

1. Hazırlık

  1. Fareyi intraperitoneally heparin (1 birim/g fare vücut ağırlığı) ile enjekte edin ve 2 dakika boyunca ambulamasını bekleyin.
  2. Co2 odasında hayvan ötenazi.
  3. Bir cerrahi tahta üzerinde bir supine pozisyonda fare düzenleyin ve bant ile tahtaya dört uzuvları güvenli. İnce diseksiyon için büyütme kullanın.

2. Akciğerlerve trakea açığa

  1. Saç parazitini en aza indirmek için farenin ventral tarafını %70 etanol ile püskürtün.
  2. Forceps ile karın derisi kavramak ve göbek bölgesinde makas ile küçük bir kesi yapmak. Karın kas ve deri arasındaki fasyal tabaka içine makas uçları kaydırın ve iki tabaka ayırmaya başlar. Çalışma rostrally, karın, göğüs kafesi ve boyun deri çıkarmadan.
  3. Karın kaslarını makasla açın ve diyafram ortaya çıkana kadar her iki tarafı da yanal olarak kesin.
  4. Ksifoid işlemini hafifçe kavrayın ve ince, yarı saydam diyaframdan kaudal akciğerlerin görünümünü en üst düzeye çıkaran göğüs kafesini hafifçe kaldırın. Dikkatle ksifoid sürecinin hemen altında diyafram küçük bir kesi yapmak. Akciğerler çökecek ve diyaframdan uzaklaşacak. Diyaframı göğüs kafesinden ayırın, akciğer parankimini çalmamaya özen.
  5. Diyafragmdan geçtikleri inferior vena kava (IVC) ve yemek borusunu bulun ve ayırın. Akciğerlerile temas tan kaçınarak, göğüs boşluğunda herhangi bir havuz kan temizlemek için gazlı bez kullanın.
  6. Klisoidi bir kez daha kavrayın ve nazikçe kaldırın. Akciğerlerle temastan kaçınarak göğüs kafesini iki taraflı olarak (kabaca midaxillary hattında) kesin. Ön göğüs kafesini tamamen çıkarın, manubrium'dan hemen önce göğüs açısı boyunca son kesiği kesin.
  7. Önceden doldurulmuş bir şırınga kullanarak, kurumasını önlemek için akciğerleri fosfat tamponlu salin (PBS, pH 7.4) ile serbestçe ıslayın. Yordam boyunca bu yordamı devam edin.
  8. Forceps kullanarak, manubrium kavramak ve yavaşça vücuttan uzak yükseltmek. Makas kullanarak, manubrium 1-2 mm lateral kesilmiş, köprücük kemiği kesme, ve kaldırın. Bu, altındaki timusu ortaya çıkaracak.
  9. Timusun her lobu kavrayın, ayırın ve çıkarın. Submandibular bezi ile bu işlemi tekrarlayın. Son olarak, trakea böşenen kas dokusu kaldırın.
    NOT: Diseksiyonu takiben kalp, yükselen aort (AA), pulmoner arteriyel gövde (PAT) ve trakea görülmelidir. Gövde kapalı birincil arterdalları bölünmüş veya yaralı olmadığından emin olun.

3. PA kateterizasyon ve kan perfüzyonu

  1. Ünite 1'i monte etmek için, 30 G iğnenin göbeğine 15 cm PE-10 boru iplik ve PBS'de 10-4 M sodyum nitroprusside (SNP) ile önceden doldurulmuş 1 mL şırıngaya takın. Tüm hava bu birimden temizlenir kadar piston ilerleyerek tüp prime (Şekil 1).
    DİkKAT: Yutulursa SNP toksiktir. Cilt ve göz lerle temasından kaçının. İşlemden sonra cildi iyice yıkayın. Uygun kişisel koruyucu ekipman giyin.
    1. Alternatif olarak, Birim 2'yi birleştirin. Doğum sonrası gün 7 (P7) ve daha küçük fareler için, göbeğinden ek bir 30 G iğne ayırmak ve iğneyi Ünite 1'in açık ucuna saplamak için hemostat kullanın(Şekil 1).
  2. İğne yerine, 7-0 ipek 10 cm uzunluğunda bir ucunu kavramak için kavisli keskin forceps kullanın. Bir taraftan giren ve kas ve diğer taraftan forseps uçlarını geçen kalbin apeks nüfuz. Başka bir set ile ipek kavramak ve yaklaşık 2 cm uzunluğunda çekin ve kravat kapalı. Sütür kalan 8 cm ucunu alın, caudally kalp çekme, ve cerrahi tahta ya da sonuna bant.
    NOT: Bu gerginlik yaratacak, daha büyük damarları açığa ve yerine kalp tethering, pulmoner arter kateter daha kolay yerleşim için izin.
  3. Hem AA hem de PAT altında kavisli forseps uçları kanca. Açma yoluyla 7-0 ipek 3 cm uzunluğunda çekin ve tek atış gevşek dikiş oluşturun.
  4. Makas kullanarak kateter (Ünite 1) takılması için ince duvarlı sağ ventrikül (RV) nüfuz, kalbin apeksine doğru 1-2 mm kesi yapmak. Yerleştirmeden önce, sistemde hava olmadığını doğrulayın. Astarlı boruyu sağ ventriküle tanıtıve hafifçe yarı saydam ince duvarlı PAT'e doğru ilerleyin.
    1. Kateterin sol veya sağ pulmoner dallara doğru ilerlemediğini ve pulmoner arter dal noktasına abut olmadığını görsel olarak doğrulayın. Bant kullanarak, cerrahi tahtaya tüp distal kısmını güvenli.
      NOT: RV tanımlamak için, kalbin sağ tarafında çimdik için forceps kullanın. Sol ventrikül aksine, RV nispeten ince serbest duvar kolayca kavranmalıdır.
    2. P7'den daha genç fareler için, Ünite 2'yi bir mikromanipülatöre takın ve ünitenin iğne ucunu yukarıda manipülatör kullanarak açıklandığı şekilde PAT'e takın.
  5. Yavaşça her iki büyük damarların etrafında gevşek dikiş sıkın ve doğal bir dinlenme pozisyonuna kalp dönmek için adım 3.2 oluşturulan dikiş 8 cm uzunluğunda kesti. Kateter artık PAT içinde sıkıca sabitlenmiş.
  6. Perfusate sistemden çıkmak için izin vermek için kalbin sol auricle klip.
  7. Snp içeren şırıngayı (Ünite 1 veya Unit 2, boyuta bağlı) şırınga pompasına sabitleyin ve kanı yıkamak ve vaskülatürü maksimum olarak büyütmek için çözeltiyi 0,05 mL/dk oranında perfüzyonlayın. Kan/perfusat kırpılmış auricle ile çıkar. Perfusate net çalışana kadar perfüzyona devam edin (yetişkin bir farede ~200 μL, genç hayvanlar için daha az).
    NOT: Düşük viskoziteli PBS/SNP'yi perfüzyon yaparken, zamandan tasarruf amacıyla nispeten daha yüksek bir infüzyon oranı kullanılmıştır. Daha viskoz polimer bileşik aşırı dolum önlemek için daha yavaş bir oranda aşılanır, rüptür, ve distal uç noktaları üzerinde kontrolü maksimize.

4. Trakeostomi ve akciğer şişmesi

  1. Akciğer şişirme ünitesini oluşturmak (Şekil 2).
    1. Esnek bir plastik 24 G intravenöz (IV) kateter (iğne kaldırıldı)/kelebek infüzyon açık bir 50 mL şırınga (hiçbir piston) bağlı bir stopcock için ayarlayın. Şırıngayı bir yüzük standına as.
    2. Şırıngaya %10 tamponlu formalin ekleyin. Stopcock'u açın, formalinin boruya girmesini ve sistemdeki tüm havayı temizlemesine izin verin. Stopcock kapatın ve menisküs kadar şırınga yükseltmek20trakea üzerinde cm 8 .
      DİkKAT: Formalin yanıcı, kanserojen, yutulduğunda akut toksiktir ve cilt tahrişine, ciddi göz hasarına, cilt hassasiyetine ve germ hücre mutajenitasyonuna neden olur. Yutma ve cilt ve gözler ile temas kaçının. Buhar veya sis teneffüs kaçının. Ateşleme kaynaklarından uzak durun. Uygun kişisel koruyucu ekipman giyin.
  2. 2-4 mm ayrı krikoid kıkırdak aşağı iki gevşek dikiş yerleştirin.
  3. Makas kullanarak, krikotiroid ligament dikişüstün küçük bir kesi yapmak.
  4. IV kateteri açıklığa yerleştirin ve ucu iki gevşek sütürden öteye doğru ilerletin.
  5. Nefes borusu çevresindeki dikişleri sıkın ve stopcock açın. Formalin yerçekimi ile akciğerlere girmek için izin verin ve akciğerler in tamamen şişirmek için 5 dakika bekleyin. Akciğerler enflasyon sırasında göğüs kafesine yapışırsa, göğüs kafesinin dışını künt uçlu pütürlülerle tutarak lobların serbest çıkmasına yardımcı olmak için her yöne doğru hareket edin. Akciğerlerle doğrudan temas etmeyin.
  6. 5 dakika sonra, ilk dikiş ve ligate ötesinde IV kateter geri. İkinci dikiş için tekrarlayın. Akciğerler artık kapalı ve basınçlı bir durumda şişirilmiş durumda.

5. Vaskülatür döküm

  1. 1,5 mL'lik bir tüpte, iyi karıştırmasağlamak için8 polimer:diluent:kür maddesi 8'in in1 mL'sini hazırlayın ve birkaç kez hafifçe ters çevirin.
  2. 1 cc şırıngadan pistonu çıkarın, eldivenli bir parmakla karşı ucunu kapatın ve polimer bileşiği şırınganın içine dökün. Dikkatlice piston yeniden, ters ve tüm hava kaldırmak ve şırınga ucunda bir menisküs oluşturmak için piston ilerlemek.
  3. SNP/PBS şırıngını iğnenin göbeğinden çıkarın ve menisküs oluşturmak için hub'a ek PBS damlatın. Dikkatle sıkışmış hava için merkezi kontrol edin, gerekirse yerinden, ve menisküs reform. Polimer bileşiği ile dolu şırınga için hub katılın.
    NOT: Her iki uçta da menisküs oluşturmak havanın sisteme girme şansını önemli ölçüde azaltır.
  4. Polimer bileşik dolu şırınga pompasına takın ve 0,02 mL/dk'da aşılayın.
    NOT: Daha küçük akciğerler için, daha yavaş bir hız aşırı dolgu önlemek için yararlı olabilir ama, gerekli değildir.
  5. PE tüpünden aşağı doğru hareket ederken bileşiği izleyin ve PAT'e girerken şırınga hacmine dikkat edin. Tüm loblar kılcal damar seviyesine tamamen dolana kadar doldurmaya devam edin ve şırınga pompasını durdurun. Şırınga hacmini tekrar kontrol edin.
    NOT: Birkaç çalıştırmadan sonra yaklaşık bir bitiş noktasını ölçmek için tahmini hacim kullanılabilir (yetişkin bir fare için ~35 μL ve P1 yavrusu için ~5 μL). Pompa durdurulduktan sonra, sistemdeki artık basınç polimer bileşiği pulmoner arterlere itmeye devam edecektir. Tüm akciğer lobları benzer bir oranda doldurmak gerekir.
  6. Bir fiber optik temizleme mendil ile akciğerleri kaplayın, liberal PBS uygulamak, ve karkas oda sıcaklığında 30-40 dakika boyunca rahatsız edilmeden oturmasını bekleyin. Bu dönemde, polimer bileşik tedavi ve sertleşir.
  7. Kateteri çıkarın, farenin kollarını/alt yarısını ayırın ve baş/toraksı bir gecede %10 tamponlu formalin ile dolu 50 mL konik konik bir yere yerleştirin.
  8. Fiksasyondan sonra, nefes borusunu kavrayın ve kalp/akciğer ünitesini kalan göğüs kafesi ve torakstan yavaşça ayırın. Kalp/akciğer bloğunu formalin dolu bir sintillasyon şişesine yerleştirin. Gerisini at.

6. Döküm için alternatif vasküler yataklar (Tablo 1)

NOT: Her hedef vasküler yatak farklı kateter yerleşimleri, infüzyon oranları ve optimal dolum süreleri gerektirebilir. Böylece, birden fazla hayvan birden fazla organ atmak için gerekli olacaktır.

  1. Sistemik vasküler yataklar için yukarıdaki gibi 1.1-2.5 adımlarını takip edin. Portal sistemi ve diyafram ek notlar bakınız (Tablo 1).
  2. Bir hemostat ile ksifoid süreci kavramak ve iki taraflı göğüs kafesi kesti (kabaca midaxillary line) hemen önce iç torasik arterler.
  3. Hayvanın boynuna/kafasına dayanarak göğüs boşluğunu tamamen açığa çıkaracak şekilde hala bağlı olan göğüs kafesini katlayın.
  4. Yukarıdaki adım 3.1 izleyin, sonra akciğerleri çıkarın. Torasik aort (TA) görünür olduğunda, diyaframdan ~10 mm daha üstün olan kavisli çöplerin uçlarını altına bağla. 7-0 ipek 3 cm uzunluğunda kavramak, TA altında açıklık geri çekin ve tek atış gevşek dikiş oluşturun. Diyaframın ~8 mm üzerinde bu işlemi tekrarlayın.
  5. Diyaframdan üstün yapılar için, TA'nın ventral kısmında küçük bir delik (toplam çevrenin ~%30'u) oluşturmak için yay makası kullanın, 6.4 adımda yerleştirilen gevşek dikişlere ~2 mm daha düşük.
    1. Diyafram aşağı yapılar için, bunun yerine, gevşek dikişler ~ 2 mm üstün küçük bir delik oluşturun.
  6. Hayvan boyutuna bağlı olarak, Ünite 1 veya 2'yi gemiye tanıtınız, gevşek dikişlerin ötesine ilerleyin ve kabı nazikçe hafifçe initin.
  7. Şırınga pompasını 1,0 mL/dk hızında ayarlayarak ve en az 5 mL perfüzyon la ilgili olarak 3.7 adımını takip edin. Perfusate IVC üzerinden çıkacak.
  8. İnfüzyon oranını 0,05 mL/dk'ya ayarlayarak hedef dokuyu gerçek zamanlı olarak görsel olarak izleyerek 5.1 - 5.4 adımlarını takip edin.
    NOT: İnfüzyon hacmi organ ve hayvan yaşına özgü olacaktır. Hacim daha da hedef olmayan vasküler yatak (yani, beyin, karaciğer, böbrek, bağırsak) yol arteriyel dalları ligating ile sınırlı olabilir.
  9. 5.6'yı takip edin ve hedef dokuyu çıkarın ve formalin yerleştirin.

7. Mikro-BT için numune montajı, taraması ve rekonstrüksiyonu

  1. Parafin film kullanarak, tarama yatağında düz bir yüzey oluşturun ve ıslak numuneyi bu yüzeye ortalayın(Şekil 3A).
    NOT: Hareket artifakı algılanırsa, örnek daha fazla sabitleme gerektirebilir.
  2. Dehidratasyon önlemek için ek parafin film ile hafifçe çadır / kapak örnek. Dokuda deformasyona neden olan numunenin parafin filmini dinlenmemeye özel özen gösterirler(Şekil 3B).
  3. Tablo 2'de özetlenen ayarları kullanarak örneği tarayıp bu parametreleri belirli bir denemede standartlaştırın.
    NOT: Bu deneme/uç nokta bağlıdır. Örnekler arasında karşılaştırma kolaylığı için seçilen parametreleri standartlaştırın.
  4. Yeniden yapılanttırılanın işleme ve analiz sonrası taramalarını aktarın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Başarılı bir döküm tüm pulmoner arter ağının düzgün dolgu sergileyecek. Bunu yaşolarak değişen C57Bl/6J farelerde gösteriyoruz: Doğum sonrası gün P90 (Şekil 4A), P30 (Şekil 4B), P7 (Şekil 4C), P1(Şekil 4D). Akış hızının kontrol edilerek ve dolgunun gerçek zamanlı olarak görsel olarak izlenmesi yle, en distal vaskülatürün güvenilir uç noktaları elde edilmiştir

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Düzgün bir şekilde yürütülen bu yöntem, pulmoner arterağlarının çarpıcı görüntülerini vererek kemirgen modellerinde karşılaştırma ve deney emaresi sağlar. Yol boyunca birkaç kritik adım başarıyı sağlar. İlk olarak, müfettişler akciğer vaskülatür ve kalp odalarında oluşan kan pıhtıları önlemek için hazırlık aşamasında hayvan heparinize gerekir. Bu polimer bileşiğin tam arteriyel transit sağlar. İkinci olarak, diyafram delinme ve göğüs kafesi çıkarmadan, yanlışlıkla hasar, kesik ler veya yaralanmalara karşı akciğerleri kor...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu araştırma kısmen NHLBI İntramural Araştırma Programı (DIR HL-006247) tarafından desteklenmiştir. Görüntü edinimi ve analizinde rehberlik için NIH Mouse Görüntüleme Tesisi'ne teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1cc şırıngaBecton Dickinson309659
20ml Cam Sintilasyon ŞişeleriFisher03-340-25P
30G İğneBecton Dickinson305106
50mL konik tüplerDepolama ve tarama içinCornin352098
60cc şırıngaBecton Dickinson309653
7-0 ipek sütürTeleflex103-S
Analiz 12.0 YazılımAnalyzeDirect Inc.N/ABirincil Yazılım
Amira 6.7 YazılımThermo ScientificN/AAlternatif Yazılım
CeramaCut Makas 9cmGüzel Bilim araçları14958-09
Seramik Kaplı Kavisli ForsepsGüzel Bilim araçları11272-50
CO2 TankıRobert's Oxygen Co.n/a
Çift şırınga pompasıCole ParmerEW-74900-10
Dumont Mini-ForsepsGüzel Bilim araçları11200-14
EtanolPharmco111000200
FormalinSigma - Yaşam BilimleriHT501128
Gazlı BezCovidien441215
HemostatGüzel Bilim araçları13013-14
Heparin (1000USP Birim / ml)HospiraNDC 0409-2720-01
Horos YazılımıHoros ProjesiN/AAlternatif Yazılım
İndüksiyon Odasın/an/a
KimwipeFisher06-666fiber optik temizleme mendili
Etiketleme BandıFisher15966
Manyetik TabanKanetecN/A
Mikro-CT sistemiPerkinElmerQuantum GX
Microfil (Polimer Bileşik)Flowech Inc.Kit B - MV-1228 oz. MV bileşiği; 8 oz. seyreltici; MV-Kürleme Ajanı
MikromanipülatörÇalma56131
Monoject 1/2 ml İnsülin ŞırıngaCovidien1188528012
Sekizgen Forseps Düz DişlerGüzel Bilim araçları11042-08
ParafilmBemis şirketi, Inc.
PE-10 boruInstechBTPE-10
Fosfat tamponlu SalinBioRad# 161-0780
Halka StandıFisherS13747Yükseklik 24 inç.
Sodyum Nitroprussidsigma71778-25G
Çelik LevhaN/AN/A16 x 16 inç alan, 1/16 inç kalınlığında
Düz Yaylı MakasGüzel Bilim araçları15000-08
SURFLO 24G Teflon IV KateterSanta Cruz Biyoteknoloji360103
Cerrahi TahtaFisher12-587-20Bu dönüştürülmüş bir slayt tutucudur
Üniversal 3 uçlu kelepçeFisherS24280
Kanatlı Inf. Set 25X3 / 4, 12 "BoruNiproPR25G19
Zeiss Stemi-508 Diseksiyon KapsamıZeissn/a
Örnek #PM999

Kaynaklar

  1. Vasquez, S. X., et al. Optimization of microCT imaging and blood vessel diameter quantitation of preclinical specimen vasculature with radiopaque polymer injection medium. PLoS One. 6 (4), 19099(2011).
  2. Hong, S. H., et al. Development of barium-based low viscosity contrast agents for micro CT vascular casting: Application to 3D visualization of the adult mouse cerebrovasculature. Journal of Neuroscience Research. 98 (2), 312-324 (2019).
  3. Perrien, D. S., et al. Novel methods for microCT-based analyses of vasculature in the renal cortex reveal a loss of perfusable arterioles and glomeruli in eNOS-/- mice. BMC Nephrology. 17, 24(2016).
  4. Weyers, J. J., Carlson, D. D., Murry, C. E., Schwartz, S. M., Mahoney, W. M. Retrograde perfusion and filling of mouse coronary vasculature as preparation for micro computed tomography imaging. Journal of Visualized Experiments. (60), e3740(2012).
  5. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2(+) bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).
  6. Kim, B. G., et al. CXCL12-CXCR4 signalling plays an essential role in proper patterning of aortic arch and pulmonary arteries. Cardiovascular Research. 113 (13), 1677-1687 (2017).
  7. Counter, W. B., Wang, I. Q., Farncombe, T. H., Labiris, N. R. Airway and pulmonary vascular measurements using contrast-enhanced micro-CT in rodents. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 304 (12), 831-843 (2013).
  8. Phillips, M. R., et al. A method for evaluating the murine pulmonary vasculature using micro-computed tomography. Journal of Surgical Research. 207, 115-122 (2017).
  9. Schuster, D. P., Kovacs, A., Garbow, J., Piwnica-Worms, D. Recent advances in imaging the lungs of intact small animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 30 (2), 129-138 (2004).
  10. Samarage, C. R., et al. Technical Note: Contrast free angiography of the pulmonary vasculature in live mice using a laboratory x-ray source. Medical Physics. 43 (11), 6017(2016).
  11. Grothausmann, R., Knudsen, L., Ochs, M., Muhlfeld, C. Digital 3D reconstructions using histological serial sections of lung tissue including the alveolar capillary network. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 312 (2), 243-257 (2017).
  12. Hayworth, K. J., et al. Imaging ATUM ultrathin section libraries with WaferMapper: a multi-scale approach to EM reconstruction of neural circuits. Front Neural Circuits. 8, 68(2014).
  13. Bussolati, G., Marchio, C., Volante, M. Tissue arrays as fiducial markers for section alignment in 3-D reconstruction technology. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 9 (2), 438-445 (2005).
  14. Preissner, M., et al. Application of a novel in vivo imaging approach to measure pulmonary vascular responses in mice. Physiological Reports. 6 (19), 13875(2018).
  15. Junaid, T. O., Bradley, R. S., Lewis, R. M., Aplin, J. D., Johnstone, E. D. Whole organ vascular casting and microCT examination of the human placental vascular tree reveals novel alterations associated with pregnancy disease. Scientific Reports. 7 (1), 4144(2017).
  16. Bolender, R. P., Hyde, D. M., Dehoff, R. T. Lung morphometry: a new generation of tools and experiments for organ, tissue, cell, and molecular biology. American Journal of Physiology. 265 (6), Pt 1 521-548 (1993).
  17. Savai, R., et al. Evaluation of angiogenesis using micro-computed tomography in a xenograft mouse model of lung cancer. Neoplasia. 11 (1), 48-56 (2009).
  18. Ehling, J., et al. Micro-CT imaging of tumor angiogenesis: quantitative measures describing micromorphology and vascularization. American Journal of Pathology. 184 (2), 431-441 (2014).
  19. Sueyoshi, R., Ralls, M. W., Teitelbaum, D. H. Glucagon-like peptide 2 increases efficacy of distraction enterogenesis. Journal of Surgical Research. 184 (1), 365-373 (2013).
  20. Zhang, H., Jin, B., Faber, J. E. Mouse models of Alzheimer's disease cause rarefaction of pial collaterals and increased severity of ischemic stroke. Angiogenesis. 22 (2), 263-279 (2019).
  21. Faight, E. M., et al. MicroCT analysis of vascular morphometry: a comparison of right lung lobes in the SUGEN/hypoxic rat model of pulmonary arterial hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (2), 522-530 (2017).
  22. Fisher, S., Burgess, W. L., Hines, K. D., Mason, G. L., Owiny, J. R. Interstrain Differences in CO2-Induced Pulmonary Hemorrhage in Mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (6), 811-815 (2016).
  23. Munce, N. R., et al. Intravascular and extravascular microvessel formation in chronic total occlusions a micro-CT imaging study. JACC Cardiovascular Imaging. 3 (8), 797-805 (2010).
  24. Shifren, A., Durmowicz, A. G., Knutsen, R. H., Faury, G., Mecham, R. P. Elastin insufficiency predisposes to elevated pulmonary circulatory pressures through changes in elastic artery structure. Journal of Applied Physiology. 105 (5), 1610-1619 (2008).
  25. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. Journal of Applied Physiology (1985). 111 (1), 75-80 (2011).
  26. Ritman, E. L. Micro-computed tomography of the lungs and pulmonary-vascular system. Proceedings of the American Thoracic Society. 2 (6), 477-480 (2005).
  27. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography: a robust ECG-less paradigm for deriving cardiac phase information and functional imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  28. Ashton, J. R., West, J. L., Badea, C. T. In vivo small animal micro-CT using nanoparticle contrast agents. Frontiers in Pharmacology. 6, 256(2015).
  29. Ford, N. L., Thornton, M. M., Holdsworth, D. W. Fundamental image quality limits for microcomputed tomography in small animals. Medical Physics. 30 (11), 2869-2877 (2003).
  30. Boone, J. M., Velazquez, O., Cherry, S. R. Small-animal X-ray dose from micro-CT. Molecular Imaging. 3 (3), 149-158 (2004).
  31. Giuvarasteanu, I. Scanning electron microscopy of vascular corrosion casts--standard method for studying microvessels. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 48 (3), 257-261 (2007).
  32. Polguj, M., et al. Quality and quantity comparison study of corrosion casts of bovine testis made using two synthetic kits: Plastogen G and Batson no 17. Folia Morphologica (Warsz). 78 (3), 487-493 (2019).
  33. Verli, F. D., Rossi-Schneider, T. R., Schneider, F. L., Yurgel, L. S., de Souza, M. A. Vascular corrosion casting technique steps. Scanning. 29 (3), 128-132 (2007).
  34. Azaripour, A., et al. A survey of clearing techniques for 3D imaging of tissues with special reference to connective tissue. Progress in Histochemistry and Cytochemistry. 51 (2), 9-23 (2016).
  35. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162 (2), 246-257 (2015).
  36. Albers, J., Markus, M. A., Alves, F., Dullin, C. X-ray based virtual histology allows guided sectioning of heavy ion stained murine lungs for histological analysis. Scientific Reports. 8 (1), 7712(2018).
  37. Katsamenis, O. L., et al. X-ray Micro-Computed Tomography for Nondestructive Three-Dimensional (3D) X-ray Histology. American Journal of Pathology. 189 (8), 1608-1620 (2019).
  38. Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
  39. Wen, H., et al. Correlative Detection of Isolated Single and Multi-Cellular Calcifications in the Internal Elastic Lamina of Human Coronary Artery Samples. Scientific Reports. 8 (1), 10978(2018).
  40. Zamir, A., et al. Robust phase retrieval for high resolution edge illumination x-ray phase-contrast computed tomography in non-ideal environments. Scientific Reports. 6, 31197(2016).
  41. Yu, B., et al. Evaluation of phase retrieval approaches in magnified X-ray phase nano computerized tomography applied to bone tissue. Optics Express. 26 (9), 11110-11124 (2018).
  42. Bidola, P., et al. Application of sensitive, high-resolution imaging at a commercial lab-based X-ray micro-CT system using propagation-based phase retrieval. Journal of Microscopy. 266 (2), 211-220 (2017).
  43. Norvik, C., et al. Synchrotron-based phase-contrast micro-CT as a tool for understanding pulmonary vascular pathobiology and the 3-D microanatomy of alveolar capillary dysplasia. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 318 (1), 65-75 (2020).
  44. Weibel, E. R. Lung morphometry: the link between structure and function. Cell and Tissue Research. 367 (3), 413-426 (2017).
  45. Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  46. Sarhaddi, D., et al. Validation of Histologic Bone Analysis Following Microfil Vessel Perfusion. Journal of Histotechnology. 35 (4), 180-183 (2012).
  47. Ehling, J., et al. Quantitative Micro-Computed Tomography Imaging of Vascular Dysfunction in Progressive Kidney Diseases. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (2), 520-532 (2016).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Pulmoner ArterFare Akci eriPolimer nf zyonuAkci er i irmeKateter Yerle tirmeVask ler ASodyum Nitroprusid3B G rselle tirme
Mikro-BT Görüntüleme için Erişkin ve Erken Postnatal Fare Akciğerlerinin Vasküler Döküm
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.