Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Farelerde Nöro-İmmün Dinamiğin Vivo Görüntülemesinde Tekrarlayan Performans için Hassas Beyin Haritalaması

7.6K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/61454

⸱

7 Ağustos 2020

 ,  , 
1Center for Brain Immunology and Glia (BIG), University of Virginia, 2Department of Neuroscience, University of Virginia

Bu makalede

Özet

Bu protokol, nöro-glio-vasküler yapıların uzunlamasına görüntülemesi, hem sağlıklı hem de hastalıklı koşullarda fonksiyon ve fonksiyon için kullanılabilecek kronik bir kafatası pencere implantasyon tekniğini açıklamaktadır. Genellikle tercih edilirken bazı kritik sınırlamalara sahip olan transkraniyal görüntüleme yaklaşımına tamamlayıcı bir alternatif olarak hizmet vermektedir.

Özet

Merkezi sinir sistemi (CNS) nöronal karmaşık bir etkileşim tarafından düzenlenir, glial, stromal, ve vasküler hücrelerin uygun işlevini kolaylaştırmak. Her ne kadar bu hücreleri in vitro veya birlikte ex vivo izole olarak incelemek yararlı fizyolojik bilgiler sağlar; nöral hücre fizyolojisinin belirgin özellikleri bu bağlamda özlenecektir. Bu nedenle, in vivo ortamda kendi yerli nöral hücrelerin incelenmesi için bir ihtiyaç vardır. Burada ayrıntılı protokol, kemirgen korteksteki nöral hücrelerin in vivo iki foton görüntülemesini, belirli hücreleri saatler ile aylar arasında uzun süreler boyunca görselleştirmek ve incelemek için bir araç olarak tanımlar. Biz ayrıntılı olarak kaba bir harita veya floresan ilgi belirli beyin bölgelerinin ince bir harita olarak dendritler etiketli olarak brüt kararlı beyin vaskülatür kullanımını açıklar. Bu haritaları görsel bir anahtar olarak kullanarak, nöral hücrelerin in vivo görüntülemede sonraki tekrarlayan lar için nasıl tam olarak yer değiştirilebileceğini gösteriyoruz. Floresan etiketli mikroglia, nöronlar ve NG2+ hücrelerin in vivo görüntüleme örneklerini kullanarak, bu protokol bu tekniğin uzun süre boyunca aynı beyin yerinde hücresel dinamiklerin tekrarlayan görselleştirme izin yeteneğini göstermektedir, bu daha fazla normal fizyoloji veya aşağıdaki patolojik hakaret bu hücrelerin yapısal ve fonksiyonel tepkileri anlamada yardımcı olabilir. Gerektiğinde bu yaklaşım, örneğin kalsiyum görüntüleme ile nöral hücrelerin fonksiyonel görüntüleme ile birleştiğinde olabilir. Bu yaklaşım, özellikle genetik fare modelleri veya ilgi hücreleri etiketlemek için farklı floresan etiketleri ile belirli boyalar mevcut olduğunda cns in vivo farklı hücre türleri arasındaki fiziksel etkileşimi görselleştirmek için güçlü bir tekniktir.

Giriş

Merkezi sinir sistemi (CNS) nöronlar, glia ve damar ilişkili hücreler de dahil olmak üzere çeşitli yerleşik hücre türleri arasındaki etkileşimlerin karmaşık bir etkileşim tarafından yönetilir. Geleneksel olarak, nöral hücreler izole, co-kültürlü1,2,,3,4,5 (in vitro) veya excised beyin dokusu (ex vivo)6,7,8,9,10 bağlamlarda incelenmiştir., Ancak, daha fazla in vivo bozulmamış beynin yerli ortamda nöral hücre davranışı ve etkileşimleri anlamak için ihtiyaç vardır. Bu protokolde, in vivo ilgi alanlarının haritasını çıkarmak ve bu bölgeleri gelecekteki görüntüleme oturumlarında tam olarak yeniden görebilmek için çeşitli CNS hücre türleri arasındaki karmaşık etkileşimleri uzun süreler boyunca izlemek için bir yöntem açıklıyoruz.

In vivo görüntüleme yaklaşımlarının geliştirilmesi nöral fonksiyonun doğru anlaşılması için önemli kazanımlar sağlamıştır11,12,13,,14,15. Özellikle, bu yaklaşımlar geleneksel in vitro ve ex vivo yaklaşımlar üzerinde çeşitli avantajlar sağlar. İlk olarak, in vivo görüntüleme sistemleri nöral ağ fizyolojisi tam bir anlayış sağlamak için hücresel etkileşimlerin tam repertoi ile vaskülatür gibi fizyolojik olarak ilgili hücre ve doku bileşenleri var. İkinci olarak, son bulgular kendi doğal ortamdan kaldırıldığında, bazı nöral hücrelerin (mikroglia gibi) kimliklerinin önemli özelliklerini kaybetmek ve böylece fizyoloji16,17 in vivo ortamda korunabilir öneririz. Üçüncü olarak, in vivo görüntüleme sistemleri CNS hücresel etkileşimleri incelemek için haftalar ile aylar arasında istikrarlı uzunlamasına araştırmalar alametim sağlar. Son olarak, periferik bağışıklık sistemi katkıları için artan kanıt göz önüne alındığında18,19 ve mikrobiyom20,21 CNS fizyolojisi, in vivo sistemleri cns hücreleri üzerinde bu tür katkıları ve etkileri sorgulamak için bir platform sağlar. Bu nedenle, nöro-immün fizyoloji ve sağlıklı, yaralı ve hastalıklı durumlarda etkileşimleri incelemek için in vivo görüntüleme de longitudinal kullanan yaklaşımlar geleneksel yaklaşımlara büyük bir tamamlayıcı ektir.

Bu protokolde, mikroglia, nöronlar ve NG2+ hücreleri de dahil olmak üzere beyindeki farklı hücre tiplerini görüntülemek için güvenilir bir yaklaşımı örnek olarak tanımlıyoruz. In vivo nöral hücreleri görselleştirmek için iki yaklaşım geliştirilmiştir: inceltilmiş kafatası yaklaşımı ve kafatası pencere yaklaşımı ile açık kafatası. İnceltilmiş kafatası yaklaşımları kullanımda olmasına ve glial hücre aktivasyonu, daha yüksek fizyolojik omurga dinamiği ve anti-inflamatuar ajanların kullanımı22,23,,24,25, inceltilmiş kafatası yaklaşımları gibi açık kafatası yaklaşımının bazı dezavantajları aşmak çünkü tercih edilir de birkaç kritik sakıncaları göstermektedir. İlk olarak, incelme prosedürü birçok araştırmacı özellikle yeniden inceltme gerekli olduğunda mükemmel bulmak zor bir çok hassas bir işlemdir. Bu durum, deneycilerin kafatasını ~20 μm derinliğe kadar inceltmiş olduklarını tespit etmeleri genellikle zor olduğundan durum böyledir. İkinci olarak, fareler arasında yeterli karşılaştırmalar için, inceltme aynı olması gerekir ve görüntüleme oturumları veya fareler arasında inceltme başarı çeşitli nöral yapıların görselleştirilmesi karmaşık olabilir. Üçüncü olarak, uzunlamasına görüntüleme için kullanıldığında, inceltilmiş kafatasları olan hayvanlar sadece kafatasının yeniden inceltilmesi kullanıldığında sınırlı sayıda seans için kullanılabilir. İleri, bazı kemik dokusu hala kalır bu yana, görüntüleme derinliği netlik daha yüzeysel ama çok daha derin bölgeler ile büyük görselleştirme için izin inceltilmiş kafatası yaklaşımı tehlikeye olabilir. Bunun ışığında, hipokampus gibi daha derin beyin yapıları, inceltilmiş kafatası yaklaşımı ile başarılı bir şekilde görüntülenemez. Bu hususlar, bu endişelerin üstesinden gelebilecek alternatif ve tamamlayıcı yaklaşımlara duyulan ihtiyacı gündeme getirecektir.

İnceltilmiş kafatası yaklaşımına alternatif olarak, açık kafatası penceresi implantasyon yaklaşımı, kafatasının optik olarak net cam kapak kaydırışla değiştirildiği bir prosedür kullanır. Bu, neredeyse sınırsız sayıda görüntüleme oturumu na olanak sağlar. Ayrıca, cam kapak lı kafatasının değiştirilmesi göz önüne alındığında, bu yöntem floresan etiketli beyin hücrelerinin saatlerce nisbeten aylara kadar geniş süreler için net bir görüntüleme penceresi sağlar ve bu nedenle, fizyoloji, yaşlanma ve patoloji ile ilgili hücre aktivitesi ve etkileşimleri incelemek için istihdam edilebilir.

Genel olarak, ilgi beyin bölgelerinin in vivo görüntüleme sağlayan bir stereotaksik kraniyotomi ile implant kronik kranial pencereler yapmak için takip edilebilir adımları ayrıntılı. Ayrıca, brüt olarak kararlı beyin vaskülatürü veya floresan etiketli dendritlerin, ilgi çekici beyin bölgelerinin sırasıyla kaba veya güzel bir haritasını oluşturmak için nasıl kullanılabileceğini de anlatıyoruz. Bu yaklaşım daha sonra birkaç oturum boyunca tekrarlanan görüntüleme için kullanılabilir. Bu tekniğin önemi, bu nedenle, düzenleme, morfoloji ve farklı hücresel türlerin etkileşimleri de dahil olmak üzere beyin elemanlarında uzun vadeli değişiklikler veya durağan görüntü yeteneği yatıyor.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm adımlar, Virginia Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından belirlenen ve onaylanan yönergelere uygundur.

1. Kafatası penceresi implantasyonu için fare hazırlığı

NOT: Floresan etiketleri ile çeşitli transgenik fare hatları görüntüleme için uygundur.

  1. Vivo in microglia görselleştirmek için CX3CR1GFP / + fareler26 kullanın. Tipik olarak, genç erişkin 4-10 haftalık 17-25 g ağırlığında fareler kullanılır.
    NOT: Bu yaklaşım önceden sütten kesilmiş fareler için bile uygun olsa da, farelerin beslenmesi için anneleriyle birlikte kafeslerine geri dönme ihtiyacı, annenin ameliyat sonrası yavrulara yeterli özen göstermezse iyileşmeyi zorlaştırabilir. Bu nedenle, farelerin su dışı atan sonrası kullanılması önerilir.
  2. Anestezik bir odada izofluran (1 dk indüksiyon için oksijen% 5 akışı) kullanarak fare anestezik. Farenin toe ve/veya kuyruk çimdiklerine herhangi bir hareket veya seğirme yanıtı gösterip göstermediğini kontrol edin. Fareyi odadan çıkarıp açık havada bir saç düzeltici kullanarak göz seviyesinden boyun bölgesinin üst kısmına kadar kulakların arasındaki baş daki saçı iyice tıraş edin.
    NOT: Kullanılan isofluran konsantrasyonu indüksiyon odasının büyüklüğüne bağlıdır. Bu nedenle, küçük odalar için, 3-4% izofluran etkili anestezi neden kullanılabilir iken büyük odaları% 5'e kadar gerektirecektir.
  3. Anestezi için stereotaktik cerrahi istasyonu burun koni fare taşıyın (1.5-2% ameliyat için bakım için), kulak çubukları kullanarak başını stabilize, ve vücut ısısını sıcak tutmak için bir ısıtma yastığı üzerinde fare korumak.
  4. Her iki gözü de göz merhemiyle yağlatın. İnsizyon yerinde 100 μL %0,25 bupivicaine (fareye 8-12 saat sürecek lokal analjezi sağlamak için) ve 100 μL 4 mg/mL deksametazon (ameliyat işleminden kaynaklanabilecek iltihabı azaltmak için) enjekte edin. Farenin bir sonraki adıma geçmeden önce en az 5 dakika boyunca oturmasını bekleyin.
  5. Üç alternatif betadin ve %70 alkol ile tıraşlı başı temizleyin. Kulaklar arasındaki kafatası bölgesinin arkasından gözler arasındaki frontal bölgeye kadar uzanan cerrahi bıçak veya makas kullanarak bir orta hat kafa derisi kesi yapın. Kalan deri kafatasını ortaya çıkarmak için kesilir.
  6. Kafa derisi ve altta yatan kafatası arasında bulunan bağ dokusunu %3 hidrojen peroksit (H2O2)ile temizleyin ve stereotaktik koordinatlarla görüntülenecek beyin bölgesini yerelleştirin.
    NOT: Kafatası yüzeyindeki kesiden genellikle bazı kanamalar (adım 1.5) çıkar. Bu kanama genellikle 3-5 dk. peroksit ile temizlenmesi ne kadar yardımcı olur kendi kendine gider. Önceki bupivacaine tedavisi (adım 1.4) da bu süre içinde kanama miktarını sınırlamak için belirtilmiştir.

2. Fare kranial pencere implantasyonu cerrahisi

  1. Bir diş matkap ucu (0,7 mm uç çapı) kullanarak kafatası içine dairesel bir açılış ~ 4 mm matkap ve dikkatle sivri forceps kullanarak kafatasının bu kısmını çıkarın. 6-8 haftalık farelerin somatosensoriyel korteksini görüntülemek için kraniyotominin merkezini -2.5 posterior ve ± 2.0 lateral bregma'da bulun. Delme sırasında, beyni soğutmak, kemik enkazını temizlemek ve nihai kaldırma için kafatası kemiğini yumuşatmak için kafatasını steril salin ve pamuklu bezlerle düzenli olarak nemlendirin.
    NOT: Kraniyotominin koordinatları ilgi bölgesine ve farelerin yaşına göre değişir.
  2. Kafatası çıkarıldıktan sonra, kraniyotomide tuzlu su ile nemlendirilmiş küçük bir kapak camı (0,1 ± 0,02 mm kalınlığında #0 boyutu) dikkatlice yerleştirin. Steril bir mendil kullanarak fazla tuzlu eti kurutun.
  3. Sivri bir aplikatör kullanarak (pipet ucu veya kırık ahşap pamuklu bez çubuğunun sivri ucu gibi), pencerenin etrafına siyanoakrilat tutkal uygulayın ve beyne ve kafatasına bağlanmasına izin verin. Kafatasının geri kalanına astar tutkal uygulayın ve 20-40 s. 20-40 s. son tutkal ve 20-40 s için bir kür ışığı ile tedavi ile pencere etrafında bir kuyu hazırlayın bir kür ışığı ile tedavi.
  4. Yapıştırın kafatası üzerinde kafatası üzerine küçük bir kafa plakası bir astar olarak astar tutkal ve daha sonra son tutkal ile ilk kraniyotomi kontralateral hemisfer üzerinde. Her biri 20-40 s kür ışığı ile hem cure.
    NOT: Bu işlem sırasında kafatası tamamen tutkal ile kaplı ise dikiş gerekli değildir.

3. Ameliyat sonrası bakım

  1. Farenin anestezi yokluğunda uyanmasına izin verin (ısıtma yastığında yapılan geri kazanım iyileşme süresini kısaltır) ve tamamen uyanık olduğunda ev kafesine geri döndürün. 72 saat için yeterli olan postoperatif analjezi olarak bir adet subkutan doz buprenorfin SR (0.5 mg/kg) enjekte edin.
  2. Ameliyattan sağlıklı bir iyileşme kolaylaştırmak için, fare bir jel şeklinde chow veya gıda yumuşatmak için suda düzenli katı yemek şeklinde olabilir ekstra yumuşak bir gıda sağlar.
    NOT: Ameliyattan hemen sonra yumuşak yiyeceklerin bir kerelik temini yeterlidir.
  3. Ameliyat prosedürünün ilk 72 saat sağlık ve uygun iyileşme için günlük fareyi izleyin. Daha sonra, pencere implantasyon cerrahisi nden itibaren 2 hafta gibi erken bir süre itibaren görüntüleme gerçekleştirin.
    NOT: Eğer iyi yapılırsa, fareler iyi normal ambulatuar davranışlar, yeterli kafes keşif, iyi hidrasyon, istikrarlı kilo alımı ve kafes ve kafesteki diğer fareler ile geniş etkileşimler gösteren kurtarmak. Ameliyat sonrası uyuşukluk, dehidratasyon ve %10'dan fazla kilo kaybı gösteren fareler ötenazi yedirilir ve çalışmadan çıkarılır.

4. İlk görüntüleme için iki foton beyin haritalama

  1. Fareyi anestezik (Isoflurane, % 5 indüksiyon ve % 1,5 bakım). Baş plakayı iki fotonlu mikroskop aşamasına monte etmek için vidaları kullanarak başı sabitlayın ve 35 °C'de bir ısıtma plakası üzerinde muhafaza edin. Rhodamine B (2 mg/mL) gibi intraperitoneally 100 μL kan damarı boyası enjekte edin.
    NOT: Anestezi olmadan uyanık farelerde görüntüleme de yapılabilir. Ancak, son çalışmalar anestezi mikroglial gözetim dinamikleri etkiler göstermektedir27,28,29 ve uyanık farelerde iki foton görüntüleme için kafa fiksasyonu en az 25 gün boyunca kronik görüntüleme sırasında bile stresartar (Juczewski ve ark bakınız, 2020)30.
  2. %70 etanolle dabbed pamuklu bir bez kullanarak kafatası penceresinin yüzeyini nazikçe temizleyin. Kafatası penceresine birkaç damla su veya salin koyun ve amaç bir daldırma lens olduğundan objektif lensi çözeltiye indirin.
  3. Bir laboratuvar not defterindeki ana kan damarı simgelerini göstermek için kaba bir harita çizin ve epiflorescence ile mercek ten bakın. İki foton görüntüleme sırasında belirli bölgeleri tanımlamak için bu çizimi kullanın. Alternatif olarak, mikroskoba takılan bir kamera veya el kamerası veya telefon aracılığıyla kan damarlarının fotoğraflarını çekin.
    NOT: Bu elle çizilmiş resimler ve resimler, iki foton görüntülemeden önce mikroskop altında aynı geniş bölgeleri yeniden ziyaret etmeyi kolaylaştırmak içindir. Bunlar kesin görüntü eşleme değildir.
  4. İki foton görüntüleme altında, floresan hücrelerin ve damarların gerektiği gibi görüntülerini toplamak. Kesin bölgelerin sonraki görüntüleme için tekrar ziyaret edilebilmesini sağlamak için uygun koordinatlarla dikkatli notlar alın. Bu ilk görüntüleme oturumunda çeşitli görüş alanlarını toplayın, örneğin her 1-2 μm'lik bir doku hacmi nden z-stack görüntüleri elde edin.
    NOT: İki foton ile görüntü toplarken, kan damarı işaretleri kaba haritalama için kullanılır. İnce haritalama gerekiyorsa Thy1-YFP31 fareden YFP etiketli dendritler kullanılır.
    1. Görüntüleme için önerilen bu parametreleri kullanın: 880-900 nm dalga boyu optimaldir; GFP ve/veya dsRed / Rhodamine uyarma için, 525/50 nm (yeşil kanal) ve 620/60 nm (kırmızı kanal) emisyon filtreleri ile 565 nm dikroik ayna kullanılır; GFP ve YFP ayrımı için 500/15 ve 537/26 nm emisyon filtreli 509 nm dikroik ayna kullanılır; beyindeki güç 25 mW veya altında korunur; görüntü çözünürlüğü 1024 x 1024 piksel, 1.5X zum faktöründe 25X 0.9 NA hedefi ile alınan görüş alanı 295.24 x 295.24 μm'dir.
  5. Görüntülemenin sonunda fareyi sahneden alın, anesteziden uyanmasına ve ilerideki bir görüntüleme seansına kadar ev kafesine dönmesine izin verin.

5. İki foton görüntüleme ve yeniden görüntüleme

  1. İlk görüntüleme seansından sonra birkaç saat ile aylar arasında herhangi bir yerde olabilecek sonraki görüntüleme seansları için fareyi anestezi (Isoflurane, %5 indüksiyon ve %1,5 bakım), iki foton mikroskobuna monte edin, ısıtma plakasını koruyun ve Rhodamine B (2 mg/mL) gibi 100 μl'lik bir kan damarı boyasını yeniden enjekte edin.
  2. ImageJ'de daha önce elde edilen görüntüleri açın ve bu görüntüleri ve önceki oturumdaki notları kullanarak, daha önce görüntülenmiş alanları belirleyin ve dikkatlice yeniden görüntüleyin.
  3. Görüntüleme penceresi açık olduğu veya çalışmanın kapsamı için gerekli olduğu sürece bunu tekrarlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

In vivo'da mikroglial dinamikleri görselleştirmek için çift transgenik CX3CR1GFP/+:Thy1YFP fareler kullanıldı. Thy1-YFP H hattı, mikroglia (GFP) ve nöronların (YFP) floresan üst üste raşitini önlemek için Thy1-GFP M hattının aksine kullanılır. Alternatif yaklaşımlar, microglia'nın tdTomato ve daha sonra Thy1-GFP M hattı gibi etiketlendiği bir muhabir hattı kullanabilir. H çizgisinin bir dezavantajı YFP etiketlernbir sürü ve etiket artan yaş (kişisel gözlem) ile artar olmasıdır. M hattı nöronların se...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

In vivo iki foton görüntüleme gelişiyle sağlıklı beyinde meydana gelen hücresel etkileşimler ve dinamikleri bolluk keşfetmek için fırsatlar açtı. İlk çalışmalar hem akut hem de kronik görüntüleme ile görüntü nöronal dendritler için açık kafatası kraniyotomi yaklaşımı kullanarak odaklanmıştır37,38. Bu da beyindeki nöroimmün etkileşimleri açıklamak için kullanılabilir. Bu protokol, kısa veya uzun vadede uzun süre floresan etiketli hücrelerin (özellikle mikroglia, b...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Eyo laboratuvarı üyelerine bu el yazmasında sunulan fikirleri tartıştıkları için teşekkür ederiz. Biz NG2DsRed fareler33hediye için Virginia Üniversitesi'nde Kipnis Lab Dr Justin Rustenhoven teşekkür ederiz. Bu çalışma, Ulusal Nörolojik Bozukluklar ve Ulusal Sağlık Enstitüsü İnme Enstitüsü'nden U.B.E'ye (K22 NS104392) yapılan fonla desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Kapak Camı (3mm)Warner Instruments64-0726
Siyanoakrilat yapıştırıcı (Krazy Tutkal)Amazonhttps://www.amazon.com/Krazy-Glue-Original-Purpose-Instant/dp/B07GSF31WZ/ref=sr_1_2?keywords=krazy+glue&qid=1583856837&s=pet-supplies&sr=8-2
Demi Ultra LED Kürleme Işık SistemiDiş Sağlığı Ürünleri, Inc910860-1
Diş MatkabıOsada: www.osadausa.eduEXL-M40
Matkap UcuGüzel Bilim Araçları# 19008-07
Göz MerhemiHenry Schien1338333
iBond Total Etch (Astar tutkalı)Chase Diş Kaynağı (Heraeus Kulzer)66040094
Rhodamine BMillipore Sigma81-88-9 (R6626)
Tetris Evoflow yapıştırıcı (Son tutkal)Top Dent (Ivoclar Vivadent)#595956
Wahl Brav Mini+Amazon
https://www.amazon.com/Wahl-Professional-Animal-BravMini-41590-0438/dp/B00IN24ILE/ref=asc_df_B00IN24ILE/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&hvadid=167141013968&hvpos=&hvnetw=g&hvrand=12368793083893626704&hvpone=&hvptwo=&hvqmt=&hvdev=c&hvdvcmdl=&hvlocint=&hvlocphy=9008337&hvtargid=pla-332197544154&psc=1

Kaynaklar

  1. Engle, S. J., Blaha, L., Kleiman, R. J. Best Practices for Translational Disease Modeling Using Human iPSC-Derived Neurons. Neuron. 100 (4), 783-797 (2018).
  2. Osaki, T., Shin, Y., Sivathanu, V., Campisi, M., Kamm, R. D. In Vitro Microfluidic Models for Neurodegenerative Disorders. Advanced Healthcare Materials. 7 (2), (2018).
  3. Croushore, C. A., Sweedler, J. V. Microfluidic systems for studying neurotransmitters and neurotransmission. Lab Chip. 13 (9), 1666-1676 (2013).
  4. Wu, V. W., Schwartz, J. P. Cell culture models for reactive gliosis: new perspectives. J Neuroscience Research. 51 (6), 675-681 (1998).
  5. Abbott, N. J. Astrocyte-endothelial interactions and blood-brain barrier permeability. Journal of Anatomy. 200 (6), 629-638 (2002).
  6. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: A review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  7. Pena, F. Organotypic cultures as tool to test long-term effects of chemicals on the nervous system. Current Medicinal Chemistry. 17 (10), 987-1001 (2010).
  8. Humpel, C. Organotypic Brain Slice Cultures. Current Protocols in Immunology. 123 (1), 59(2018).
  9. Heine, C., Franke, H. Organotypic slice co-culture systems to study axon regeneration in the dopaminergic system ex vivo. Methods in Molecular Biology. 1162, 97-111 (2014).
  10. Croft, C. L., Futch, H. S., Moore, B. D., Golde, T. E. Organotypic brain slice cultures to model neurodegenerative proteinopathies. Molecualar Neurodegeneration. 14 (1), 45(2019).
  11. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  12. Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature Review Neurosciences. 9 (3), 195-205 (2008).
  13. Akassoglou, K., et al. In Vivo Imaging of CNS Injury and Disease. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10808-10816 (2017).
  14. Tran, C. H., Gordon, G. R. Astrocyte and microvascular imaging in awake animals using two-photon microscopy. Microcirculation. 22 (3), 219-227 (2015).
  15. Tvrdik, P., Kalani, M. Y. S. In Vivo Imaging of Microglial Calcium Signaling in Brain Inflammation and Injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (11), 2366(2017).
  16. Bennett, F. C., et al. A Combination of Ontogeny and CNS Environment Establishes Microglial Identity. Neuron. 98 (6), 1170-1183 (2018).
  17. Bohlen, C. J., et al. Diverse Requirements for Microglial Survival, Specification, and Function Revealed by Defined-Medium Cultures. Neuron. 94 (4), 759-773 (2017).
  18. Mueller, K. L., Hines, P. J., Travis, J. Neuroimmunology. Science. 353 (6301), 760-761 (2016).
  19. Kipnis, J., Filiano, A. J. Neuroimmunology in 2017: The central nervous system: privileged by immune connections. Nature Reviews Immunology. 18 (2), 83-84 (2018).
  20. Moloney, R. D., Desbonnet, L., Clarke, G., Dinan, T. G., Cryan, J. F. The microbiome: stress, health and disease. Mammalian Genome. 25 (1-2), 49-74 (2014).
  21. Skonieczna-Zydecka, K., Marlicz, W., Misera, A., Koulaouzidis, A., Loniewski, I. Microbiome-The Missing Link in the Gut-Brain Axis: Focus on Its Role in Gastrointestinal and Mental Health. Journal of Clinical Medicine. 7 (12), 521(2018).
  22. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10 (5), 549-551 (2007).
  23. Pan, F., Gan, W. B. Two-photon imaging of dendritic spine development in the mouse cortex. Developmental Neurobiology. 68 (6), 771-778 (2008).
  24. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).
  25. Grutzendler, J., Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Gan, W. B. Transcranial two-photon imaging of the living mouse brain. Cold Spring Harbor Protocols. 2011 (9), (2011).
  26. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Molecular Cell Biology. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  27. Liu, Y. U., et al. Neuronal network activity controls microglial process surveillance in awake mice via norepinephrine signaling. Nature Neuroscience. 22 (11), 1771-1781 (2019).
  28. Stowell, R. D., et al. Noradrenergic signaling in the wakeful state inhibits microglial surveillance and synaptic plasticity in the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 22 (11), 1782-1792 (2019).
  29. Sun, W., et al. In vivo Two-Photon Imaging of Anesthesia-Specific Alterations in Microglial Surveillance and Photodamage-Directed Motility in Mouse Cortex. Frontiers in Neuroscience. 13, 421(2019).
  30. Juczewski, K., Koussa, J., Kesner, A., Lee, J., Lovinger, D. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method. bioRxiv. , (2020).
  31. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
  32. Eyo, U. B., et al. P2Y12R-Dependent Translocation Mechanisms Gate the Changing Microglial Landscape. Cell Reports. 23 (4), 959-966 (2018).
  33. Nishiyama, A., Komitova, M., Suzuki, R., Zhu, X. Polydendrocytes (NG2 cells): multifunctional cells with lineage plasticity. Nature Review Neurosciences. 10 (1), 9-22 (2009).
  34. Zhu, X., Bergles, D. E., Nishiyama, A. NG2 cells generate both oligodendrocytes and gray matter astrocytes. Development. 135 (1), 145-157 (2008).
  35. Hughes, E. G., Kang, S. H., Fukaya, M., Bergles, D. E. Oligodendrocyte progenitors balance growth with self-repulsion to achieve homeostasis in the adult brain. Nature Neuroscience. 16 (6), 668-676 (2013).
  36. Berthiaume, A. A., et al. Dynamic Remodeling of Pericytes In Vivo Maintains Capillary Coverage in the Adult Mouse Brain. Cell Reports. 22 (1), 8-16 (2018).
  37. Trachtenberg, J. T., et al. Long-term in vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity in adult cortex. Nature. 420 (6917), 788-794 (2002).
  38. Holtmaat, A. J., et al. Transient and persistent dendritic spines in the neocortex in vivo. Neuron. 45 (2), 279-291 (2005).
  39. Wang, C., Mei, L. In utero electroporation in mice. Methods in Molecular Biology. 1018, 151-163 (2013).
  40. Matsui, A., Yoshida, A. C., Kubota, M., Ogawa, M., Shimogori, T. Mouse in utero electroporation: controlled spatiotemporal gene transfection. Journal of Visualized Experiments. (54), e3024(2011).
  41. Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8 (6), 67680(2013).
  42. Guenthner, C. J., Miyamichi, K., Yang, H. H., Heller, H. C., Luo, L. Permanent genetic access to transiently active neurons via TRAP: targeted recombination in active populations. Neuron. 78 (5), 773-784 (2013).
  43. Pilz, G. A., et al. Live imaging of neurogenesis in the adult mouse hippocampus. Science. 359 (6376), 658-662 (2018).
  44. Wu, J., et al. Kilohertz two-photon fluorescence microscopy imaging of neural activity in vivo. Nature Methods. 17 (3), 287-290 (2020).
  45. Yang, W., Yuste, R. In vivo imaging of neural activity. Nature Methods. 14 (4), 349-359 (2017).
  46. Hannan, S., et al. In vivo imaging of deep neural activity from the cortical surface during hippocampal epileptiform events in the rat brain using electrical impedance tomography. Neuroimage. 209, 116525(2020).
  47. Kulkarni, R. U., et al. In Vivo Two-Photon Voltage Imaging with Sulfonated Rhodamine Dyes. ACS Central Science. 4 (10), 1371-1378 (2018).
  48. Chamberland, S., et al. Fast two-photon imaging of subcellular voltage dynamics in neuronal tissue with genetically encoded indicators. Elife. 6, (2017).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

In Vivo ki Foton G r nt lemeKraniyal Pencere mplantasyonuMikroglial DinamiklerN ro mm n Etkile imlerKan Damar EtiketlemeStereotaktik KoordinatlarCX3CR1 GFP FarelerNG2 Pozitif H crelerTekrarlayan H cresel G r nt lemeBeyin Plastisitesi al malar
Farelerde Nöro-İmmün Dinamiğin Vivo Görüntülemesinde Tekrarlayan Performans için Hassas Beyin Haritalaması
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.