Aksin2-mTurkuaz2 Raportör Timositlerde Düşük Wnt Ekspresyonunun Flow Sitometrisi ve Konfokal Görüntüleme Analizi

Özet

Sinyal seviyelerinin hücre kaderini düzenlediği bilinmektedir, bu da Wnt sinyalinin düzenlenmesinin ilginç bir terapötik hedef oluşturduğunu göstermektedir. Burada, farklı Wnt sinyal seviyelerini ölçen sağlam bir murin kanonik Wnt sinyalleme raportör modeli için akış sitometrisi ve konfokal mikroskopi analiz yöntemlerini açıklıyoruz.

Özet

Yeni Wnt terapötik hedeflerini belirlemeye veya test etmeye çalışırken Wnt ekspresyon seviyelerinin ölçülmesi çok önemlidir. Önceki çalışmalar, kanonik Wnt sinyallemesinin dozaj güdümlü bir mekanizma aracılığıyla çalıştığını ve çeşitli hücre tiplerinde Wnt sinyalini inceleme ve ölçme ihtiyacını motive ettiğini göstermiştir. Fizyolojik Wnt ekspresyonunu temsil etmek için birkaç raportör model önerilmiş olsa da, ya genetik bağlam ya da raportör protein, bu araçların geçerliliğini, doğruluğunu ve esnekliğini büyük ölçüde etkilemiştir. Bu makale, mutasyona uğramış bir Axin2^em1Fstl aleli içeren Axin2-mTurquoise2 fare Wnt raportör modeli ile elde edilen verilerin elde edilmesi ve analiz edilmesi için yöntemleri açıklamaktadır. Bu model, geniş bir Wnt aktivitesi aralığı boyunca tek tek hücrelerde endojen kanonik Wnt sinyallemesinin incelenmesini kolaylaştırır.

Bu protokol, hücre yüzeyi belirteçleri veya β-katenin hücre içi boyama ile birlikte hematopoietik sistemin hücre popülasyon analizini kullanarak Axin2-mTurkuaz2 raportör aktivitesinin nasıl tam olarak takdir edileceğini açıklar. Bu prosedürler, ilgilenilen diğer dokularda veya hücrelerde uygulama ve üreme için bir temel görevi görür. Floresanla aktive edilen hücre sınıflandırması ve konfokal görüntülemeyi birleştirerek, farklı kanonik Wnt ekspresyon seviyeleri görselleştirilebilir. Önerilen ölçüm ve analiz stratejileri, kanonik Wnt sinyalizasyonunun hassas bir şekilde değerlendirilmesi için floresan ekspresyon seviyeleri hakkında nicel veriler sağlar. Bu yöntemler, kanonik Wnt ekspresyon örüntüleri için Axin2-mTurquise2 modelini kullanmak isteyen araştırmacılar için faydalı olacaktır.

Giriş

Kanonik Wnt sinyali, sağlıklı doku homeostazında ve hastalıkta rol oynayan korunmuş bir sinyal yoludur. Wnt sinyal seviyelerinin hassas bir şekilde düzenlenmesinin embriyonik gelişimde önemli olduğu gösterilmiştir, ancak yetişkin dokularda da büyük önem taşımaktadır. Kanonik Wnt sinyalinin bağırsak, deri ve hematopoetik sistem gibi çeşitli organların doku rejenerasyonunda önemli bir rol oynadığı bulunmuştur. Bu nedenle, Wnt sinyali deregüle edildiğinde ciddi patolojiler ortaya çıkar. Kolorektal, karaciğer ve cilt kanseri, nörolojik hastalık ve bazı hematolojik maligniteler, düzensiz Wnt sinyalizasyonunun nedensel faktör veya katkıda bulunduğu örnek patolojilerdir¹. Bu nedenle, farklı Wnt hedefleri için çeşitli inhibitörler şu anda Wnt ile ilişkili kanser terapötikleri² olarak klinik çalışmalarda test edilmektedir.

Ek olarak, nörolojik iyileşme, yaşa bağlı nörolojik bozukluklar ve konjenital otizm spektrum bozuklukları için Wnt terapötik potansiyelinde ilginç ilerlemeler meydana gelmektedir ^3,4,5. Wnt sinyalleri, sonraki transplantasyon için kök hücrelerin ex vivo genişlemesi için araştırılmıştır⁶. Bununla birlikte, kanonik Wnt sinyalinin terapötik hedeflemesi, birçok temel hücre fonksiyonundaki önemi ve diğer yolaklarla çapraz konuşması^{nedeniyle zor} bir çabadır ^7,8,9, ^bu Wnt terapötik ajanlarının etkilerini yorumlaması kolay bir modelde hassas bir şekilde ölçme ihtiyacına neden olur. Kanonik Wnt sinyali, komşu hücreler tarafından salgılanan veya çeşitli Wnt'ye duyarlı kök hücre tiplerinde bildirildiği gibi otokrin atılımı olarak salgılanan kısa menzilli, çözünür Wnt ligandları tarafından yönlendirilir.

Wnt Frizzled reseptörü ve lipoprotein reseptörü ile ilişkili protein (LRP) ko-reseptörleri, hücre içi bir sinyal kaskadını tetikleyen bu ligandlara yanıt verir. Wnt sinyali kapalı olduğunda, Eksen İnhibitörü (Aksin), tümör baskılayıcı gen ürünü, Adenomatöz Polipozis Coli (APC), Kazein Kinaz1 (CK1α) ve Glikojen Sentaz Kinaz'dan (GSK-3β) oluşan bir yıkım kompleksi, proteazomal bozunma ile β-katenin (CTNNB1) birikimini önler. Wnt ligand-reseptör bağlanması üzerine, yıkım kompleksi inaktive edilir, bu da sitoplazmada β-kateninin birikmesine ve stabilizasyonuna yol açar. Aktif β-katenin, Wnt hedef genlerinin transkripsiyonunu başlatmak için Transkripsiyon Faktörü / Lenfoid Arttırıcı Bağlayıcı Faktör (TCF / LEF) transkripsiyon faktörlerine bağlandığı çekirdeğe göç edebilir. Axin2, Wnt yolu^10'un doğrudan hedefi olduğu için bir hedef gen olarak kabul edilir. Ek olarak, Axin2, aktif kanonik Wnt sinyali^11,12 için bir raportör genin yanı sıra negatif bir düzenleyici olarak hizmet eder.

Literatürde birkaç kanonik Wnt sinyal muhabiri tanımlanmıştır ve Wnt sinyalinin embriyonik gelişimdeki rolünü anlamada büyük fayda sağlamıştır. Bu raportörlerin çoğu, endojen bir hedef gen 13,14,15,16,17,18,19 kullanmayan sentetik olarak yerleştirilmiş TCF/LEF bağlanma bölgelerini kullanır. Ek olarak, 11,20,21,22,23 geninin doğal konumuna saygı duyan Axin2 knock-in stratejileri kullanılmıştır ve bunların Axin2-LacZ'si genellikle en sağlam kanonik Wnt raportörü olarak kabul edilir¹¹. Bununla birlikte, raportör protein LacZ, çoğu dokuda kullanımı kolay olsa da, canlı hücreler için sert olduğu kabul edilen bir β-galaktosidaz substratı gerektirir²⁴. Özellikle kök hücreler ve timositler için, sert LacZ tespit koşulları, hücre süspansiyonlarını ele alırken hücresel ölümü (kendi bildirilmemiş verileri) artırır.

LacZ boyamanın neden olduğu sinyal amplifikasyonu, düşük sinyalleri tespit etmek için uygun olsa da, nicelemeyi daha az doğrudan ve dolayısıyla tartışmalı bir şekilde daha az güvenilir hale getirir. Bu nedenle, bir murin raportör modeli, Axin2-LacZ genetik stratejisini taklit etmek için tasarlanmıştır, ancak bir mTurquoise2 raportör proteini²¹ ile, daha doğrudan ve fizyolojik ifade seviyelerine daha yakın bir okuma sağlamak için tasarlanmıştır. mTurquoise2 floresan proteini, yüksek parlaklığı (kuantum verimi (QY) = 0.93), geniş hücre yüzeyi karakterizasyonu için diğer floresan proteinlerle kombinasyon halinde esnekliği ve eksojen bir substrata ihtiyaç duymaması nedeniyle LacZ için mükemmel bir alternatiftir. Ayrıca, yeşil floresan proteini (GFP) ile yakın genetik ilişkisi, gerekirse Wnt'ye son derece duyarlı hücrelerde daha güçlü sinyal tespiti için GFP'yi tanıyan floresan antikorların çoğunu kullanma imkanı sunar²⁵.

Axin2-mTurquoise2 modeli sadece kanonik bir Wnt raportörü değil, aynı zamanda Axin2 heterozigot ve homozigot (Axin2 nakavt) fenotiplerini inceleme imkanı da sunar. Axin2'nin başlangıç bölgesine mTurquoise2'nin hedeflenen yerleştirilmesi, bozulmuş bir Axin2 proteini²¹ ile sonuçlanır. İletken olarak da bilinen Axin2, Wnt yıkım kompleksinin bir parçası olduğundan ve yıkım kompleksi β-katenin aracılı transkripsiyonu sıkı bir şekilde düzenlediğinden, kısmi veya tam yokluğu çeşitli patolojileri incelemek için ilgi çekici olabilir. Örneğin, kolorektal kanserde, Wnt hiperaktivasyonu¹¹ nedeniyle Axin2 seviyeleri nispeten yüksektir; Bununla birlikte, diğer patolojilerdeki rolü hala büyük ölçüde bilinmemektedir. Axin2'nin β-kateninin bozunmasında sınırlı bir rol oynadığı düşünülse de, Wnt regülasyonundaki rolü, Wnt aracılı kolorektal kanser büyümesini bloke eden küçük bir peptitin eklenmesiyle arttırılabilir²⁶.

Toplamda, Wnt terapötik hedefleri aracılığıyla dikkatli Wnt regülasyonu, ciddi patolojilerin başlangıcını veya gelişimini değiştirmek için fırsatlar yaratabilir ve raportör kapasitesine sahip modellerde daha fazla araştırılmalıdır. Bu raporda, akış sitometrisi ve konfokal görüntüleme için Axin2-mTurkuaz2 fare modelinin en iyi uygulama analiz yöntemimizi açıklıyoruz. Wnt dozaj seviyeleri bağlamında, çok düşük kanonik Wnt sinyalizasyon seviyelerinin tespit edilmesi zordur, bu nedenle gelişmiş algılama ve analiz yetenekleri, bu modelin faydalarından tam olarak yararlanmak için bir avantaj sağlar. Timositler, kırılgan hücre canlılıkları, düşük kanonik Wnt sinyal ekspresyonu ve Axin2-mTurkuaz2 modelinin algılama hassasiyetini temsil etmek için yoğunlaştırılmış sitoplazma alanı nedeniyle bir model sistem olarak kullanılır. Ek olarak, sitoplazmik β-katenin seviyelerini ölçmek ve raportör ile kombinasyon halinde nükleer aktif kanonik Wnt sinyalini doğrulamak için timosit hücre süspansiyonları için histolojik bir toplam β-katenin boyama prosedürü açıklanmaktadır.

Protokol

NOT: Tüm fare prosedürleri, Leiden Üniversitesi Tıp Merkezi (LUMC) Hayvan Deneyleri Etik Komitesi'nin onayı ile gerçekleştirilmiştir. Erkek ve dişi, 6-12 haftalık, vahşi tip (wt), Axin2-mTurquoise2 raportör yapısının bir eklenmesi ile ve dolayısıyla bir Axin2-murquoise2 raportör yapısının eklenmesi ile heterozigot (Tg/0) ve her iki alelde Axin2-mTurkuaz2 raportör yapısının eklenmesi ile homozigot (Tg/Tg) ve böylece iki bozulmuş Axin2 geni; Axin2-mTurkuaz2 fareler (B6; Deneylerde CBA-Axin2^em1Fstl/J fareleri) kullanılmıştır. Hayvanlar, organ izolasyonundan önce CO₂ ötenazi ile sakrifiye edildi. Prosedür boyunca, numunelerin ışığa maruz kalmasını en aza indirin ve aksi belirtilmedikçe her zaman buz veya 4 °C üzerinde tutun. Numuneleri alüminyum folyo ile kaplayın. Tüm adımlar biyogüvenlik kabini olan standart bir laboratuvarda gerçekleştirilmelidir.

1. Timosit hücre süspansiyonunun hazırlanması

1. Farelerin karnını keserek ve timusu forseps ile çıkararak kan kontaminasyonu olmadan timusu farelerden dikkatlice hasat edin. %2,5 fetal buzağı serumu (FCS) içeren buz gibi Iscove'un Modifiye Dulbecco's Medium'unda (IMDM) geçici olarak saklayın/taşıyın.
   NOT: Kan dökülmesini ve olası timus hasarını önlemek için, fareleri servikal çıkık ile feda etmeyin.
2. 70 μm hücre süzgeci ile 50 mL'lik bir tüp hazırlayın ve filtreyi 1 mL soğuk IMDM /% 2.5 FCS ortamı ile ıslatın.
3. Soğuk IMDM /% 2.5 FCS ortamı ile iki kez yıkarken organı 1 mL şırınga pistonunun arka ucuyla ezin (Şekil 1A). İstenirse, ölü hücre topaklanmasını önlemek için IMDM /% 2.5 FCS ortamına 50 U / mL DNAse I'lik bir son konsantrasyon ekleyin. Filtreyi 2x soğuk IMDM /% 2.5 FCS ortamı ile durulayın ve 50 mL tüpte hafifçe yeniden süspanse edin.
   NOT: 10 mL'lik toplam uç hacmini aşmayın. Sonraki adımlar için ve kullanılmadığı zamanlarda hücreleri buz üzerinde ve karanlıkta tutun.
4. 330 × g'da 4 ° C'de 5 dakika santrifüjleyin ve süpernatanı hücre peletinden nazikçe aspire edin. Hücre peletini soğuk eksik IMDM /% 2.5 FCS ortamında nazikçe yeniden süspanse edin ve hücre sayımı için hazırlanın.
   NOT: Gerekirse, daha sonra deney yapmak için timositleri dondurun ve FCS-10% dimetilsülfoksit içinde sıvı nitrojen içinde saklayın. Uygun hücre dondurma ve çözme, aşırı hücre ölümünü azaltacaktır. Ortalama olarak, timositlerin yarısı, timustaki doğal T hücresi seçimi nedeniyle çözüldükten sonra apoptotik olabilir, bu da kriyo-flakon başına kaç timositin dondurulacağına karar verirken dikkate alınmalıdır. Flakon başına en az 2,5 × 10⁶ timosit dondurulmalıdır.

2. Timosit akış sitometrisi hazırlığı

1. Buz gibi soğuk fosfat tamponlu salin (PBS, pH 7.4) içinde boyama numunesi başına 2.5 ×^{10 6} timosit hazırlayarak hücre yüzeyi boyama prosedürü için timositleri hazırlayın (Şekil 1B). Timositler daha önce dondurulmuşsa, çözüldükten sonra canlı hücrelerin sayısını sayın. Gerekirse, ölü hücre topaklanmasını önlemek için 50 U / mL DNAse I'lik bir son konsantrasyon ekleyin.
2. Tam bir timosit alt kümesinin hücre yüzeyi karakterizasyonu için antikor boyama panellerini kullanın.
   NOT: Diğer florokrom kombinasyonları seçilebilir. Parlak floresan florokromlar için nadir popülasyon belirteçleri seçin ve mümkünse bir canlı-ölü işaretleyici ekleyin. Spektral örtüşme nedeniyle ne V450 ne de V500 florokromlar, mTurquoise2 floresan raportör ile birlikte kullanılmamalıdır. Her zaman mTurquoise2'nin floresan spektrumlarını mavi ve yeşil florokromlarla birlikte kontrol edin (Ek Şekil 1A).
   1. Soy negatif (Lin-) panellerin önceden tanımlanmış oranlarındaki antikorları, PBS /% 0.2 sığır serum albümini (BSA)/% 0.1_NaN3 (sodyum azid) tamponunda ayrı ayrı karıştırın.
      NOT: Tüm istenmeyen hücreler (timusta bulunan timosit olmayanlar) bir streptavidin ikincil antikoru (bu örnekte, fikoeritrin (Pe)-Cy7 ve allofikosiyanin (APC)-Cy7) ile 2 aşamalı bir işlemde boyanır ve akış sitometrisi analizinde bir "boşaltma kapısı" kullanılarak dışlanabilir.
   2. Çift Negatif (DN) boyama panelinin önceden tanımlanmış oranlarındaki antikorları, PBS /% 0.2 BSA /% 0.1 NaN₃ tamponunda streptavidin ikincil antikoru Pe-Cy7 ile karıştırın. Lin-panel'i bu karışımdan çıkarın (Tablo 1).
   3. Antikorları, Olgunlaşmamış Tek Pozitif (ISP), Çift Pozitif (DP) ve Tek Pozitif (SP) boyama panelinin önceden tanımlanmış oranlarında, PBS /% 0.2 BSA /% 0.1 NaN₃ tamponunda streptavidin ikincil antikoru APC-Cy7 ile karıştırın. Lin-panel'i bu karışımdan çıkarın (Tablo 1).
   4. İlk olarak, karanlıkta buz üzerinde 30 dakika boyunca Lin-panellerinin biyotin primer antikor karışımlarını kullanarak timositleri istenmeyen T hücre dışı popülasyonlarla boyayın.
      NOT: Her Lin-panel farklı bir hücre grubudur ve bu nedenle tek bir numunede birlikte boyanmamalıdır.
   5. 300 × g'da, 4 °C'de 5 dakika döndürün ve süpernatanı çıkarın. Timositleri 150 μL buz gibi soğuk PBS /% 0.2 BSA /% 0.1 NaN₃ tamponu ile yıkayın ve 300 × g, 4 ° C'de 5 dakika döndürün.
   6. DN paneli ve ilgili Lin- boyanın ISP/DP/SP paneli ile karanlıkta buz üzerinde 30 dakika boyunca boyayın. 300 × g'da, 4 °C'de 5 dakika döndürün ve süpernatanı çıkarın. Timositleri 150 μL buz gibi soğuk PBS/%0.2 BSA/%0.1_NaN3 tamponu ile yıkayın ve 300 × g, 4 °C'de 5 dakika döndürün.
3. 35 μm'lik bir hücre süzgeç tüpü ile homojenize ederek ve hücreleri PBS/%0.2 BSA/%0.1_NaN3 tamponunda alarak hücreleri akış sitometrisi ölçümü için hazırlayın. Hücreleri ışıktan koruyun ve akış sitometresi ölçümü sırasında ve sırasında buz üzerinde tutun.
   NOT: NaN₃ (sodyum azid) oldukça toksik ve ölümcüldür. Bu madde ile çalışırken özel dikkat gösterilmelidir. Kullandıktan sonra ellerinizi iyice yıkayın ve NaN₃ yutulursa hemen bir zehir kontrol merkezini veya doktoru/doktoru arayın.

3. Akış sitometresi ölçümü

NOT: mTurquoise2 sinyalinin diğer birkaç florokromla kombinasyon halinde ölçülmesi, deneyin deneyim ve bilgili bir şekilde planlanmasını gerektirdiğinden, deneyimsiz kullanıcılar önce akış sitometresi eğitimi almalıdır. Akış sitometresi hakkında bilgi için Malzeme Tablosuna bakın.

1. Akış sitometresini kullanım kılavuzuna veya diğer yerleşik protokole göre başlatın. Optimum floresan algılama stratejisi için akış sitometresindeki bant geçiren filtre setlerini kontrol edin ve gerekirse ayarlayın.
   NOT: mTurquoise2 için önerilen bir filtre, ultraviyole 405 nm, 407 nm veya daha az yaygın olan 440 nm lazer çizgisinde 470/20 nm'dir.
2. Piyasada bulunan kompanzasyon boncukları ve stabil şekilde transfekte edilmiş, mTurquoise2 eksprese eden 293T hücreleri ile kompanzasyon ayarları oluşturarak akış sitometresini kalibre edin.
   NOT: Kompanzasyon boncukları yerine tek lekeli wt timositler kullanılabilir. Bu durumda, boncuklarla kompanzasyon, hücrelerin kullanılmasından eşit derecede verimli ve daha uygundu.
   1. Boncukları, deneyde kullanılan her bir florokrom ile etiketleyin ve lekelenmemiş boncukları dahil edin. Bir kompanzasyon ayar paneli oluşturmak için boncukları ölçün ve boncuklarda kullanılabilecek mTurkuaz2 için eşleşen florokrom olmadığından mTurkuaz2 ifade eden 293T hücrelerini ölçün. Gerçek deneyde kullanmak için telafi ayarlarını kaydedin.
      NOT: Kompanzasyon ayarı için kullanılan mTurquoise2 eksprese eden hücreler, gerçek deneyin mTurquoise2 eksprese eden timositlerinden daha parlak veya daha parlak olmalıdır. Ayrıca mTurquoise2-negatif 293T hücrelerinin de mevcut olduğundan emin olun.
   2. Deney için, mTurquoise2 FMO için bir wt numunesi ve analiz kısmı için pozitif kontroller olarak her fare genotipinin boyanmamış bir timosit numunesi dahil olmak üzere floresan eksi bir (FMO) Tg / Tg ile boyanmış timositleri dahil edin.
      NOT: Bu kontroller, pozitif hücreler için kapıları doğru şekilde ayarlamak için önemlidir. Deney numunelerinin geri kalanı komple boyama paneli ile boyanır (Tablo 1).
      1. Bir deney oluşturun, akış sitometresi yazılımında tüp sayısını ekleyin ve adlandırın ve tüm florokrom seti için lekeli hücreleri görselleştirmek için dağılım grafikleri oluşturun.
      2. Daha önce oluşturulan telafi ayarlarını denemeye uygulayın. Saçılma grafiğinde tam hücre popülasyonu görünene kadar boyanmamış wt timositlerle ileri saçılmayı (FSC) ve yan saçılmayı (SSC) ayarlayın. Pozitif popülasyonun görünür olduğundan emin olmak için önce boyanmamış Tg / Tg mTurkuaz2 eksprese eden timositleri ölçün.
      3. Tg/Tg tamamen boyanmış bir timosit örneğini ölçün ve tüm florokrom kombinasyonlarını kontrol edin. Gerekirse, yanlış kompanzasyon gösteren florokromlar için önceden belirlenmiş kompanzasyon değerlerini ayarlayın. Deney numunelerinin geri kalanını ölçün ve numunelerin ölçümü sırasında herhangi bir ayar yapmayın.
         NOT: Müteakip kompanzasyon ayarlaması da analiz yazılım paketinde gerçekleştirilebilir. Mevcut hücre sayısı sınırlayıcı bir faktör olsa da, ölçüm sırasında bu adımın gerçekleştirilmesi tavsiye edilir. mTurkuaz2 yoğunluk değerlerinin karşılaştırılması için ayarları tüm numuneler arasında eşit tutun.

4. Akış sitometrik analizi

NOT: Akış sitometrik analizi, Malzeme Tablosunda belirtilen özel yazılım kullanılarak gerçekleştirilmiştir; Bununla birlikte, başka akış sitometrik analiz programları da mevcuttur.

1. FSC ve SSC değerlerine göre canlı hücreleri ve timosit alt kümelerini kapılayın.
2. Florokrom paraziti olmadığından ve taşmayı veya taşmayı önlemek için uygun kompanzasyonun gerçekleştiğinden emin olmak için numunenin solunda bulunan kompanzasyon matrisi iletişim kutusundaki kompanzasyon ayarlarını kontrol edin.
   1. Edinim tanımlı matrisin ayarlanması gerekiyorsa, popülasyonun neredeyse mükemmel bir yatay veya dikey çizgi göstermemesi için her florokrom kombinasyonunun telafi değerini basitçe artırarak veya azaltarak telafi matrisindeki değerleri değiştirin (Ek Şekil 1B).
3. Uygun pozitif geçit için mTurquoise2 yoğunluğunu görsel olarak yaymak için mTurquoise2 X ekseni ekranını doğrusal olarak değiştirin (Ek Şekil 2).
   1. mTurquoise2 FMO kontrolünü, mTurquoise2 pozitif sinyal kapısı için negatif kontrol olarak kullanın. Hücre popülasyonu başına doğru eşik kapısını revize edin (Şekil 2).
      NOT: (wt) mTurquoise2 FMO kontrol hücreleri mTurquoise2 işaretleyicisine sahip değildir ve bu nedenle Axin2 raportör aktivitesi için bir arka plan eşiği olarak kullanılabilir.
4. Kaç hücrenin Wnt pozitif olduğunu tanımlamak için mTurquoise2-pozitif hücreleri uygun algılama kanalıyla kapatın.
5. İlgilenilen hücrelerdeki floresan yoğunluğu miktarını tanımlamak için geometrik ortalamayı ve medyanı hesaplayın.
   1. İstatistiklere tıklayın | Panele mTurquoise2 pozitif hücreleri gösteren istatistik ekleyin.
   2. mTurquoise2'nin istatistik yöntemini, ilgilenilen popülasyonu ve algılama kanalını tanımlayın ve Ekle'ye tıklayın. Grafikleri çizmek için geometrik ortalamayı ve medyan floresan yoğunluğunu Keyfi Birimler (AU) cinsinden temsil edin.
      NOT: Medyan, floresan yoğunluğunun orta değerini temsil eder ve bu nedenle floresan yoğunluğu popülasyon kayması hakkında bilgi sağlar. Gerekirse, bir arka plan düzeltmesi, mTurquoise2 raporlayıcı etkinliğinin dinamik aralığının daha net bir şekilde görselleştirilmesine yardımcı olabilir. Bu, wt arka plan boyama frekanslarının, geçitli spesifik hücre tipinin mTurkuaz2-pozitif hücrelerinin toplam frekansından çıkarılmasıyla yapılabilir.

5. Konfokal görüntüleme için timosit sitospinlerinin hazırlanması

NOT: Timosit sitospinleri, yapışmayan hücrelerin hücre süspansiyonları ile çalışırken önerilir. Timositlerde Axin2-mTurkuaz2 ekspresyonu timus epitel hücrelerine göre daha düşük olduğu için görüntüleme için filtrelenmiş timosit hücre süspansiyonları kullanıldı.

1. Taze hasat edilmiş veya donmuş timositlerin hücre süspansiyonu ile başlayın. Timosit genotipi başına 100 μL soğuk PBS /% 0.5 BSA /% 10 FCS'de ~ 20.000 timosit süspansiyonu yapın.
   NOT: Gerekirse, önceden donmuş timositlerle çalışırken maksimum hücre canlılığını korumak için hücreleri nazikçe çözün. Bu, hücreleri görüntülerken daha az otofloresan sağlamaya yardımcı olacaktır. Numunenin kalitesinden emin olmak için hücre canlılığını kontrol edin. Sitospin prosedürü, kırılgan timositlere uyarlanmış mekanik bir kuvvet kullanır; Bununla birlikte, oldukça uygun bir başlangıç popülasyonu gerektirir. Daha yüksek canlılık sağlamak için, donmuş timositler yerine taze hasat edilmiş ile başlanması tavsiye edilir.
2. Filtre kartlarının açıklığının etrafındaki alanı PBS ile önceden ıslatın. Sitospin numune haznesi tutucusunu kılavuza göre monte edin (Şekil 1C).
   1. Filtre kartını donma sürgüsüne yerleştirin (düz tarafı cam sürgüye karşı). Her iki öğeyi de numune haznesi tutucusuna yerleştirin. Filtre kartını tam olarak numune haznesi tutucu deliğine yerleştirmeye dikkat edin ve komple numune haznesi tutucusunu rotora yerleştirin.
3. Timositleri dikkatlice yeniden süspanse edin ve numune odalarına 100 μL hücre süspansiyonu ekleyin. Timosit süspansiyonunu 4 dakika boyunca ~ 350 × g'da don kızaklarının üzerine döndürün. Hücrelere dokunmadan filtre kartını donma slaytından dikkatlice çıkarın. Sitorepsiyonları oda sıcaklığında 1 saat ile gece arasında değişen bir süre boyunca havayla kurutun.
   NOT: Diğer hücre tipleriyle çalışırken, en iyi sonuçları elde etmek için farklı hücre yoğunluklarını test edin. Sitospinler, daha sonra deney yapmak için kapalı bir kutuda -20 ° C'de dondurulabilir. Oda sıcaklığında 1 saat boyunca daha fazla işlem için sitospinleri çözün.

6. Toplam β-katenin ile sitospin immün boyama

1. Sitospinleri oda sıcaklığında 15 dakika boyunca% 100 metanol içinde sabitleyin. Slaytları oda sıcaklığında 10 dakika havayla kurutun. Hidrofobik bir kalemle cam slayt üzerindeki timosit popülasyonunun etrafına bir daire çizin.
   NOT: Bu sabitleme adımı, β-katenin boyama için özel olarak optimize edilmiştir.
2. Slaytları oda sıcaklığında 10 dakika boyunca PBS/%0,05 Tween-20 içine yerleştirin ve ardından blokaj ve inkübasyon adımları sırasında koyu nemli bir kutuya aktarın. Slayt başına 100 μL PBS /% 10 normal fare serumu (NMS) ekleyin ve oda sıcaklığında 10 dakika nemli kutuda bırakın. % 10 NMS'yi çıkarmak için slayta dokunun, slayt başına 100 μL PBS /% 10 normal keçi serumu (NGS) ekleyin ve oda sıcaklığında 30 dakika nemli kutuda bırakın.
   NOT: PBS/%10 NMS ile inkübasyon, spesifik olmayan primer antikor bağlanmasını bloke eder (Şekil 1D), PBS/%10 NGS ise spesifik olmayan sekonder antikor bağlanmasını bloke eder.
3. Hücresel boyama için ek antikorlar hazırlayın. Toplam β-katenin antikorunun 0.5 μg'ını AF568 etiketli parçalarla karıştırın.
   NOT: Bu ayarda, birincil anti-fare toplam β-kateninin, timositlere eklenmeden önce Alexa Fluor 568 (AF568) florokrom etiketli ikincil keçi-anti-fare IgG1 Fab fragmanları ile ön etiketlenmesi için ticari olarak temin edilebilen bir etiketleme kiti kullanılmıştır. Birkaç konsantrasyonun test edilmesi gerekebileceğinden, etiketlemeyi üreticinin protokolüne göre gerçekleştirin. Toplam β-katenin-AF568 işaretli antikoru 30 dakika içinde kullanın.
4. Nemli bir kutuda gece boyunca 4 ° C'de sitospin lamı başına toplam β-katenin-AF568 etiketli antikorun 50 μL (0.5 μg) ekleyin. Üreticinin protokolüne göre bir negatif boyama kontrolü veya doğrudan etiketleme protokolü olması durumunda bir izotip kontrolü ekleyin.
5. Oda sıcaklığında PBS/%0.05 Tween-20 ile 20 dakika yıkayın. Daha sonra, karıştırarak bir kavanozda oda sıcaklığında PBS ile 20 dakika yıkayın. Antikorun antijene bağlanmasını sağlamak için ikinci bir fiksasyon adımı gerçekleştirin: nemli bir kutuda PBS'de 100 μL% 4 paraformaldehit (PFA) ile oda sıcaklığında 10 dakika.
   NOT: Slaytları karanlıkta tutun. Ne metanol ne de PFA fiksasyonu, mTurkuaz2 ekspresyonunu²⁷ önemli ölçüde etkilemeyecektir.
6. Slaytları PBS'ye batırın. Nemli kutuda oda sıcaklığında 10 dakika boyunca 50 μL TO-PRO-3 (1:1500) ile nükleer boyama yapın. Slaytları PBS ile oda sıcaklığında bir kavanozda karıştırarak 20 dakika yıkayın.
   NOT: TO-PRO3 konsantrasyonu, yakındaki floresan spektrumlarına sahip diğer florokromların kullanımına bağlı olarak titre edilebilir.
7. Numuneleri üreticinin protokolüne göre bir antifade reaktifi ile gömün ve bir lamel ile örtün. Oda sıcaklığında 24 saat havayla kurutun. Slaytları doğrudan floresan veya konfokal mikroskop altında görüntüleyin veya daha sonra görüntülemek için -20 °C'de saklayın.

7. Konfokal mikroskobik ölçüm

NOT: Konfokal mikroskop hakkında bilgi için Malzeme Tablosuna bakın.

1. Konfokal mikroskobu manuel veya yerleşik protokole göre açın. Konfokal ayarların birincil ayarlaması için negatif ve pozitif kararlı bir şekilde transfekte edilmiş mTurquoise2 293T hücre hattı kontrollerini kullanın. Daha sonra, mTurquoise2 sinyalinin düşük pozlamasını önlemek için sırasıyla negatif ve pozitif kontroller olarak wt Axin2-mTurquoise2 ve Tg / Tg (nakavt) Axin2-mTurquoise2 timositlerini kullanın.
2. Lazerleri ve filtre genişliklerini programlayarak yazılımı sıralı tarama için hazırlayın. Önce en yüksek dalga boylu lazer çizgisiyle başlayın ve en düşük dalga boyuna doğru çalışın. Tüm sıralı tarama adımları yüklendiğinde, numuneyi mikroskop aşamasına yükleyin, numuneyi odaklayın ve konfokal yazılım veya isteğe bağlı manuel paneldeki ilgili düğmeleri kullanarak lazer gücünü ve Smart Gain'i optimize etmek için Canlı'ya basın.
   NOT: Potansiyel foto ağartma potansiyel olarak meydana gelebileceğinden, lamın numune bölümü sinyal ölçümü için görüntülenmemelidir. Bununla birlikte, mTurquoise2 yüksek fotostabiliteye^{sahiptir 25}.
3. Çok düşük mTurquoise2 ekspresyonu durumunda, bir floresan sinyali gözlemlenene kadar lazer gücünü ve Smart Gain'i artırın ve gerçek bir pozitif sinyal olduğundan emin olmak için negatif kontrol numunesi ile kontrol edin. Timositleri 40x 1.4 yağ merceği, 63x 1.4 yağ merceği veya 100x 1.4 yağ merceği ile görselleştirin.
   NOT: Bu çalışma için bir Leica SP5 mikroskobu kullanılmıştır.
4. Numuneyi ölçmeden önce mikroskopta bu konfokal görüntüleme ayarlarını kullanın.
   1. Yapılandırma | Ayarlar | Daha geniş bir yoğunluk ölçeği oluşturmak ve böylece düşük ve yüksek floresan sinyalleri arasında daha fazla ayrım yapmak için Bit derinliği seçeneğinde 12 bit olarak değiştirin.
   2. XY'ye tıklayarak görüntüleme çözünürlüğünü ayarlayın ve Formatı 1024 x 1024'e yükseltin, bu da tarama süresini iki katına çıkaracaktır. Hız | Ayarları manuel olarak değiştirmek için daha fazlası. Ek olarak, Çift Yönlü tarama seçeneğini etkinleştirin.
   3. Arka plan sinyalini azaltmak için hassasiyet kaydırıcısını ayarlayın. Hızlı LUT (Arama Tablosu) seçeneğiyle doğru lazer gücünü ve Akıllı Kazancı optimize edin.
      NOT: 12 bitlik görüntüde, kaydırıcı 0 ile 4095 arasında gri bir ölçek yoğunluğu değerine sahiptir. Bu, daha sonra ücretsiz çevrimdışı Las X yazılımı ile de yapılabilir. Yeşil renk siyah arka planı, mavi renk ise örneğin doymuş piksellerini gösterir.
5. Tüm görüntüleme ayarları optimize edildiğinde, üç kanalın da sıralı görüntülemesini başlatacak olan Başlat'a tıklayarak örneği ölçün.
   1. TO-PRO-3 nükleer floresan sinyalini ölçün. TO-PRO-3'ü 633 nm lazer ve HyD 640-750 nm ile tespit edin.
      NOT: Bu kurulumda, %6 akıllı kazançta %15 lazer gücü kullanılmıştır. Bu ayar, TO-PRO-3 boyamanın yoğunluğuna bağlı olarak değişebilir. Çok parlaksa, aşırı uyarıldığında düşük yoğunluklu florokromları etkileyebilir. Böyle bir durumda, boyama konsantrasyonunu azaltın.
   2. β-katenin, nükleer ve sitoplazmik floresan sinyallerini ölçün. 561 nm lazer ve HyD 580-605 nm ile β-katenini tespit edin. Düşük AF2 sinyali durumunda yazılımdaki XY kutusundaki ayarı satır ortalaması 2 olacak şekilde ayarlayarak bir görüntü için 568 adede kadar tarama biriktirin.
      NOT: Bu kurulumda, %87 akıllı kazançta %85 lazer gücü kullanılmıştır.
   3. mTurquoise2 sitoplazmik floresan sinyalini ölçün. 458 nm lazer ve HyD 490-600 nm ile mTurquoise2'yi tespit edin. Düşük mTurquoise2 sinyali durumunda hat ortalaması 4 olan yazılımdaki XY kutusundaki ayarı ayarlayarak bir görüntü için 4 adede kadar tarama biriktirin.
      NOT: Bu protokol için kullanılan konfokal mikroskop üzerindeki eski lazerler ve düşük mTurquoise2 sinyali nedeniyle, %90 lazer gücünde 405 nm, %100 lazer gücünde 458 nm ve 476 nm lazerler ile %100 akıllı kazançta HyD 490-550 nm kullanıldı. 440 nm'lik bir lazer, konfokal mikroskopta daha az yaygın olarak bulunsa da en uygun olanıdır. Yüksek lazer gücü dikkatli kullanılmalı ve sadece sıralı görüntüleme ile yapılmalıdır. Dedektörün aşırı maruz kalmasını önlemek için acil durum ayarlarının yerinde olduğundan emin olun. Diğer konfokal mikroskoplardaki lazer gücü, daha güçlü veya daha yeni lazerler nedeniyle bu protokolde önerilenlerden daha düşük olabilir. Görüntülemeden önce floresan sinyalinin kaybolmadığından emin olmak için bir beyazlatma testi yapılabilir. Önerilen kurulumda, mTurquoise2'nin foto ağartılması kabul edilebilirdi.
   4. Toplam hücre görselleştirmesi için parlak alan görüntülemesi gerçekleştirin. 488 nm lazer ve PMT Scan-DIC ile timositleri tespit edin. Görüntü analizi için Lif dosyalarını dışa aktarın.
      NOT: Bu kurulumda, 212 V kazanç ve -%4,3 veri ofseti ile %59 lazer gücü kullanılmıştır. Lif dosyaları, görüntü düzeltme için çevrimdışı LAS x yazılımında okunabilir.

8. Konfokal mikroskopi analizi

1. Görüntüleri bir görüntü işleme yazılımı²⁸ kullanarak analiz edin (Ek Şekil 3). Görüntüleri yazılıma yükleyin.
   NOT: Birden çok biçim kabul edilir, ancak LUT'lu TIFF dosyaları veya Lif dosyalarının görüntü işleme yazılımına doğrudan içe aktarılması önerilir.
2. Timosit çekirdeklerindeki aktif β-katenin sinyalini ölçün.
   1. Aktif β-katenin analizi için kırmızı gri değer görüntüsündeki TO-PRO-3 ile boyanmış timositlerin çekirdeklerini seçin. Bunu manuel olarak yapın veya yazılımda otomatik hücre seçimini kullanın.
      NOT: Otomatik hücre seçimi, uygun eşikleme ve partikül analizi için görüntü işlemeye ihtiyaç duyabilir. Manuel hücre seçimi zahmetli olabilir, ancak genellikle herhangi bir görüntü işleme gerektirmez ve bu protokolde önerilir.
   2. Çalışma çubuğundaki seçim araçlarından herhangi biriyle manuel seçimi etkinleştirin.
      1. Çekirdeğin konturunu seçin ve İlgi Bölgesi (ROI) yöneticisine ekleyin. Analiz Et'e tıklayarak ROI yöneticisini etkinleştirin | Araçlar | ROI Yöneticisi ve yeni bir ROI yöneticisi penceresi açıldığında, ilk seçenek olan Ekle (t) seçeneğine tıklayın veya t klavye kısayolunu kullanın. Tüm çekirdekler tanımlanana ve ROI yöneticisine eklenene kadar önceki adımı tekrarlayın. Seçili hücreleri görselleştirmek için ROI yöneticisindeki Tümünü göster seçeneğini kullanın.
   3. Hücre bulunmayan >3 arka plan alanını seçin ve bunları ROI yöneticisine ekleyin.
      NOT: Bu durumda boyut ve şekil önemli değildir. Bu bölgeler, nihai hesaplama için arka plan gürültüsü ölçümleri olarak işlev görecektir.
      1. Analiz Et'e tıklayarak görüntü üzerinde ölçümü tanımlayın | Ölçümleri ayarlayın. Farklı ölçüm seçenekleri ile açılan yeni pencerede Alan, Entegre Yoğunluk ve Ortalama gri değeri etkinleştirin | Tamam'a tıklayın.
      2. Üzerine tıklayarak β-katenin gri değer görüntüsünü etkinleştirin ve ROI yöneticisinde Tümünü göster'e tıklayarak seçilen çekirdekleri ve arka plan alanlarını görselleştirin. Artık β-katenin görüntüsünde görünen tüm seçili alanları gözlemleyin.
      3. ROI Yöneticisi'nde Ölç'e tıklayın veya Analiz Et | Ölçün. ROI'ler içindeki β-katenin sinyalinin sonuçlarını gösteren yeni Sonuçlar penceresini gözlemleyin.
      4. Düzenle'ye tıklayarak sonuçları bir elektronik tablo hesaplama programına aktarın | Tümünü seç; ve daha fazla hesaplama için listeyi elektronik tabloya kopyalayıp yapıştırın. Daha fazla | Kurtarmak....
   4. Otomatik hücre seçimi için, birçok görüntü işleme ayarı geri alınamayacağından, işlenecek görüntünün Kopyalarını (Klavye Ctrl D) yapın.
      NOT: Otomatik nükleer etiketleme, çoğu durumda çekirdeği otomatik ve doğru bir şekilde tanımlamak için görüntü işleme gerektirir. Görüntü işleme sadece alan seçimi amacıyla yapılmalıdır. İşlenmiş görüntüler, piksel değerleri değiştiği için floresan yoğunluk ölçümü için kullanışlı değildir.
      1. İşlem | Filtreler | Görüntüyü yumuşatmak için Gauss Bulanıklığı. Birden fazla Sigma (Radius) değerini test edin ve Tamam'a tıklamadan önce efekti görselleştirmek için Önizleme seçeneğini etkinleştirin.
      2. Düzenle'ye tıklayarak görüntüyü ters çevirin | Ters çevir. Görüntüye tıklayarak Parlaklığı ve Kontrastı kontrol edin | Ayarla | Parlaklık/Kontrast. Otomatik seçeneğini kullanın veya tercihen değerleri manuel olarak değiştirin.
         NOT: Görüntü özelliklerini değiştireceği için değişiklikleri uygulamayın . İstenilen görüntü elde edildiğinde B&C penceresini kapatmanız yeterlidir.
      3. Resme tıklayarak bir Eşik oluşturun | Ayarla | Eşik'i seçin ve tüm hücrelerin çoğunlukla görünür olduğu en iyi Eşik ayarlarını tanımlayın. Eşik ayarlarını uygulamak için Uygula'ya tıklayın.
         NOT: Delik gösteren hücrelere bir eşik uygulanmamışsa, İşlem | İkili | Hücrelerin içindeki boşlukları doldurmak için Delikleri Doldurun. Hücreler eşik ayarlarıyla birleştirilmişse, İşlem | İkili | Bu hücreleri ayırmak için havza. İnce bir 1 piksellik çizgi, programın kaynaşmış olarak yorumladığı herhangi bir hücreyi ayıracaktır.
      4. Freehand seçim aracıyla tercih ettiğiniz bir çekirdeği manuel olarak seçerek görüntüdeki en küçük ve en büyük çekirdeği tanımlayın, bunu ROI yöneticisine ekleyin ve Alanı ölçün.
      5. Analiz Et'e tıklayarak parçacıkları (çekirdekleri) analiz edin | Parçacıkları Analiz Edin ve Boyut (^2) kutusuna en küçük Alanı ve en büyük Alanı aralarında kısa çizgi (-) olacak şekilde ekleyin. Tamam'a tıklamadan önce Sonuçları görüntüle, Yöneticiye ekle ve Kenarlarda hariç tut kutularını etkinleştirin. Protokolü tamamlamak için adım 8.2.3 ile devam edin.
3. Timositlerdeki sitoplazmik mTurkuaz2 ve β-katenin sinyallerini ölçün.
   1. Yukarıdakiyle aynı adımları izleyerek parlak alan görüntüsündeki tüm timositlerin konturunu seçin.
   2. Hücre bulunmayan >3 arka plan alanını seçin ve bunları ROI yöneticisine ekleyin.
      NOT: Bu durumda boyut ve şekil önemli değildir. Bu bölgeler, nihai hesaplama için arka plan gürültüsü ölçümleri olarak işlev görecektir.
      1. Üzerine tıklayarak mTurquoise2 gri değer görüntüsünü etkinleştirin ve ROI yöneticisinde Tümünü göster'e tıklayarak seçilen toplam hücre ROI'lerini ve arka plan alanlarını görselleştirin. mTurquoise2 görüntüsünde görünen tüm seçili alanları gözlemleyin.
      2. ROI Yöneticisi'nde Ölç'e tıklayın veya Analiz Et | Ölçün. mTurquoise2 sinyalinin ölçüm sonuçlarıyla birlikte açılan yeni Sonuçlar penceresini gözlemleyin.
      3. Düzenle'ye tıklayarak sonuçları bir elektronik tablo hesaplama programına aktarın | Tümünü seçin ve daha fazla hesaplama için listeyi elektronik tabloya kopyalayıp yapıştırın.
      4. Üzerine tıklayarak β-katenin gri değer görüntüsünü etkinleştirin ve ROI yöneticisinde Tümünü göster'e tıklayarak seçilen toplam hücre ROI'lerini ve arka plan alanlarını görselleştirin. β-katenin görüntüsünde görünen tüm seçili alanları gözlemleyin.
      5. ROI Yöneticisi'nde Ölç'e tıklayın veya Analiz Et | Ölçün. Toplam hücresel β-katenin sinyalinin ölçüm sonuçlarıyla açılan yeni Sonuçlar penceresine dikkat edin.
      6. Düzenle'ye tıklayarak sonuçları bir elektronik tablo hesaplama programına aktarın | Tümünü seçin ve daha fazla hesaplama için listeyi elektronik tabloya kopyalayıp yapıştırın. Daha fazla | Kurtarmak....
4. Denklem 1'i kullanarak aktif β-katenin için Düzeltilmiş Toplam Nükleer Floresanı (CTNF) hesaplayın.
   CTNF = Entegre yoğunluk - (Alan × Ortalama arka plan alanlarının ortalaması) (1)
5. Denklem 2'yi kullanarak mTurquoise2 için Düzeltilmiş toplam Hücre Floresansını (CTCF) hesaplayın.
   CTCF = Entegre yoğunluk - (Alan × Ortalama arka plan alanlarının ortalaması) (2)
6. Adım 8.2.3.3'te elde edilen nükleer β-katenin değerlerini çıkararak aktif nükleer β-katenin ve sitoplazmik β-katenin arasında ayrım yapın. sitoplazmik inaktif β-katenini elde etmek için adım 8.3.2.5'te elde edilen toplam hücre β-katenin değerlerinden.
   NOT: Ölçümlerin aynı hücre içinde yapıldığından emin olun.
   1. Arka plan alanlarının Ortalama yoğunluğunun ortalamasını hesaplayın. Denklem 1 ve 2'yi kullanarak CTNF ve CTCF'yi hesaplayın. IntDen'i (seçili alandaki tüm piksellerin toplamı) RawIntDen olarak değil, Tümleşik yoğunluk olarak düşünün.
   2. Gerekirse, grafikleri çizmek için IntDen değerlerinin Standart sapmasını hesaplayın. Mann-Whitney U-testini kullanarak istatistiksel analiz için 200'e kadar ayrı hücre düşünün.
7. Sonuçları ayrı bir veri noktası grafiğinde çizin ve y eksenini CTNF veya CTCF değerleriyle Bağıl Floresan Birimler (RFU) olarak etiketleyin.

Sonuçlar

Kanonik Wnt sinyalizasyonunun rolünü araştırmak için, bir Axin2-mTurquoise2 kanonik Wnt raportör modeli, β-katenin protein ekspresyonu ile kombinasyon halinde test edilmiştir. Timositlerin kırılgan olduğu, timosit olgunlaşma sürecinin çeşitli aşamalarında düşük kanonik Wnt sinyali gösterdiği ve düşük sitoplazmik/nükleer orana sahip olduğu bilinmektedir; tüm bu faktörler sitoplazmik mTurkuaz2 veya β-kateninin saptanmasını engeller. Protokolü takip ederek, murin Axin2-mTurkuaz2 timositleri timustan hasat edildi ve hem Axin...

Tartışma

Farklı raportör duyarlılığına ve gerçek raportör proteinlerine sahip birkaç kanonik Wnt raportörü mevcuttur. Sentetik olarak tanıtılan multimerize TCF/LEF bağlanma bölgelerini kullanan raportör modelleri, floresan raportör proteinleri ile mevcuttur; bununla birlikte, transgenlerin bu tür tekrarları, üreme veya uzun in vivo deneyler sırasında kaybolabilir ve raportör ekspresyonunu etkileyen çevredeki genomik dizilerden gelen Wnt olmayan sinyallere duyarlı olabilir. Bu nedenle, en...

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi

Ad	Şirket	Katalog numarası	Yorumlar
BD FACScantoII akış sitometresi	BD Biosciences	uygulanamaz	Seri numarası V96300710. Bu protokoldeki akış sitometresi kurulumu, 505 uzun geçiren filtre ve 530/30 nm bant geçiren filtre ve 470/20 nm bant geçiren filtre ile 405 nm lazer çizgisi içerir; 735 nm uzun geçiren filtre ve 780/60 nm bant geçiren filtre, 670 nm uzun geçiren filtre ve 655 nm uzun geçiren filtre, 610 nm uzun geçiren filtre, 550 nm uzun geçiren filtre ve 575/26 nm bant geçiren filtre, 505 nm uzun geçiren filtre ve 530/30 nm bant geçiren filtre ve 488/10 nm bant geçiren filtreli 488 nm lazer; ve 733 nm uzun geçiren filtre ve 735/780 nm bant geçiren filtre, 60 nm uzun geçiren filtre ve 685/660 nm bant geçiren filtre ile 20 nm lazer çizgisi.
BSA	Sigma	A9647
Corning 70 ve mu; M hücre süzgeci	Şahin/Corning	352350
Cytospin 4 Tip A78300101	Thermo Scientific	uygulanamaz
DMSO	Sigma Aldrich	D5879-1L
DNAse I	Sigma	A9647
Falcon 50 mL Konik Santrifüj tüpleri	Greiner bio-one	227261
Falcon yuvarlak tabanlı Polistiren Hücre süzgeci geçmeli kapaklı test tüpleri	Fisher Scientific
Fetal Buzağı Serumu (FCS)	Greiner Bio-One B.V.	Uygulanabilir Değil	Menşeine bağlıdır
Fiji yazılımı	ImageJ	uygulanabilir değil	Sürüm 1.53
Filtre kartı beyaz (cytospin için)	VWR	SHAN5991022
FlowJo 10 yazılımı	Treestar	uygulanamıyor	Sürüm 10.5.3
Don kaydırakları	Klinipath
Gibco IMDM orta	Fisher Bilimsel
HCX PL APLO 40x 1.4 YAĞ lensi	Leica microsystems	Uygulanabilir Değil
Hidrofobik kalem: Omm Kenar kalemi	Vektör	uygulanabilir değil
Leica TCS SP5 DMI6000	Leica microsystems	Uygulanabilir Değil	Bu protokoldeki mikroskop kurulumu, 8 bit çözünürlüğe, 1024 piksel x 1024 piksele, 400 Hz hıza, iğne deliği 68 ve mikroya sahip bir HCX PL APO 40x/1.2 yağa daldırma objektifinden oluşuyordu; m ve oda sıcaklığında 1,5 yakınlaştırma faktörü. Bu sistem 405 diyot lazer, argon lazer, DPSS 561 lazer, HeNe 594 lazer ve HeNe 633 lazer ile 4 hibrit dedektör (HyD) ve 5 fotoçoğaltıcı tüp (PMT) içerir.
Metanol ve nbsp;	VWR	1060091000
NaN 3< / sub> / sodyum azid	Hastane çiftliği	uygulanamıyor ve nbsp;
Normal fare serumu	Kendi fareleri	uygulanamaz
PBS	Lonza	BE17-517Q
ProLong Elmas Antifade Mountant	Fisher Scientific	P36965
Saflaştırılmış fare anti-β-katenin (CTNNB1)	BD Biosciences	610154
TO-PRO-3 İyodür	Thermofisher	T3605
bir eczanede	şeffaf oje	uygulanamaz
Ara-20	Sigma Aldrich	P1379-500ml & nbsp;
Zenon Alexa Fluor 568 Fare IgG1 etiketleme kiti	Thermofisher	Z25006