Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Programlanabilir Otomatik Nanolitre Enjektör ile Drosophila melanogaster'de Tümör Allotransplantasyonu

2.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/62229

⸱

2 Şubat 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology, Tulane University School of Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, neoplazinin çeşitli yönlerini incelemek için Drosophila tümörlerinin yetişkin konakçıların karnına ilk ve devam eden kuşak allotransplantasyonu için ayrıntılı rehberlik sağlar. Bir otoenjektör aparatı kullanarak, araştırmacılar geleneksel, manuel yöntemlerle elde edilenlere kıyasla daha iyi verimlilik ve tümör verimi elde edebilirler.

Özet

Bu protokol, Drosophila melanogaster'deki tümörlerin oto-nanolitre enjeksiyon cihazı kullanılarak allotransplantasyonunu tanımlar. Bir otoenjektör aparatının kullanılmasıyla, eğitimli operatörler manuel enjektör kullanılarak elde edilenlere kıyasla daha verimli ve tutarlı transplantasyon sonuçları elde edebilirler. Burada, konuları kronolojik bir şekilde ele alıyoruz: Drosophila çizgilerinin geçmesinden, primer tümörün indüksiyonuna ve diseksiyonuna, primer tümörün yeni bir yetişkin konağa transplantasyonuna ve genişletilmiş çalışmalar için tümörün nesiller boyu transplantasyonuna devam edilmesine. Bir gösterim olarak, burada kuşak transplantasyonu için Notch hücre içi alan (NICD) aşırı ekspresyonuna bağlı tükürük bezi hayali halka tümörleri kullanılmaktadır. Bu tümörler ilk önce larva tükürük bezi hayali halkaları içindeki bir geçiş bölgesi mikro ortamında güvenilir bir şekilde indüklenebilir, daha sonra devam eden tümör büyümesini, evrimini ve metastazını incelemek için in vivo olarak tahsis edilebilir ve kültürlenebilir. Bu allotransplantasyon yöntemi, potansiyel ilaç tarama programlarında ve tümör-konakçı etkileşimlerini incelemek için yararlı olabilir.

Giriş

Bu protokol, Drosophila larva tükürük bezi (SG) hayali halka tümörlerinin bir oto-nanolitre enjeksiyon aparatı (örneğin, Nanoject) kullanılarak yetişkin konakçıların karınlarına allotransplantasyonu için adım adım rehberlik sağlar. Bu protokol aynı zamanda tümörlerin yeni nesil yetişkin konakçılara daha sonra yeniden tahsis edilmesi için talimatlar sağlar, bu da tümör evrimi ve tümör-konakçı etkileşimleri gibi tümör özelliklerinin uzunlamasına incelenmesi için fırsatlar sağlar. Protokol, ilaç tarama deneylerine de uygulanabilir.

Bu yöntem, Drosophila'da tümör allotransplantasyonunun manuel enjektörler1 kullanılarak gerçekleştirilmesinin etkinliğini artırmak için geliştirilmiştir, bu da emme ve enjeksiyon kuvvetlerinde genellikle tutarsızdır ve tümör allotransplantasyonu için optimal olmayan sonuçlara yol açmaktadır. Bir otoenjektör aparatı daha iyi kontrol sağlar ve allogreft sonrası daha düşük sinek mortalitesi oranlarına neden olabilir. Eğitimli bir operatör, manuel enjektörkullanıldığında yaklaşık% 80'e kıyasla, otomatik enjektör ile% 90'ın üzerinde bir konakçı hayatta kalma oranı elde edebilir1. Allogreft sonrası 8-12. günlerde genel tümör edinme oranı %60-80'dir. Ortalama enjeksiyon süresi ayrıca manuel bir enjektör kullanılarak sinek başına 30-40 sn'den otomatik enjektör kullanılarak sinek başına 20-25 sn'ye yükseltilmiştir.

Bu protokol, Drosophila tümör allotransplantasyonunda otoenjektör aparatını kullanan ilk birkaç protokol arasındadır. Yakın zamanda yapılan bir çalışmada, tümörlü nöral kök hücrelerin allotransplantasyonu için otoenjektör de kullanılmıştır2. Daha önce, otoenjektör aparatı Drosophila'da bakteriyel virülans3, paraziter enfeksiyonlar ve konakçı savunması4'ü incelemek ve farklı bileşiklerin biyoaktivitesini taramak için kullanıldı5. Protokolümüz, otoenjektör aparatını tümör enjeksiyonu kullanımı için uyarlar ve Drosophila araştırmacılarına daha yüksek kaliteli ve daha tutarlı sonuçlar sunarken onlara önemli ölçüde zaman kazandırmayı amaçlamaktadır. Bu protokol sadece tümörlerin allotransplantasyonu için kullanılamaz, aynı zamanda benzer kalibre6'daki wildtype ve mutant dokuların allotransplantasyonuna da uyarlanabilir.

Bu protokolde kullanılan Drosophila NICD tümörü ilk olarak Yang ve ark.7 tarafından SG hayali halka geçiş bölgesinde, yüksek seviyelerde endojen Janus Kinaz / Sinyal Dönüştürücü ve Transkripsiyon Aktivatörleri (JAK-STAT) ve c-Jun N-terminal Kinaz (JNK) aktivitesi sergileyen bir "tümör sıcak noktası" nda tanıtıldı. Ek olarak, geçiş bölgesi yüksek seviyelerde matriks metalloproteinaz-1 (MMP1)7'ye sahiptir, bu da bu bölgeyi özellikle tümörigeneze elverişli kılar. NICD aşırı ekspresyonu yoluyla çentik yolu aktivasyonu tek başına tümör oluşumunu sürekli olarak başlatmak için yeterlidir. Bu tümörler daha sonra tümör hücresi bölünmesi, invazyonu ve tümör-konakçı etkileşimleri dahil olmak üzere çok çeşitli konuların araştırılmasına izin vermek için tahsis edilebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. SG hayali halka tümörünün hazırlanması

  1. UAS-NICD (Erkek: 10-15 sinek) ve Act-Gal4, UAS-GFP / CyO genotipleri ile yetişkin sinekleri çaprazlayın; küvet-Gal80ts (Bakire dişi: 10-15 sinek) ve 18 ° C'de 1 gün boyunca üremelerine izin verin. Seçilen yetişkin sinekler yüksek doğurganlık sağlamak için 5-9 günlük olmalıdır.
  2. Yetişkin sineklerin, şişelerde bulunan sinek yiyeceklerine 18 ° C'de 24 saat boyunca yumurta bırakmalarına izin verin, ardından yetişkin sinekleri çıkarın.
    NOT: Sinek yiyecekleri, Drosophila Stok Merkezi8'in standart mısır unu yemek tarifi kullanılarak hazırlanır. Her şişe yaklaşık 10mL sinek yemi içermelidir.
  3. Yumurtaların 18 ° C'de 6 gün boyunca kuluçkaya yatmasına izin verin. Bu dönemde larvalar yumurtadan çıkacaktır.
  4. Larva içeren şişeleri 29 ° C'lik bir inkübatöre aktarın ve 7 gün daha inkübe edin.
    NOT: Bu inkübasyon adımı, spesifik deneysel tasarıma bağlı olarak isteğe bağlıdır.

2. Allotransplantasyon için yetişkin vahşi tip Drosophila'nın hazırlanması

  1. Yabani tip veya uygun mutant yetişkin sinekleri% 100 CO2 ile uyuşturun ve sinekleri cinsiyetlere göre sıralayın. Hem erkek hem de dişi sinekler tümör konakçıları olarak kullanılabilir.
  2. 5 cm uzunluğunda bir sinek bandı parçasını, yapışkan tarafı yukarı bakacak şekilde mikroskop slaytına, her iki ucunda birer tane olmak üzere iki küçük bant parçasıyla sabitleyin.
  3. Kanatlarını banda yapıştırarak sinekleri hareketsiz hale getirin. Sinekleri manevra yaparken forseps kullanın.
    1. Allogreft alıcıları olarak kullanılan 60-80 yetişkin sinek için yukarıdaki adımı tekrarlayın.
      NOT: Sinekleri, daha sonra daha verimli bir enjeksiyon işlemi için vücut eksenleri birbirine paralel olarak hizalanmış düzgün sıralar halinde düzenlemek en iyisidir. Şekil 1 , bu şekilde bantlanmış konakçı sinek sıralarını göstermektedir.

3. Otomatik enjektör aparatının montajı

  1. Hem otomatik enjektör aparatını hem de güç kablosunu kontrol ünitesi kutusuna bağlayın.
    1. Enjeksiyon hacmini 59,8 nL'ye ayarlayın. Bu, allotransplantasyon sırasında uygun miktarda emme ve enjeksiyon kuvvetinin korunmasına yardımcı olacaktır.
  2. Kontrol kutusunu ve otomatik enjektörü, ışık mikroskobunun karşı taraflarına yerleştirin.
    NOT: Sağ elini kullanan operatörler için, kontrol kutusu mikroskopun sol tarafına, enjektör sağ tarafa yerleştirilmelidir. Solak operatörler için bunun tersi de geçerlidir.
  3. 3,5'' cam kılcal damarı, kapalı ucu forseps ile kırparak kullanıma hazırlayın.
    1. Cam kılcal damarın bir ucunu dört adımlı bir mikropipet çektirici kullanarak işleyin ve cihazda aşağıdaki özellikleri kullanarak dar, kapalı bir uca ısıtın: Isı = 650, Kuvvet = 200 ve Mesafe = 8. Kılcal damarları çektirme aparatına düzgün bir şekilde yerleştirin ve yukarıdaki ayarları girdikten sonra programı çalıştırın.
    2. Yetişkin sinek karnına kolay giriş için daha keskin bir son oluşturmak üzere kılcal damarı yaklaşık 60° açıyla kesmek için forseps kullanın1. İyi kırpılmış kılcal damar örneği için Şekil 2'ye bakın.
  4. Enjektörün kapağını hafifçe sökün. Enjektör iğnesini toplam uzunluğunun% 70-80'i görünene kadar ilerletmek için Boş düğmesini basılı tutun. Kılcal damar ilerlemesini hızlandırmak için Doldur düğmesine bir kez basın ve aynı anda Boş düğmesini basılı tutun.
  5. Cam kılcal damarı mineral yağ ile doldurmak için bir şırınga kullanın. Ardından, cam kılcal damarı, enjektörün kauçuk tıpasına sıkıca tutturulana kadar enjektör iğnesine dikkatlice yerleştirin. Şimdi enjektör kapağını sıkıca vidalayın.
    1. Allotransplantasyon sırasında ortamın kirlenmesini önlemek için cam kılcal kapağın dış yüzeyindeki mineral yağ kalıntılarını silin.

4. SG hayali halka tümörünün diseksiyonu

  1. Larvalardan birini seçin ve SG hayali halka tümör diseksiyonuna hazırlanmak için 100 μL Schneider's Medium ile doldurulmuş bir diseksiyon plakasına aktarın.
    NOT: Sadece tümörü barındıran örnekler larva olarak kalacaktır. Bunun nedeni, tümör büyümesinin larva gelişimini ve ilerlemesini geciktirmesidir9. Örneklerin üçte ikisi tümörü barındırmayacak ve böylece pupa / yetişkinlere ilerlemiş olacaktır.
    1. Diseksiyon ve allotransplantasyon amacıyla, 10x-20x büyütme aralığına sahip bir stereomikroskop kullanın.
  2. Larva gövdesinin orta bölümünü tutmak için bir çift forseps kullanarak, başka bir çift forseps kullanarak larva kafasını sıkıştırın ve uzunlamasına bir germe kuvveti uygulayın.
  3. Larvaların Y şeklindeki SG'sini bulun ve larva dokusunun geri kalanından izole edin10.
  4. SG hayali halka tümörünü, bitişik dokuyu çıkararak diseke edin ve izole edin. Bu diseksiyon işleminin bir tasviri için Şekil 3'e bakınız.
  5. Araştırma ihtiyaçlarına göre ilave 10 ila 20 SG hayali halka tümörleri için 4.1-4.4 adımlarını tekrarlayın.

5. Primer SG hayali halka tümörünün allogrefti

  1. Kılcal damarı, primer SG hayali halka tümörlerini içeren Schneider's Medium'a batırın. Cam kılcal damarı Schneider's Medium ile en üstteki 0,5 cm'lik segmente kadar doldurmak için Doldur düğmesini basılı tutun. Bu üst segment mineral yağ ile dolu kalmalıdır.
    NOT: Boş düğmesine bir kez basarken aynı anda Doldur düğmesini basılı tutarak bu işlemi hızlandırın.
  2. Birincil bir tümörü bulun ve tümör kılcal damara emilene kadar Doldur düğmesine basın.
    1. Tümörün kılcal damarın ucunda veya kılcal damarın ucundan birkaç milimetre uzakta oturduğundan emin olun. Bu, tümörün sürüklenmesini ve kılcal damarda bulunan çözeltide kaybolmasını önlemeye yardımcı olur. Kılcal damarda otururken uygun tümör lokalizasyonunun gösterilmesi için Şekil 4A'ya bakınız.
  3. Mikroskop slaytındaki banda hareketsiz hale getirilmiş yetişkin bir sinek bulun. Forseps kullanarak, alt karın bölgesini yavaşça tutun. Daha sonra, karın alt lateral kütikülünü kılcal damar ile delin. Tümör yeni konakçı karnına girene kadar Boş düğmesine basın. Bu tekniğin gösterimi için Şekil 4B'ye bakınız.
  4. Forseps kullanarak, konağın kanatlarını banttan çıkarmak için yavaşça sıkıştırın. Ev sahibini taze yiyeceklerle yeni bir şişeye yerleştirin. Şişeyi enjeksiyondan sonraki ilk 24 saat boyunca yana doğru yerleştirmek en iyisidir. Her şişe sadece en fazla 20 sinek içermelidir.
    NOT: Bazı konakçı sineklerin enjeksiyondan sonra vücutlarında eksik kanatlar ve diğer yaralar olacaktır ve şişe dik yerleştirilirse sinek yemine yapışabilir.
  5. Kalan primer tümörleri yeni yetişkin konakçılarına nakletmek için 5.2 ile 5.4 arasındaki adımlarıtekrarlayın.
  6. Kılcal damarları keskinlerin kabına atın ve aparatı tekrar kutusuna koymadan önce mineral yağ kalıntılarını otomatik enjektörün dışından temizleyin.
  7. Ana bilgisayar şişesini 1 gün boyunca oda sıcaklığında saklayın, ardından şişeyi 29 ° C'de bir inkübasyon odasına aktarın. Sinek konakçılarını her 2-3 günde bir yeni şişelere aktarın.
  8. Sinek konakçılarını günlük olarak izleyin ve hayatta kalma oranlarını hesaplayın. Bir hafta sonra, tümörler floresan adaptörlü bir stereo mikroskop altında görünür olmalı ve boyutları ve ilerlemeleri için sürekli olarak izlenebilir.

6. Nakledilen tümörlerin yeniden allogreftlenmesi

  1. Allogreftten yaklaşık 10-14 gün sonra, floresan mikroskobu kullanarak konakçı karınlarda büyüyen tümörleri tarayın.
  2. Bir konağı CO2 ile anestezi altına alın ve 100 μL Schneider Medium ile doldurulmuş bir diseksiyon plakasına yerleştirin. Büyümüş allogreftlenmiş tümörü iki çift forseps kullanarak konakçıdan diseke edin.
    1. Karnı tutmak için bir çift forseps kullanın ve diğer çift karın kütikülü kesmek için tahsis edilmiş tümörü açığa çıkarın1.
    2. Tümörü, bağlı konakçı dokulardan, floresan belirteçlerini kılavuz olarak kullanarak mümkün olduğunca dikkatli bir şekilde izole edin.
  3. İki ila üç ek tahsis edilmiş tümöre hazırlanmak için adım 6.2'yi tekrarlayın.
  4. Hasat edilen tümörleri içeren diseksiyon plakasını bir ışık mikroskobu sahnesine aktarın.
  5. Steril iğneler kullanın ve tümörleri kılcal boyuta uygun daha küçük parçalara ayırın.
  6. Yeni nesil yetişkin konakçıları hazırlamak için 4.1-4.5 adımlarını tekrarlayın ve tümörlerin allotransplantasyonunu tamamlamak için 5.1-5.7 adımlarını tekrarlayın.
    NOT: Primer olmayan tümörlerde başarı oranları genellikle primer tümörlere göre daha yüksektir.
  7. Çalışmada kullanılan sonraki her nesil sinek için 6.1-6.6 arasındaki adımları tekrarlayın.
    NOT: Deneysel ihtiyaçlara uygun Drosophila konak çizgilerini seçin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Burada, nanolitre enjeksiyon otoenjektör aparatını kullanarak SG hayali halka tümörlerinin nesiller arası allotransplantasyonunu gerçekleştirdik ve tümör büyümesi, tümör hücresi göçü ve tümör-konakçı etkileşimleri konularına daha derin bir dalış sağlayan konfokal lazer tarama mikroskobu ile daha sonra tümör canlı görüntüleme gerçekleştirdik. Sinekleri monte ederken, onları bir mikroskop slaytına yapıştırın ve bir polidimetilsiloksan (PDMS) blok11 ile sınırlandırın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Tümör allotransplantasyonu, araştırmacıların Drosophila tümörünün büyümesi ve ilerlemesi sırasında ortaya çıkan bazı sorunları ele almalarına yardımcı olabilir. Böyle bir zorluk, primer tümör kültürü 12 sırasında tümör taşıyan larvaların veya yetişkinlerin erken ölümlerininatlatılmasıdır. Bu bağlamda, devam eden tümör allotransplantasyonu, tümörlerin süresiz olarak büyümesine izin verir, bu da tümör büyümesi, metastazı ve evriminin uzunlamasına incelenmesini kolaylaştırır. Tümör allotrans...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar arasında beyan edilecek çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Eski laboratuvar üyeleri Dr. Sheng-An Yang ve Bay Juan-Martin Portilla'ya bu protokolün geliştirilmesindeki katkılarından dolayı teşekkür ederiz. Dr. Yan Song'un Pekin Üniversitesi Yaşam Bilimleri Fakültesi'ndeki laboratuvarına, manuel allotransplantasyon konusundaki protokollerini paylaştıkları için minnettarız. Ayrıca Bay Calder Ellsworth ve Bay Everest Shapiro'ya el yazmasının eleştirel okuması için teşekkür ederiz.

KİS'ler bu çalışma için Ulusal Sağlık Enstitüsü'nden (https://www.nih.gov/) fon (GM072562, CA224381, CA227789) ve Ulusal Bilim Vakfı'ndan (htps://nsf.gov/) finansman (IOS-155790) aldı. Fon verenlerin çalışma tasarımı, veri toplama ve analizi, yayınlama kararı veya makalenin hazırlanmasında hiçbir rolü yoktu.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Konfokal Lazer Tarama MikroskobuZeissLSM 980"Zeiss LSM 980" olarak da bilinir
Mısır unu sineği yemiBloomington Drosophila Stok MerkeziN/A"BDSC Standart Mısır Unu Gıdası" olarak da
bilinirDiseksiyon İğnesi (30Gx1/2)BD PrecisionGlide305106
Diseksiyon PlakasıFisher Scientific12-565B
Sinek BandıFisherbrand159015A
Elektron Mikroskobu Bilimleriiçin Floresan AdaptörüSFA-UV"NightSea Floresan Adaptörü" olarak da bilinir
Floresan MikroskobuZeiss495015-0001-000"Zeiss Stereo Discovery.V8" olarak da bilinir
ForsepsGüzel Bilim Araçları11251-10"Dumont #5 Forseps" olarak da bilinir 
Cam Kılcal (3.5 '')Drummond3-000-203-G/X
TutkalElmerE305"Elmer Washabale Clear Glue" olarak da bilinirIşık
mikroskobuZeiss435063-9010-100"Zeiss Stemi 305" olarak da bilinir
Mikropipet ÇektirmeDünyası Hassas AletlerPUL-1000"Dört Adımlı Mikropipet Çektirme" olarak da bilinir"
Nanoject AparatıDrummond3-000-204"Nanoject II Otomatik Nanolitre Enjektör" olarak da
bilinirSchneider'ın OrtaThermoFisher21720001
Şırıngası (27G x1 / 2)BD PrecisionGlide305109
FlakonFisherbrandAS507
Stero Mikroskop

Kaynaklar

  1. Rossi, F., Gonzalez, C. Studying tumor growth in Drosophila using the tissue allograft method. Nature Protocols. 10 (10), 1525-1534 (2015).
  2. Magadi, S. S., et al. Dissecting Hes-centred transcriptional networks in neural stem cell maintenance and tumorigenesis in Drosophilia. Development. 147 (22), (2020).
  3. Haller, S., Limmer, S., Ferrandon, D. Pseudomonas Methods and Protocols. , Springer. 723-740 (2014).
  4. Letinić, B., Kemp, A., Christian, R., Koekemoer, L. Inoculation protocol for the African malaria vector, Anopheles arabiensis, by means of nano-injection. African Entomology. 26 (2), 422-428 (2018).
  5. Mejia, M., Heghinian, M. D., Busch, A., Marí, F., Godenschwege, T. A. Paired nanoinjection and electrophysiology assay to screen for bioactivity of compounds using the Drosophila melanogaster giant fiber system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3597(2012).
  6. Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Disease Models & Mechanisms. 4 (6), 753(2011).
  7. Yang, S. A., Portilla, J. M., Mihailovic, S., Huang, Y. C., Deng, W. M. Oncogenic notch triggers neoplastic tumorigenesis in a transition-zone-like tissue microenvironment. Developmental Cell. 49 (3), 461-472 (2019).
  8. Bloomington Drosophila Stock Center. BDSC Cornmeal Food. , (2020).
  9. Garelli, A., Gontijo, A. M., Miguela, V., Caparros, E., Dominguez, M. Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation. Science. 336 (6081), 579-582 (2012).
  10. Kennison, J. A. Dissection of larval salivary glands and polytene chromosome preparation. CSH Protocols. 2008, (2008).
  11. Ji, H., Han, C. LarvaSPA, a method for mounting drosophila larva for long-term time-lapse imaging. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), (2020).
  12. Mirzoyan, Z., et al. Drosophila melanogaster: a model organism to study cancer. Frontiers in Genetics. 10, 51(2019).
  13. Bangi, E. Drosophila at the intersection of infection, inflammation, and cancer. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 3, 103(2013).
  14. Saavedra, P., Perrimon, N. Drosophila as a model for tumor-induced organ wasting. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1167, 191-205 (2019).
  15. Figueroa-Clarevega, A., Bilder, D. Malignant drosophila tumors interrupt insulin signaling to induce cachexia-like wasting. Developmental Cell. 33 (1), 47-55 (2015).
  16. Koyama, L. A. J., et al. Bellymount enables longitudinal, intravital imaging of abdominal organs and the gut microbiota in adult Drosophila. PLOS Biology. 18 (1), 3000567(2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

T m r TransplantasyonuT k r k Bezi T m rmajinal Ring T m rT m r Konak Etkile imiCanl G r nt lemeKanser la TaramasT m r Progresyonu
Programlanabilir Otomatik Nanolitre Enjektör ile Drosophila melanogaster'de Tümör Allotransplantasyonu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.