Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Farelerde Modelleme İnme: Fototomboz ile Fokal Kortikal Lezyonlar

7.3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/62536

⸱

6 Mayıs 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

Bu makalede

Özet

Burada açıklanan fototrombotik inme modeli, bir inmenin, ışığa duyarlı bir boyanın kullanılmasından sonra lazer aydınlatma kullanılarak kalıcı mikrovasküler tıkanıklık indüklenerek sağlam kafatasından üretildiği yerdir.

Özet

İnme, gelişmiş ülkelerde önde gelen bir ölüm nedeni ve edinilmiş yetişkin engelidir. Yeni terapötik stratejiler için kapsamlı araştırmalara rağmen, inme hastaları için sınırlı terapötik seçenekler vardır. Bu nedenle, inme sonrası inflamasyon, anjiogenez, nöronal plastisite ve rejenerasyon gibi patofizyolojik yollar için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır. İn vitro modellerin beynin karmaşıklığını yeniden üretememesi göz önüne alındığında, deneysel inme modelleri bu mekanizmalar için yeni ilaç hedeflerinin analizi ve daha sonra değerlendirilmesi için gereklidir. Buna ek olarak, sözde çoğaltma krizinin üstesinden gelmek için tüm prosedürler için ayrıntılı standartlaştırılmış modellere acilen ihtiyaç vardır. ImmunoStroke araştırma konsorsiyumu içinde bir çaba olarak, Rose Bengal'in intraperitoneal enjeksiyonu ve sağlam kafatasının 561 nm lazerle aydınlatılması kullanılarak standartlaştırılmış bir fototrombotik fare modeli tanımlanmıştır. Bu model, invaziv cerrahi olmadan beynin herhangi bir kortikal bölgesine tahsisi ile farelerde inme performansına izin verir; böylece, beynin çeşitli bölgelerinde inme çalışmasını sağlar. Bu videoda histolojik analiz ile birlikte fototropombotik modelde inme indüksiyonunun cerrahi yöntemleri gösterilmiştir.

Giriş

İskemik inme, 2017 yılındadünyaçapında yaklaşık 2,7 milyon ölümün 21. Bilim camiasının muazzam çabalarına rağmen, çok az tedavi mevcuttur. Ayrıca, bu kadar yüksek dışlama kriterleri ile, zaten sınırlı olan bu seçeneklere birçok hasta erişilemez, bu da inme sonrası fonksiyonel iyileşmeyi iyileştirmek için yeni tedavilere acil bir ihtiyaçla sonuçlanır.

İn vitro modellerin beynin karmaşık etkileşimlerini kopyalayamamaları göz önüne alındığında, hayvan modelleri preklinik inme araştırmaları için gereklidir. Fareler inme araştırma alanında en sık kullanılan hayvan modelidir. Bu fare modellerinin çoğunluğu, insan inme lezyonlarının çoğunluğu MCA bölgesinde bulunduğundan orta serebral arter (MCA) içindeki kan akışını engelleyerek enfarktüsleri teşvik etmeyi amaçlamaktadır2. Bu modeller insan inme lezyonlarını daha iyi rekapitüle etse de, enfarktüs hacim değişkenliği yüksek konvülatlı ameliyatları içerir.

Rosenblum ve El-Sabban'ın 1977'de fototropombotik modelin önerisinden bu yana3ve daha sonra bu modelin sıçanlara uygulanması Watson ve ark.4, iskemik inme araştırmalarında yaygın olarak kullanılmaya başladı5,6. Fototropotik inme modeli, daha önce kan akışına enjekte edilen ışığa duyarlı bir boyanın fotoaktivasyonu sonucu lokal ve tanımlanmış bir kortikal enfarktüse neden olur. Bu, ışığa maruz kalan bölgelerdeki damarların lokal trombozuna neden olur. Kısaca, enjekte edilen ışığa duyarlı boyadan ışığa maruz kalınca, endotel hücre zarının lokalize oksidatif yaralanması indüklenir, trombosit toplama ve trombüs oluşumuna yol haline getirilir, ardından serebral kan akışının lokal bozulması7.

Bu tekniğin temel avantajı, uygulama basitliği ve lezyonun istenen bölgeye yönlendirilmesi olasılığındadır. Diğer deneysel inme modellerinden farklı olarak, lezyon sağlam kafatasının aydınlatılmasıyla indüklendikçe fototropombotik inme modelini gerçekleştirmek için küçük cerrahi uzmanlığa ihtiyaç vardır. Ayrıca, iyi sınırlanmış sınırlar (Şekil 2A ve Şekil 5B) ve lezyonu belirli bir beyin bölgesine teşvik etme esnekliği, iskemik veya bozulmamış kortikal alan içindeki hücresel yanıtların incelenmesini kolaylaştırabilir8. Bu nedenlerden dolayı, bu yaklaşım kortikal plastisitenin hücresel ve moleküler mekanizmalarının incelenmesi için uygundur.

Son birkaç on yılda, araştırma grupları arasında tekrarlanabilirlik eksikliği ile ilgili artan endişe, sözde çoğaltma krizi9. 2015 yılında ilk preklinik randomize kontrollü çok merkezli deneme çalışmasının koordinasyonundan sonra10, preklinik araştırma11 , 12,13geliştirmek için önerilen bir araç , bağımsız laboratuvarlardan preklinik çalışmalar arasında tekrarlanabilirliğin başarısız olmasının bir nedeninin deneysel inme modellerinin ve sonuç parametrelerinin yeterli standardizasyonunun olmaması olduğu doğrulandı14. Buna göre, inme iyileşmesinin mekanistik ilkelerinin altında kalan beyin-bağışıklık etkileşimlerini anlamayı amaçlayan bir işbirliği olan ImmunoStroke konsorsiyumu kurulduğunda (https://immunostroke.de/), her araştırma grubu arasındaki tüm deneysel inme modellerinin standardizasyonu esastı.

Burada açıklanan, yukarıda belirtilen araştırma konsorsiyumunda kullanıldığı gibi fototropombotik modelin indüksiyonu için standartlaştırılmış prosedürdür. Kısaca, bir hayvana anestezi uygulandı, intraperiton olarak bir Gül Bengal enjeksiyonu (10 μL / g) alındı ve bregma'dan 3 mm kalan sağlam kafatası, 20 dakika boyunca 561 nm lazerle hemen aydınlatıldı (Şekil 1). Ayrıca, bu modeldeki inme sonucunu analiz etmek için ilgili bir histolojik ve davranışsal yöntem bildirilmiştir. Tüm yöntemler laboratuvarda geliştirilen ve kullanılan standart çalışma prosedürlerine dayanmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu videoda bildirilen deneyler, deney hayvanlarının kullanımına ilişkin ulusal yönergelere göre yapılmış ve protokoller Alman hükümet komiteleri (Regierung von Oberbayern, Münih, Almanya) tarafından onaylanmıştır. Bu çalışmada kullanılan fareler, 10-12 haftalık erkek C57Bl/6J farelerdi ve Charles River Germany tarafından sevk edildi. Hayvanlar kontrollü sıcaklıklar (22 °C ± 2 °C) altında, 12 saat açık-karanlık döngü süresi ve peletlenmiş yiyecek ve su reklam libitum erişimi ile yerleştirildi.

1. Malzeme ve aletlerin hazırlanması

  1. 10 mg/ mL'lik son konsantrasyona ulaşmak için Rose Bengal'i% 0.9 salin çözeltisinde çözün. Çalışma alanını sıcak tutmak ve anestezi sırasında fare gövdesi sıcaklığını 37 °C'de tutmak için ısı battaniyesini bağlayın.
  2. Makas, toparla, pamuk parçaları, dekpanthenol göz merhem ve dikiş malzemesi hazırlayın. Operasyon bölgesini nemli tutmak için tuzlu su çözeltisi (iğnesiz) ile bir şırınga hazırlayın. Anestezi gazını hazırlayın (%100 O2 + izofluran).

2. Hayvanın hazırlanması

  1. Ameliyattan 30 dakika önce analjezi enjekte edin (4 mg/kg Carprofen ve 0.1 mg/kg Buprenorfin).
  2. Enjekte edilecek Rose Bengal dozunu ayarlamak için fare gövdesi ağırlığını kaydedin (10 μL/ g yani, 100 μg / g).
  3. Fareyi, vücudun ve vibrissae'nin spontan hareketi durana kadar uyuşturmak için% 4'lük bir izofluran akış hızına sahip indüksiyon odasına yerleştirin.
  4. Fareyi stereotaktik çerçeveye aktarın ve burnuyla anestezi maskesine eğilimli bir konuma getirin. Hayvanı sabitle ve izofluran konsantrasyonu 1 dakika boyunca% 4'te tut. Daha sonra izofluran konsantrasyonu% 2 oranında azaltın ve koruyun.
  5. Cerrahi prosedürler boyunca sıcaklığı izlemek için rektal probu hafifçe yerleştirin. Fare gövdesi sıcaklığını 37 °C'de tutmak için ilgili geri bildirim kontrollü ısıtma yastığını ayarlayın.
  6. Her iki göze de dekpanthenol göz merhemi uygulayın ve cildi ve çevresindeki kürkü bir dezenfektan maddesi ile temizleyin.

3. Fotorofoz modeli

  1. Kafatasını ortaya çıkarmak için 2.0-2.5 cm boyuna bir kesi yapın ve geri çekin. Yara komplikasyonlarını önlemek için kafatasına maruz kalmayı tek bir kesikle gerçekleştirin.
  2. Periosteumu pamukla nazikçe çıkarın ve koronal dikişleri tanımlayın.
  3. Koruyucu gözlükleri takın, 561 nm lazeri takın ve bregma +3 mm sola işaretleyin.
  4. Lazeri kapatın, yukarıda belirtilen işaretli koordinatlara yerleştirilmiş 4 mm çapında bir delikli bir etiket takın.
  5. Fareye intraperitoneally Bengal Rose (10 μL / g) enjekte edin. Lazer ışınını kafatasından 4-5 cm'ye yerleştirin, 561 nm lazeri kapatın ve kafatasını 20 dakika aydınlatın.
  6. Yeniden sulandırmak, yarayı dikmek ve anesteziden kurtulmak için hayvanı 37 ° C'de bir iyileşme odasına yerleştirmek için kafatasına iki damla% 0.9 salin uygulayın. 1 saat sonra, fareleri sıcaklık kontrollü bir odada kafeslerine geri koyun.
  7. Ameliyattan sonra 3 gün boyunca her 12 saatte bir analjezi enjekte edin (4 mg/kg Carprofen ve 0.1 mg/kg Buprenorfin).

4. Sham operasyonu

  1. 4.1.1 ve 4.1.2 adımlarında açıklandığı gibi sham işlemlerinin iki farklı prosedürünü gerçekleştirin.
    1. Tüm yordamları yukarıda açıklanan işlemle aynı şekilde gerçekleştirin. Lazeri açmadan Rose Bengal'e enjekte et. Anestezi altında 20 dakika sonra, hayvanların kafeslerine geri dönmeden önce iyileşme odasında 1 saat kalmasına izin verin.
    2. Lazeri açarak tüm prosedürleri yukarıda açıklanan operasyonla aynı şekilde gerçekleştirin. Rose Bengal'e enjekte etmeyin. 20 dakikalık lazer aydınlatmadan sonra, hayvanların kafeslerine geri dönmeden önce anesteziden kurtulmak için 1 saat boyunca iyileşme odasında kalmalarına izin verin.

5. Lazer benek

  1. Çalışma alanını sıcak tutmak ve anestezi sırasında fare gövdesi sıcaklığını 37 °C'de tutmak için ısıtılmış battaniyeyi bağlayın.
  2. Fareyi, vücudun ve vibrissae'nin spontan hareketi durana kadar uyuşturmak için% 4'lük bir izofluran akış hızına sahip indüksiyon odasına yerleştirin ve ardından fareyi stereotaktik çerçeveye aktarın.
  3. Fareyi burnu anestezi maskesine doğru eğilimli bir konuma getirin. Hayvanı sabitle ve izofluran konsantrasyonu 1 dakika boyunca% 4'te koruyun.
  4. Cerrahi prosedürler boyunca sıcaklığı izlemek için rektal probu hafifçe yerleştirin. Fare gövdesi sıcaklığını 37 °C'de tutmak için ilgili geri bildirim kontrollü ısıtma yastığını ayarlayın ve her iki göze de dekpanthenol göz merhemi uygulayın. Cildi ve çevresindeki kürkü bir dezenfektan maddesi ile temizleyin.
  5. Kafatasını ortaya çıkarmak için 2.0-2.5 cm boyuna bir kesi yapın ve geri çekin. Yara komplikasyonlarını önlemek için kafatasına maruz kalmayı tek bir kesikle gerçekleştirin.
  6. Sterotaktik çerçeveyi lazer lekesinin altına yerleştirin ve keskin bir görüntü elde etmek için yüksekliği ayarlayın. Lazer benekli perfüzyon görüntüleme (LSI) kamerasını kranial pencereye odakla. Yüksek çözünürlüklü lazer benek görüntüleme (LSI) kamera sistemini daha önce açıklandığı gibi yapılandırın15.
  7. 1 cm çalışma mesafesinde 21 görüntü/s kare hızına sahip 785 nm dalga boyu ve 80 mW lazer kullanarak 1 cm x 1 cm görüş alanından veri alın.
  8. Görüntülemeden sonra, yeniden su vermek, yarayı dikiş etmek ve hayvanı 1 saat boyunca anesteziden kurtulmak için 37 ° C'de bir iyileşme odasına yerleştirmek için kafatasına iki damla% 0.9 salin uygulayın. 1 saat sonra, fareleri sıcaklık kontrollü bir odada kafeslerine geri koyun.

6. Nöroscore

NOT: Nörolojik eksiklik analizi için Eckenstein ve ark. tarafından 1997 yılında yayınlanan modifiye nörolojik ölçek15.

  1. Hayvanları genel (Tablo 1) ve odak açıkları için puanla (Tablo 2). Bu bileşik ölçek 0 (açık yok) ile 46 (ciddi bozukluklar) arasında değişmektedir.
  2. Nöroscore'u her gün aynı saatte gerçekleştirin ve nötr bir kokuyu korumak için cerrahi kıyafetler kullanın.
  3. Fareleri test etmeden önce açık bir kafesle odada 30 dakika boyunca alışkanlık haline getirin ve her öğeyi 30 s boyunca gözlemlemelerine izin verin.

7. Perfüzyon

  1. PBS-heparin (2 U/mL) içeren 20 mL şırınna hazırlayın ve yerçekimi tahrikli perfüzyonu kolaylaştırmak /sağlamak için tezgahın 1 m üstüne yerleştirin.
  2. intraperitoneally enjekte 100 μL ketamin ve ksilazin (sırasıyla 120/16 mg/kg vücut ağırlığı). 5 dakika bekleyin ve spontan vücut hareketinin ve vibrissae'nin durmasını doğrula.
  3. Hayvanı sırtüstü bir pozisyonda sabitlayın ve karın vücut yüzeyini% 100 etanol ile dezenfekte edin. Karın bölgesinde 3 cm uzunluğunda bir kesi yapın; kalbi tamamen görselleştirmek için diyaframı ve kaburgaları kesin.
  4. Sağ kulakçıkta küçük bir kesi yapın ve perfüzyon kanülini sol ventrikül içine yerleştirin ve 20 mL PBS-heparin ile perfuse yapın.
  5. Perfüzyondan sonra, hayvanın kafasını koparın ve beyni çıkarın, kuru buz kullanarak dondurun ve bir sonraki kullanıma kadar -80 ° C'de saklayın.

8. Enfarktüs hacmi

  1. Kriyoseksiyon: Beyni bir kriyostat üzerinde seri olarak her 120 μm'de 20 μm kalınlığında bölümlere kesin ve slaytlara monte edin. Bir sonraki işleme kadar slaytları -80 °C'de saklayın.
  2. Cresyl mor (CV) boyama
    1. Boyama çözeltisini hazırlamak için, 500 mL H2O'da 0,5 g CV asetat karıştırın ve kristaller çözünene kadar ısıtın (60 °C). Çözeltinin soğumasını bekleyin ve koyu bir şişede saklayın. Her kullanımdan önce 60 °C'ye ısıtın ve filtreleyin (kağıt filtresi).
    2. Slaytları oda sıcaklığında 30 dakika kurutun. Onları 15 dakika boyunca% 95 etanol, ardından 1 dakika boyunca% 70 etanol ve daha sonra 1 dakika boyunca% 50 etanol içine yerleştirin.
    3. Slaytları 2 dakika damıtılmış suya yerleştirin, damıtılmış suyu yenileyin ve slaytları 1 dakika boyunca tekrar suya yerleştirin. Ardından, slaytları önceden ısıtılmış boyama çözeltisine 60 °C'de 10 dakika yerleştirin. Slaytları damıtılmış suda iki kez 1 dakika yıkayın.
    4. Slaytları 2 dakika boyunca% 95 etanol içine yerleştirin. Sonra onları 5 dakika boyunca% 100 etanol içine yerleştirin,% 100 etanol yenileyin ve slaytları tekrar 2 dakika boyunca% 100 etanol içine yerleştirin. Daha sonra, slaytları bir montaj ortamı ile örtün.
    5. Analiz: Slaytları tarayın ve ödemi düzeltmek için Swanson yöntemi16 ile dolaylı enfarktüs hacmini analiz edin: İskemik alan = (iskemik bölge)-((ipsilateral yarımküre) - (kontrallateral yarımküre)).

9. Tunel boyama(yerinde apoptoz tespit kiti)

  1. Slaytları kurutun, PBS'de %4 paraformaldehitte (ph 7.4) 10-20 dakika boyunca RT'de yıkayın.
  2. PBS'de yıkayın ve denge tamponu uygulayın (RT'de maksimum 60 dakikaya 10 sn) ve çalışma mukavemeti TdT enzimi (nemlendirilmiş odada 37 °C'de 1 saat) uygulayın
  3. Çalışma mukavemeti durdurma/yıkama enzimi uygulayın (RT'de 10 dk), PBS'de yıkayın ve ısıtılmış (RT) çalışma mukavemeti anti-digoksigenin konjuge uygulayın (karanlıkta RT'de 30 dk)
  4. PBS'de yıkayın, RT'de 5 dakika DAPI ile kuluçkaya yatırın ve slaytları florokmount ortamla monte edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Burada açıklanan model, Rose Bengal enjeksiyonu ve 20 dakika boyunca bozulmamış kafatası aydınlatması ile, fiberde sabit bir 561 nm dalga boyunda ve 25 mW çıkış gücünde fototropotik bir inme modelidir. Fototropotik cerrahinin tamamı 30 dakika sürmesine rağmen, hayvan düşük anestezi altında tutulur ve beyin hasarı orta derecededir. Kafeslerine transfer edildikten yaklaşık 10 dakika sonra, tüm hayvanlar uyanıktı, kafeste serbestçe hareket ediyordu ve çöp arkadaşlarıyla etkileşime giriyordu.

İnfa...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Sunulan protokol, sağlam kafatasını 561 nm lazerle aydınlatarak, rose Bengal'in önceki intraperitoneal enjeksiyonu ile fotorombozun deneysel inme modelini açıklar. Yakın zamana kadar, bu modelin kullanımı düşük olmuştur, ancak sürekli olarak artmaktadır.

Bu modelde inme indüksiyonu sırasında mortalite yoktur. Genel mortalite% 5'ten az, ameliyat sırasında anestezik komplikasyonlar veya dışlama kriterlerini yerine geldikten sonra kurban etme nedeniyle ortaya çıkar. Bu modelin düşük değişkenliğin...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak rakip çıkarları yoktur.

Teşekkürler

Immunostroke Konsorsiyumu'nun (FOR 2879, For immune cells to stroke recovery) tüm işbirliği ortaklarımıza öneriler ve tartışmalar için teşekkür ederiz. Bu çalışma Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Alman Araştırma Vakfı) tarafından Münih Sistem Nörolojisi Kümesi (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) çerçevesinde ve LI-2534/6-1 hibeleri kapsamında Almanya'nın Mükemmellik Stratejisi kapsamında finanse edildi. LI-2534/7-1 ve LL-112/1-1.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
561 nm dalga boyu lazerSolnaCobolt HS-03
Asetik AsitSigma Yaşam Bilimleri695092
İzofluran için anestezi sistemiDräger
ApopTag Peroksidaz Yerinde Apoptoz Tespit KitiMilliporeS7100
Bepanthen pomadBayer1578681
C57Bl/6J farelerCharles Nehri000664
KolimetreThorlabsF240APC-A
KotonlarıNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresil menekşeSigma Yaşam BilimleriC5042-10G
KriyostatTermo Bilimsel CryoStarNX70
Etanol %70CLN Chemikalien Laborbedorf521005
Etanol %96CLN Chemikalien Laborbedorf522078
Etanol %99CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
Filtre kağıdıMacherey-Nagel432018
İnce MakasFST15000-00
ForsepsFST11616-15
Isıtma battaniyesiFHC DC Sıcaklık Kontrol Cihazı  40-90-8D
Isofluran AbbotB506
İzopentanFluka59070
KetaminInresa Arzneimittel GmbH
Lazer BenekPerimed PeriCam PSI HR
Mayor MakasFST1410-15
Fosfat Tamponlu Tuzlu Su PH: 7.4Apotheke Innestadt Uni MünchenP32799
Koruyucu gözlükLazer 2000NIR-ZS2-38
Rose BengalSigma Aldrich198250-5G
Roti-Histokit montaj ortamıRoth6638.1
Tuzlu su çözeltisiBraun131321
StereomikroskopZeissStemi DV4
Stereotaktik çerçeveStoelting51500U
Superfrost Plus SlaytlarTermo BilimselJ1800AMNZ
KsilazinAlbrecht

Kaynaklar

  1. GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
  2. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
  3. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
  4. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  5. Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
  6. Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
  7. Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
  8. Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370(2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  12. Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
  13. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
  14. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  17. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  18. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  19. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  20. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
  21. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  22. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  23. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729(2014).
  24. Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
  25. Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106(2018).
  26. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
  27. Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
  28. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  29. Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
  30. Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
  31. Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Fototrombositik İnme ModeliFokal Kortikal LezyonFare İnme ModeliRose Bengal EnjeksiyonuLazer AydınlatmaKortikal PlastisiteEnfarkt Hacmi AnaliziSensorimotor BozulmaIn Vivo GörüntülemeHistolojik Analiz
Farelerde Modelleme İnme: Fototomboz ile Fokal Kortikal Lezyonlar
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.