Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Akciğere Kanser Metastazını Araştırmak İçin Kalıcı Bir Pencere

5.2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/62761

⸱

1 Temmuz 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Structural Biology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 2Gruss-Lipper Biophotonics Center, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 3Department of Surgery, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center, 4Integrated Imaging Program, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Cente, 5Department of Pathology, Einstein College of Medicine / Montefiore Medical Center

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Burada, akciğerin yüksek çözünürlüklü, intravital görüntülemesini sağlayan murine toraks için kalıcı olarak indwelling optik pencerenin cerrahi implantasyonu için bir protokol sunuyoruz. Pencerenin kalıcılığı, akciğerdeki dinamik hücresel süreçlerin, özellikle de yayılan tümör hücrelerinin metastatik ilerlemesi gibi yavaş gelişen süreçlerin incelenmesine çok uygun hale getirir.

Özet

Kansere bağlı mortalitenin ~%90'ını oluşturan metastaz, kanser hücrelerinin primer tümörlerden kemik, beyin ve akciğer gibi ikincil bölgelere sistemik yayılmasını içerir. Kapsamlı bir şekilde çalışılsa da, bu sürecin mekanistik ayrıntıları yenememiştir. Bilgisayarlı tomografi (BT), pozitron emisyon tomografisi (PET) ve manyetik rezonans görüntüleme (MRG) dahil olmak üzere yaygın görüntüleme yöntemleri farklı derecelerde brüt görselleştirme sunarken, her biri bireysel tümör hücrelerinin dinamiklerini tespit etmek için gerekli zamansal ve mekansal çözünürlükte değildir. Bunu gidermek için, yaygın metastatik bölgelerin intravital görüntülemesi için çok sayıda teknik tanımlanmıştır. Bu sitelerden akciğer, inceliği ve yaşamı sürdürmedeki kritik rolü nedeniyle intravital görüntülemeye erişimin özellikle zor olduğunu kanıtlamıştır. Sağlam akciğerin tek hücreli intravital görüntülemesi için daha önce çeşitli yaklaşımlar tanımlanmış olsa da, hepsi son derece invaziv ve terminal prosedürler içerir ve mümkün olan maksimum görüntüleme süresini 6-12 saat ile sınırlar. Burada açıklanan, Akciğerin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülenmesi için minimal invaziv torasik optik Pencerenin (WHRIL) kalıcı implantasyonu için geliştirilmiş bir tekniktir. Mikrokartografiye uyarlanmış bir yaklaşımla birlikte, yenilikçi optik pencere, çoklu görüntüleme seanslarında tek hücreli çözünürlükte ve birden fazla haftaya yayılan sağlam akciğerin seri intravital görüntülemesini kolaylaştırır. Görüntüleme verilerinin toplanabileceği eşi görülmemiş süre göz önüne alındığında, WHRIL metastatik ilerlemenin altında kalan dinamik mekanizmaların ve akciğer içindeki çok sayıda ek biyolojik işlemin hızlandırılmış keşfini kolaylaştırabilir.

Giriş

Ölümlerin ~%90'ından sorumlu olan metastaz, kansere bağlı mortalitenin başlıca nedenidir1. Klinik olarak gözlenen metastazın (kemik, karaciğer, akciğer, beyin) başlıca bölgeleri arasında2, akciğerin intravital mikroskopi ile in vivo görüntüleme için özellikle zor olduğu kanıtlanmıştır. Bunun nedeni, akciğerin sürekli hareket halinde hassas bir organ olmasıdır. Akciğerlerin intratorasik kardiyak hareketle daha da birleşen sürekli hareketi, doğru görüntüleme için önemli bir bariyeri temsil eder. Bu nedenle, yüksek çözünürlüklü intravital optik görüntüleme için yöntemlere görece erişilemeyenliği nedeniyle, akciğer içindeki kanser büyümesi genellikle bir okült süreç olarak kabul edilmiştir3.

Klinik ortamda, bilgisayarlı tomografi (BT), pozitron emisyon tomografisi (PET) ve manyetik rezonans görüntüleme (MRG) gibi görüntüleme teknolojileri akciğer4gibi sağlam hayati organların derinliklerinde görselleştirme sağlar. Bununla birlikte, bu yöntemler brüt organın mükemmel görüşlerini sağlarken (genellikle klinik semptomların başlangıcından önce patolojiyi ortaya çıkarır), metastazın erken aşamalarında ilerledikçe bireysel yayılan tümör hücrelerini tespit etmek için yetersiz çözünürlüktedirler. Sonuç olarak, yukarıda belirtilen yöntemler akciğere herhangi bir metastaz belirtisi sağladığında, metastatik odaklar zaten iyi kurulmuş ve çoğalmaktadır. Tümör mikroçevrasyonu kanser ilerlemesi ve metastaz oluşumunda önemli bir rol oynadığından5,6, metastatik tohumlamanın en erken adımlarını araştırmaya büyük ilgi vardır. Bu ilgi, kanser hücrelerinin primer tümör tespit etmeden önce bile yaydığı artan takdirve makro metastaz9'abüyümeden önce yıllarca tek hücreli ve uykuda bir durumda hayatta kaldıklarına dair artan kanıtlarla daha da besleniyor.

Daha önce, akciğerin tek hücreli çözünürlükte görüntülenmesi mutlaka ex vivo veya explant preparatlarını içeriyordu10,11,12,13, analizleri tek zaman noktalarıyla sınırlandırmak. Bu preparatlar yararlı bilgiler sağlarken, sağlam bir dolaşım sistemine bağlı organ içindeki tümör hücrelerinin dinamikleri hakkında herhangi bir fikir sağlamaz.

Görüntülemedeki son teknolojik gelişmeler, 12 saat14,15,16'ya kadar olan dönemlerde sağlam akciğerin tek hücreli çözünürlükte intravital görselleştirilmesini sağlamıştır. Bu, mekanik havalandırma, göğüs kafesinin rezeksiyonu ve vakum destekli akciğer hareketsizleştirmeyi içeren bir protokol kullanılarak bir murine modelinde gerçekleştirildi. Bununla birlikte, fizyolojik olarak bozulmamış akciğerin ilk tek hücre çözünürlüklü görüntülerini sunmasına rağmen, teknik son derece invaziv ve terminaldir, böylece indeks prosedürünün ötesinde daha fazla görüntüleme seansı önler. Bu nedenle, bu sınırlama, uyku hali ve büyümenin yeniden başlatılması gibi 12 saatten uzun süren metastatik adımların incelenmesine uygulanmasını engeller14,15,16. Ayrıca, vakum kaynaklı basınç farklarının kan akışında sapmalara neden olabileceği göz önüne alındığında, bu görüntüleme yaklaşımı kullanılarak gözlenen hücresel davranış kalıpları dikkatlice yorumlanmalıdır.

Bu sınırlamaların üstesinden gelmek için, mekanik ventilasyona gerek kalmadan, uzun bir süre boyunca haftalarca seri görüntülemeyi kolaylaştıran, Akciğerin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülemesi (WHRIL) için minimal invaziv bir Pencere geliştirilmiştir17. Teknik, normal akciğer fonksiyonunun korunması için kapalı bir torasik boşluğa sahip bir 'şeffaf göğüs kafesi' oluşturulmasını gerektirir. Prosedür iyi tolere edilir, farenin temel etkinlik ve işlevde anlamlı bir değişiklik yapmadan iyileşmesine izin verilir. İlgili her görüntüleme seansında tam olarak aynı akciğer bölgesini güvenilir bir şekilde lokalize etmek için, bu pencereye mikrokartografi olarak bilinen bir teknik uygulanmıştır18. Bu pencereden, akciğerin damar yatağına ulaşan, endotelleri geçen, hücre bölünmesi geçiren ve mikro metastazlara dönüşen hücrelerin görüntülerini yakalamak mümkündü.

Burada, çalışma WHRIL implantasyonu için geliştirilmiş bir cerrahi protokolün ayrıntılı bir açıklamasını sunar, bu da ameliyatı basitleştirirken aynı zamanda tekrarlanabilirliğini ve kalitesini artırır. Bu protokol metastazın altında kalan dinamik süreçlerin araştırılmasını sağlamak için tasarlanmış olsa da, teknik alternatif olarak akciğer biyolojisi ve patolojisinin çok sayıdaki süreçlerinin araştırılmasına uygulanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu protokolde açıklanan tüm prosedürler, Albert Einstein Tıp Fakültesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından önceden onaylandığı da dahil olmak üzere omurgalı hayvanların kullanımına ilişkin yönergelere ve düzenlemelere uygun olarak gerçek gerçekleştirildi.

1. Pencerelerin pasivasyonu

  1. Optik pencere çerçevelerini(Ek Şekil 2)%1 (w/v) enzimatik olarak aktif deterjan çözeltisi ile durulayın.
  2. Bir cam kavanozun içinde, optik pencere çerçevelerini 70 °C'de 30 dakika boyunca% 5 (w/ v) sodyum hidroksit çözeltisi içine batırın.
  3. Pencere çerçevelerini deiyonize suyla çıkarın ve yıkayın.
  4. Yeni bir cam kavanozun içinde, optik pencere çerçevelerini 55 °C'de 10 dakika boyunca% 7 (w/ v) sitrik asit çözeltisi içine batırın.
  5. Yine pencere çerçevelerini deiyonize su ile çıkarın ve yıkayın.
  6. 1.2. adımı yineleyin; ardından, pencere çerçevelerini deiyonize suyla çıkarın ve yıkayın.

2. Ameliyata hazırlık

  1. Ameliyatı bir başlıkta veya laminer akış kabininde gerçekleştirin. Ameliyat alanının kirlenmesini önlemek için, sırasıyla hazırlık, ameliyat ve iyileşme için ayrı, ayrılmış alanlar sağlayın.
  2. Ameliyattan önce, tüm cerrahi aletleri bir otoklavda sterilize edin. Sonraki prosedürler planlanıyorsa, sıcak boncuk sterilizatörü kullanarak aletleri yeniden sterilize edin. Bu cerrahi işlem için sadece uçlara yönelik bir teknik kullanılır.
  3. Isıtılmış cerrahi boncuk ve boncuk sterilizatör üzerinde güç.
  4. Anestezi odasında% 5 izofluran ile fareyi uyuşturun.
  5. Saçı çıkarmak için, sol üst göğüs kesi bölgesine cömertçe tüy döken krem uygulayın. 20 s'den uzun bir süre sonra, nemlendirilmiş kağıt mendil kullanarak saçları ve epilasyon kremini sıkıca silin. Tüm saçları cerrahi bölgeden çıkarmak için gerektiği gibi tekrarlayın.
  6. 2-0 ipek dikiş kullanarak, 22 G kateterin tabanına bir düğüm bağlayın ve 2 inç uzunluğunda kuyruklar bırakın (bkz. Şekil 1A).

3. Akciğer penceresi ameliyatı

  1. Antiseptik sabun kullanarak ellerinizi yıkayın.
  2. Her yeni ameliyattan önce, yeni steril eldivenler tak.
  3. Korneanın kurumasını ve farenin gözlerine zarar görmesini önlemek için her iki göze de oftalmik merhem uygulayın.
  4. 90 μL steril PBS'de 10 μL (0,1 mg/kg) buprenorfin seyreltin ve ardından ameliyat öncesi analjezi sağlamak için deri altı enjekte edin.
  5. Fareyi ipek dikişle bağlanmış 22 G kateter15ile entübe edin. Bir şişirme ampulü kullanarak, ampul sıkma üzerine bilateral göğüs yükselmesine dikkat ederek başarılı entübasyonu onaylayın.
  6. 2-0 ipek dikişi farenin snout'unun etrafına bağlayarak entübasyon kateterini sabitleyin (bkz. Şekil 1B).
  7. Fareyi ısıtılmış cerrahi standa yerleştirin ve sol toraksı ortaya çıkarmak için sağ yanal decubitus'a yerleştirin.
  8. Ventilatörü entübasyon kateterine bağlayın.
  9. Ventilatörde kontrollü, kararlı havalandırma sağlayın ve ardından izofluoranı% 3'e düşürün. İşlemin başlangıcında ve işlem süresi boyunca periyodik olarak, ayak parmağı çimdikleme testi yaparak anestezinin yeterliliğini değerlendirin.
  10. Kağıt bant kullanarak, sırasıyla ön ve arka uzuvları ısıtmalı cerrahi aşamaya kadar kranially ve kaudally sabitleyin. Cerrahi alana maruz kalmayı en üst düzeye çıkarmak için farenin sırtı boyunca başka bir bant parçası yerleştirin (bkz. Şekil 1C).
  11. Sterilitenin korunması için kaputun altındaki tüm cerrahi aletleri açın.
  12. Farenin cildine cömert bir antiseptik uygulaması ile cerrahi bölgeyi sterilize edin.
  13. Forseps kullanarak cildi kaldırın ve sternumun solunda ~7 mm ve altkostal kenardan ~7 mm daha üstün bir ~10 mm dairesel kesi yapın (Şekil 1D).
  14. Büyük gemileri dikkatlice tanımlayın. Damarların bölünmesi gerekliyse, hemostazı korumak için elektrokoter kalemi ile her iki ucunda da dağlayın.
  15. Kaburgaların üzerine gelen yumuşak dokuyu aşın.
  16. 6veya 7. kaburgayı ethps kullanarak yükseltin. Künt mikro diseksiyon makasının tek bir bıçağını kullanarak, akciğere doğru yuvarlanmış taraf, intratorasik boşluğa girmek için6 ve7. kaburgalar arasındaki interkostal kası dikkatlice delin (Şekil 1E).
  17. Akciğeri çökertmek ve göğüs duvarından ayırmak için kusurdaki basınçlı hava bidonlarını hassas bir şekilde boşaltın. İyatrojenik akciğer yaralanmasını önlemek için basınçlı havayı kısa aralıklarla ateşleyin.
  18. Biyopsi delme teli kesici aletin üzerine yerleştirin (Ek Şekil 1) ve kesici aletin tabanını interkostal kesiden dikkatlice manevra edin (Şekil 1F).
  19. Kesici aletin tabanını göğüs duvarına paralel olacak şekilde yönlendirin. Göğüs kafesi boyunca 5 mm dairesel bir delik açın (Şekil 1G).
    NOT: Maruz kalan akciğer dokusunun hasar belirtisi olmadan pembe olduğundan emin olun.
  20. 5-0 ipek dikişi kullanarak, delikten ~ 1 mm, çevresel olarak kaburgalarla kesişen bir çanta-dize dikişi oluşturun (Şekil 1H).
  21. Pencere çerçevesini dairesel kusurun kenarları pencerenin oluğuna hiza olacak şekilde konumlandırın (bkz. Şekil 1I).
  22. 5-0 ipek dikişi sıkıca bağlayarak implante edilmiş pencereyi güvenli bir şekilde kilitleyin.
  23. 100 μL siyanoakrilat jel yapıştırıcısını 1 mL şırınna yükleyin.
  24. ~10-20 sn (Şekil 1J) için sabit bir yumuşak basınçlı hava akışı uygulayarakakciğeri kurutun.
  25. Pencere çerçevesini dış kenarından kavramak için ön ayaklar kullanarak, akciğerin pencere çerçevesinin yüzey altı yüzeyinden ayrılmasını sağlamak için hafifçe kaldırın.
  26. Optik pencere çerçevesinin yüzey altı boyunca ince bir siyanoakrilat yapıştırıcı tabakası dağıtın (Şekil 1K).
  27. Akciğeri şişirmek için ventilatördeki pozitif uç ekspiratuar basıncı (PEEP) artırın.
  28. 10-20 sn boyunca tutarak, optik pencere çerçevesini akciğer dokusuna takmak için yumuşak ama sert basınç uygulayın (Şekil 1L).
  29. Kalan siyanoakrilat jel yapıştırıcısının 5 mm'lik bir damlasını dikdörtgen bir kapakçığa dağıtın.
  30. Vakumlu pikaplar kullanarak 5 mm kapak kapağını alın. Kapak alt kısmını yapıştırıcıya batırın ve daha sonra dikdörtgen kapak ucunun yanına üç kez fazla yapıştırıcı kazıyın, böylece sadece çok ince bir tabaka kalır (Şekil 1M).
  31. Kapak kapağını optik pencere çerçevesinin ortasındaki girintinin içine sığacak şekilde dikkatlice yerleştirin ve akciğer dokusunun üzerinde bir açıyla tutulur. Pozitif basınç oluşturmak için ventilatörü kısaca kenetleyin, akciğeri aşırı şişirin. Dönen bir hareket kullanarak, akciğer yüzeyi ile örtünün yüzeyi arasında doğrudan bir appozisyon oluşturmak için kapak kapağını akciğer dokusuna paralel olarak yönlendirin. Siyanoakrilat yapıştırıcının (~25 s) ayarını yaparak hafif basıncı koruyun.
  32. Kapak kapağını vakumlu pikaplardan ayırmak için tokmakları kullanın (Şekil 1N).
  33. 5-0 ipek dikiş kullanarak, yine bir çanta-dize dikiş oluşturun, bu kez cilt kesisinin kesme kenarından çevresel olarak <1 mm. Kilit düğümleri ile sıkıca bağlamadan önce pencere çerçevesinin dış kenarının altına fazla deri sokun.
  34. Kapak ve pencere çerçevesi arasında hava geçirmez bir sızdırmazlık sağlamak için, metal cam arayüzünde az miktarda sıvı siyanoakrilat dağıtın (bkz. Şekil 1O).
  35. 1 mL insülin şırıngasına steril bir iğne takın. İğneyi xiphoid işleminin altına yerleştirin, sol omuza doğru ilerleyin, diyaframdan torasik boşluğa girin. Torasik boşluktan kalan havayı çıkarmak için şırınnayı hafifçe geri çekin (bkz. Şekil 1P).
  36. Bandı fareden çıkarın.
  37. Isoflurane'yi kapatın.
  38. Fare uyanmaya hazır görünene kadar havalandırmaya% 100 oksijenle devam edin.
  39. Farenin snout etrafındaki 2-0 ipek dikişi dikkatlice kesin ve fareyi suşun.
  40. Fareyi temiz bir kafese aktarın ve tamamen iyileşene kadar izleyin. Nefes almada zorluk belirtileri varsa fareyi ötenazi edin.
  41. 90 μL steril fosfat tamponlu çözeltide (PBS) seyreltilmiş 10 μL (0,1 mg/kg) buprenorfin deri altından enjekte ederek postoperatif analjezi sağlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu protokolde açıklanan cerrahi prosedürün adımları Şekil 1'deözetlenmiş ve gösterilmiştir. Kısaca, ameliyattan önce fareler uyuşturulur ve sol toraksın üzerindeki saçlar çıkarılır. Fareler, torasik boşluğun ihlali üzerine hayatta kalmayı sağlamak için entübe edilir ve mekanik olarak havalandırılır. Kaburgaları aşırı saran yumuşak doku eksilir ve6 ve7. kaburgaları kapsayan küçük bir dairesel kusur oluşturulur. Optik pencere çerçevesi kusura yerleştirilir ve alt tarafı (...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Akciğer gibi uzak metastaz bölgelerinde, yüksek çözünürlüklü optik görüntüleme tümör hücre metastazının ayrıntılı dinamikleri hakkında fikir sağlar. Tek kanser hücrelerinin in vivo görselleştirilmesini ve konak doku ile etkileşimlerini sağlayarak, yüksek çözünürlüklü intravital görüntüleme metastazın altında kalan mekanizmaları anlamak için etkili olmuştur.

Burada, yüksek çözünürlüklü çoktoğraflı mikroskopi ile murine akciğerin seri görüntülenmesini sağlamak için tasarlanmış bir optik...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını açıklarlar.

Teşekkürler

Bu çalışma aşağıdaki hibelerle desteklendi: CA216248, CA013330, Montefiore'den Ruth L. Kirschstein T32 Eğitim HibeSI CA200561, METAvivor Erken Kariyer Ödülü, Gruss-Lipper Biyofotoğraf Merkezi ve Entegre Görüntüleme Programı ve Jane A. ve Myles P. Dempsey. Görüntüleme desteği için Einstein Tıp Fakültesi Analitik Görüntüleme Tesisi'ne (AIF) teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
%1 (a/h) enzim aktif deterjan çözeltisiAlconox IncN/A  manuel ve ultrasonik temizleme için proteaz enzimli konsantre anyonik deterjan
2 & m floresan mikrokürelerInvitrogenF8827
5 mm lamelElektron Mikroskobu Bilimleri72296-05
%5 (a/h) sodyum hidroksit çözeltisiSigma-AldrichS8045
%5 İzofluranHenry Schein, Inc29405
RB-1 kesme iğneli 5-0 örgülü ipekEthicon, Inc.774B
%7 (a/h) sitrik asit çözeltisiSigma-Aldrich251275
8 mm paslanmaz çelik pencere çerçevesiN/AN/AÖzel yapım, Ek Şekil 2
>9 cm 2-0 ipek kravatEthicon, Inc.LA55G
5 mm tek kullanımlık biyopsi punchIntegra  33-35-SH
Künt mikro diseksiyon makasıRobozRS-5980
Pirinç pencere alet tutucusuN/AN/AIsmarlama, Ek Şekil 3
BuprenorfinHospira0409-2012-32
Koter kalemiBraintree ScientificGEM 5917
Klorheksidin glukonat  Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep Tek çubuklu çubuk 1.75 mL
Basınçlı hava kabıFalconDPSJB-12
Siyanoakrilat yapıştırıcıHenkel YapıştırıcılarLOC1363589
Fiber optik aydınlatıcıOC Beyaz ŞirketFL3000
Boncuk sterilizatörüCellPoint ScientificGER  5287-120VÇimlendirici 500
Graefe forsepsRobozRS-5135
Kızılötesi ısı lambasıBraintree ScientificHL-1
İnsülin şırıngalarıBecton Dickinson329424
İzofluran buharlaştırıcıSurgiVetVCT302
Jacobson iğne tutucu kilitliKalson SurgicalT1-140
Uzun pamuk uçlu aplikatörlerMedline IndustriesMDS202055
NairKilisesi & Dwight Co., Inc.
Neomisin / polimiksin B / basitrasinJohnson & Johnson501373005Antibiyotik omintmen
Oftalmik merhemDechra Veteriner Ürünleri17033-211-38
Kağıt bantFisher ScientificS68702
Murin ventilatörKent ScientificPS-02PhysioSuite
Dikdörtgen Kapaklı CamCorning2980-225
Kemirgen entübasyon standıBraintree ScientificRIS 100
Küçük hayvan akciğer şişirme ampulüHarvard Aparatı72-9083
Paslanmaz çelik kesme aletiN/AN/AÖzel yapım, Ek Şekil 1
Sülfametoksazol ve Trimetoprim oral antibiyotikHi-Tech Pharmacal Co.50383-823-16
Isınma ile Fareler için SurgiSuite Çok Fonksiyonlu Cerrahi PlatformKent ScientificSURGI-M02Isıtmalı cerrahi platform
Trakeal kateterExelint International2674622 G kateter
Vakumlu toplama sistemi metal probTed Pella, Inc.528-112
40002957

Kaynaklar

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562(2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590(2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Akciğer Metastazıİntravital GörüntülemeOptik PencereTümör Hücresi DormansisiSeri GörüntülemeTorasik Pencere İmplantasyonuÇok Fotonlu MikroskopiTümör Hücresi EkstravazasyonuMikrokaritografi
Akciğere Kanser Metastazını Araştırmak İçin Kalıcı Bir Pencere
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.