Yöntem makalesi

Rejeneratif Tıp için Yüksek Derecede Korunmuş İnsan Aselüler Cilt Matrisinin Hazırlanması için Dehücresizleştirme

DOI:

10.3791/62935

⸱

8 Eylül 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Public Health, University of Naples Federico II, Naples, Italy, 2Department of Medicine, Surgery and Dentistry, Scuola Medica Salernitana, University of Salerno, Baronissi, Italy

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hücreden arındırılmış insan derisi doku yenilenmesi için uygundur. Hücresizleştirmenin önemli bir sorunu, yapısal proteinlerin, glikozaminoglikanların (GAG'ler) ve büyüme faktörlerinin uygun içeriği ile birlikte doğal mimarinin korunmasıdır. Önerilen yöntem, hızlı ve etkili bir hücreden arındırmaya izin vererek, iyi korunmuş doğal özelliklere sahip hücrelerden arındırılmış cilt üretir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hücre dışı matriks (ECM), içeriğindeki çeşitli biyoaktif moleküller nedeniyle çevredeki hücrelerin kendini yenilemesini, çoğalmasını, hayatta kalmasını ve farklılaşmasını desteklemek için biyofiziksel ve biyokimyasal uyaranlar sağlar. Bu özelliklerden dolayı, ECM son zamanlarda doku yenilenmesini hızlandırmak için biyolojik iskelelerin oluşturulması için umut verici bir aday olarak kabul edilmiştir. Ortaya çıkan çalışmalar, hücreden arındırılmış insan dokularının, üç boyutlu (3D) mimariyi ve temel biyolojik moleküllerin içeriğini koruyarak yapısal ve biyokimyasal profillerinde doğal ECM'ye benzeyebileceğini göstermiştir. Bu nedenle, hücrelerden arındırılmış ECM, doku yeniden şekillenmesini, onarımını ve birçok organın fonksiyonel yeniden yapılandırılmasını teşvik etmek için kullanılabilir. Hücreler için ideal mikro çevrenin özelliklerini koruyan aselüler dokular elde etmek için uygun hücre dışı prosedürünün seçilmesi çok önemlidir.

Burada açıklanan protokol, tekrarlanabilir ve etkili bir hücresiz biyolojik ECM elde etmek için hücreden arındırma yönteminin ayrıntılı bir adım adım açıklamasını sağlar. Plastik cerrahi geçiren hastalardan alınan deri parçaları, sodyum dodesilsülfat (SDS), Triton X-100 ve antibiyotiklerin bir kombinasyonu kullanılarak küçültüldü ve hücrelerden arındırıldı. Çözeltinin numuneler boyunca düzenli ve homojen bir şekilde taşınmasını teşvik etmek için, mekanik hakaretlere karşı koruma sağlamak için gömme kasetleri içine alındı. Hücre giderme prosedüründen sonra, cilt parçalarının kar beyazı rengi, tam ve başarılı bir hücreden arındırmayı gösterdi. Ek olarak, hücreden arındırılmış örnekler, sağlam ve iyi korunmuş bir mimari gösterdi. Sonuçlar, önerilen hücreden arındırma yönteminin etkili, hızlı ve tekrarlanabilir olduğunu ve örnekleri mimari hasarlardan koruduğunu göstermektedir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ECM, hücreler için bir iskele görevi görür ve onları farklı bileşenler tarafından sürdürülen karmaşık bir mimari aracılığıyla destekler ve kalbin mekanik özelliklerinden ve kalp dokusu fonksiyonundan sorumlu en önemli faktörlerden biridir 1,2. Artan kanıtlar, ECM'nin doku yeniden şekillenmesinde aktif bir rol oynadığını ve ECM'nin pasif bir bileşen olduğu yönündeki geleneksel varsayımı geçersiz kıldığını göstermektedir 3,4,5,6. ECM'nin rolü, yerleşik hücrelere biyofiziksel ve biyokimyasal ipuçları sağlamaktır. Bu sinyallerin birçok temel hücre davranışını etkileyebileceği, kasılma işlevlerini, çoğalmalarını, göçlerini ve farklılaşma potansiyellerini etkileyebileceği iyi bilinmektedir 7,8,9. Bu nedenle, ECM, doku mühendisliği ve rejeneratif tıpta terapötik bir destek aracı olarak giderek daha fazla kullanılmaktadır 9,10,11,12,13.

ECM, kollajen, elastin, fibronektin, proteoglikan ve laminin gibi çeşitli proteinlerin yanı sıra ECM'ye bağlı büyüme faktörlerinden oluşur ve bunların tümü hücre alımı, göçü ve farklılaşmasının yanı sıra hücre hizalaması ve çoğalması gibi rejenerasyon mekanizmalarında yer alır14. Dokuların mekanik özellikleri, organların fizyopatolojisinde de büyük önem taşır. Gerçekten de, mekanik özelliklerdeki değişiklikler genellikle çeşitli hastalıkların başlangıcı ve evrimi ile ilişkilidir. Bunun nedeni, ECM modifiye edildiğinde, çevreden gelen sinyallerin gen ve protein ekspresyonunda değişikliklere neden olarak fonksiyonel bozulmaya yol açmasıdır15,16.

Organ onarımı için rejeneratif tedaviler şu anda vücudun başarısız olduğu organı iyileştirmek için doğal dokunun karmaşık mikro ortamını kopyalamaya odaklanmaktadır. Birçok doku mühendisliği yaklaşımının hızlı temposuna rağmen, dokular hala yapay prosedürlerle bütünlükleri ve karmaşıklıkları içinde doğru bir şekilde yeniden üretilememektedir. Sentetik malzemeler, hücresel mikro çevrenin mekanik ve biyokimyasal özelliklerini simüle etmek için uygun şekilde ayarlanabildikleri için şimdiye kadar büyük ölçüde kullanılmıştır. Bununla birlikte, doğal doku içindeki sayısız etkileşimi taklit edememe, bunları üretmek için teknolojilerin maliyeti ve doğal dokudan daha az doğal ve biyouyumlu olmaları gibi sınırları vardır 17,18,19. Ek olarak, bileşimleri, esas olarak proteinler ve çözünür faktörler açısından,20'nin kopyalanması son derece zor olan doğal olandan büyük ölçüde farklıdır.

İhtiyaç sahibi hastalar ile organ nakli arasındaki boşluğu azaltmak için rejeneratif tıpta en son yaklaşım, hücreleri koparılmış hücre dışı matriksten (d-ECM) yapılmış iskeleler üretmek ve hasarlı organları yeniden oluşturmak için bunları uygun hücre tipleriyle yeniden çoğaltmaktır. Hücreden arındırma, ECM'nin doğal hücrelerinden ve genetik materyalinden izole edildiği, hastalara implante edildikten sonra bağışıklık tepkisini ve reddini önleyebilen doğal ve biyomimetik bir iskele ürettiği süreçtir 21,22,23. Bu şekilde elde edilen ECM daha sonra fonksiyonel doku üretmek için yeniden doldurulabilir. Bir d-ECM geliştirirken en büyük sorun yöntemdir. Herhangi bir hücreden arındırma tekniği için birincil hedef, yerel ECM bileşiminin, sertliğinin ve 3B yapısının korunması olmaya devam etmektedir ve tüm stratejilerin hem avantajları hem de dezavantajları vardır. Hücresel içeriğin ve DNA'nın dokudan atılması, kimyasal veya fiziksel ajanların kullanılmasını veya her ikisinin kombinasyonunu gerektirdiğinden, her hücre giderme prosedürü, farklı derecelerde ECM'nin bozulmasına neden olur. Bu nedenle, ECM24,25,26'ya verilen hasarı en aza indirmek çok önemlidir.

Doğal ECM'nin in vitro olarak yeniden yapılandırılması için bir platform olarak yerel ECM kullanımı oldukça arzu edilir. Bu amaçla, geniş bir doku yelpazesine çeşitli decellularizasyon protokolleri uygulanmıştır 27,28,29,30. Aslında, hücreden arındırma araştırmalarının ve ECM geliştirmenin ilk aşamalarından bu yana, hem hayvanlardan hem de insanlardan arterler, aort kapakları ve periferik sinirler gibi çeşitli dokular hücreden arındırılmıştır ve bazı d-ECM'ler hala ticari olarak temin edilebilir ve doku replasmanı veya yara iyileşmesi için kullanılmaktadır 31,32,33. Son zamanlarda, insan derisi, kardiyak progenitör hücrelerin (CPC'ler) rejeneratif potansiyelini artırabilen ve kardiyak kasılmaya uyum sağlayabilen bileşimi ve mekanik özellikleri sayesinde kardiyak onarım için hücreden arındırılmış iskeleler üretmek için uygun bir aday olarak ortaya çıkmıştır34. Bu makale, yetişkin insan derisinden hücrelerden arındırılmış iskeleler üretmek için basit ve hızlı bir protokolü açıklamaktadır ve iyi korunmuş mimariye sahip bir d-ECM'nin geliştirilmesine olanak tanımaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

İnsan dokusundan alınan örnekler, Helsinki Bildirgesi ilkelerine göre ve Üniversite Hastanesi "Federico II" yönergelerine uygun olarak toplandı. Bu çalışmaya dahil olan tüm hastalara yazılı onam formları verilmiştir.

1. Çözeltilerin hazırlanması

  1. 1200 mL% 1 hücre giderme çözeltisinin hazırlanması
    1. Dereceli bir silindirde 588 mL çift damıtılmış suyu ölçerek ve 1 L'lik bir behere aktararak 600 mL% 2 Triton X-100 çözeltisi hazırlayın. Serolojik bir pipet kullanarak, behere 12 mL Triton X-100 ve bir karıştırma çubuğu ekleyin. Beheri manyetik bir karıştırıcı üzerine yerleştirin ve Triton X-100 tamamen eriyene kadar çözeltiyi karıştırın.
    2. Ajitasyonu durdurun. Bir karıştırma çubuğu alıcısı kullanarak karıştırma çubuğunu çıkarın. Oda sıcaklığında saklayın.
    3. Dereceli bir silindirde 550 mL çift damıtılmış suyu ölçerek ve 1 L'lik bir behere aktararak 600 mL% 2 SDS çözeltisi hazırlayın.
    4. 12 g SDS tozunu plastik bir tartı teknesinde tartın ve adım 1.1.3'te çift damıtılmış suyu içeren behere aktarın.
      NOT: Adım 1.1.4 kimyasal bir başlık altında gerçekleştirilmeli ve kullanıcı kişisel koruyucu ekipman giymelidir.
    5. Bir karıştırma çubuğu ekleyin, kabı manyetik bir karıştırıcıya yerleştirin ve SDS tamamen eriyene kadar çözeltiyi karıştırın.
    6. Ajitasyon sürecini durdurun. Bir karıştırma çubuğu alıcısı kullanarak karıştırma çubuğunu çıkarın.
    7. Çözeltiyi dereceli bir silindire aktarın ve çift damıtılmış su ekleyerek hacmi 600 mL'ye ayarlayın.
    8. Adım 1.1.1'de hazırlanan% 2 Triton X-100 çözeltisini 2 L'lik bir silindire dökün.
    9. Toplam 1200 mL'lik bir hacim elde etmek için 1.1.3-1.1.7 adımlarında hazırlanan% 2 SDS çözeltisini aynı 2 L'lik silindire dökün.
    10. Parafilm ile örtün ve homojen bir çözelti elde etmek için ters çevirerek hafifçe karıştırın.
    11. Köpük oluşumunu önlemek için karıştırılmış çözeltiyi bir huni kullanarak 2 L'lik bir şişeye aktarın. Solüsyonu +4 °C'de saklayın.
  2. 1x fosfat tamponlu salin (PBS) hazırlanması
    1. 0.1 g potasyum fosfat monobazik, 0.1 g potasyum klorür, 4.0 g sodyum klorür ve 0.575 g sodyum fosfat dibazik steril çift damıtılmış suda çözerek 500 mL 1x fosfat tamponlu salin (PBS) hazırlayın. PH değerini (7.4) kontrol edin.
    2. Kullanana kadar +4 °C'de saklayınız.
  3. Antibiyotik çözeltisinin hazırlanması
    1. Plastik bir tartı teknesinde 625 μg amfoterisin B tartın.
    2. 8 mL penisilin ve streptomisin (kalem / strep) karışımını 15 mL'lik bir tüpe pipetleyin.
    3. Tartılmış amfoterisin B'yi kalem/strep karışımına ekleyin ve penisilin ve streptomisin (kalem/strep) karışımını ekleyerek hacmi 10 mL'ye ayarlayın. Tüpü kapatın ve amfoterisin B'yi kuvvetlice çalkalayarak çözün.

2. Gün 1 - hücre çözme prosedürünü başlatın.

  1. 400 mL hücre giderici solüsyonu 500 mL'lik bir behere dökün.
  2. 2.0 mL antibiyotik çözeltisi ekleyin.

3. Deri örneklerinin hazırlanması

  1. Abdominoplasti uygulanan hastaların karnından alınan insan derisi örneğini, fazla kan ve diğer biyolojik sıvıları çıkarmak için% 0.9 NaCl izotonik fizyolojik solüsyon içinde zincirleyerek ve ters çevirerek plastik bir tepside yıkayın.
  2. İnce forseps kullanarak saçları ve büyük cerrahi makas kullanarak yağları alın.
  3. Deri örneğini diseksiyon tahtasına yerleştirin ve bir neşter kullanarak, 3 cm x 2,5 cm'lik fragmanlar (uzunluk genişlik) elde etmek için diseksiyon tahtası üzerindeki derecelerle birlikte inceleyin, yara izlerinden ve dokunun kirli veya yanmış alanlarından kaçının.
  4. Her parçayı bir gömme kasetine yerleştirin, kapatın ve hücre giderme prosedürü sırasında numunenin sızmasını önlemek için tüm kasetlerin uygun şekilde kilitlendiğinden emin olun.
  5. Hücre giderme solüsyonu ile bir behere numunelerle en fazla dört gömme kaseti yerleştirin. Bir karıştırma çubuğu ekleyin. Alüminyum folyo ile kaplayın, numuneyi ve prosedürün başlama zamanını tanımlamak için tüm bilgileri üstüne yazın.
  6. Beheri manyetik karıştırıcının üzerine yerleştirin ve 150 rpm'lik bir dönme hızında çalkalamayı başlatın. Ajitasyonu durdurun. Beheri kaplayan alüminyum folyoyu çıkarın ve gömme kasetlerini uzun forseps ile çıkarın.
    NOT: Çalkalamayı durdurduktan sonra çözeltinin netliğini kontrol edin. Hücresel kalıntıların salınmasından kaynaklanan bulanıklık derecesine bağlı olarak ajitasyon süresini (8 saatten az veya daha fazla) değiştirin.
  7. Her kaseti 100 mm'lik bir tabağa yerleştirin. Hücre giderme solüsyonunu gece boyunca 3.5-3.6 adımlarını tekrarlayarak değiştirin.

4. Gün 2 - cilt örneklerinin durumunu kontrol edin.

  1. Ajitasyon sürecini durdurun. Beheri kaplayan alüminyum folyoyu çıkarın ve gömme kasetlerini uzun forseps ile çıkarın.
  2. Her kaseti 100 mm'lik bir tabağa koyun ve açın. Numunenin rengini kontrol edin.
    NOT: Örnekler, doğal bejden kar beyazına kadar bir renk değişikliği gösterebilir.
  3. Kalan tüyleri çıkarın ve epidermisi dermisten ayırın. 3.5-3.6 adımlarını tekrarlayarak hücre giderme solüsyonunu değiştirin.
  4. 8 saat sonra ajitasyonu durdurun. Örnek kar beyazı görünene kadar 4.1-4.2 adımlarını tekrarlayın. Hücre çözme prosedürünü durdurun.
    NOT: Gerekirse deterjanların etkisine maruz kalma süresi uzatılabilir.
  5. 500 mL'lik bir silindirde 400 mL 1x PBS ölçün, 500 mL'lik bir behere dökün ve 2 mL Pen Strep / Amfoterisin B karışımı ekleyin. Bir karıştırma çubuğu ekleyin.
  6. 1x PBS/antibiyotik solüsyonu ile her bir behere numuneleri içeren en fazla dört kaset yerleştirin. Alüminyum folyo ile örtün ve tüm bilgileri adım 3.5'teki gibi üstüne yazın.
  7. Beheri manyetik bir karıştırıcı üzerine yerleştirin ve oda sıcaklığında gece boyunca 150 rpm'lik bir dönme hızında çalkalamayı başlatın.

5. Gün 3 - numunelerin son yıkanması

  1. Ajitasyonu durdurun. 1x PBS çözeltisini 400 mL çift damıtılmış su ile değiştirin. Bir karıştırma çubuğu ekleyin. Alüminyum folyo ile örtün ve tüm bilgileri adım 3.5'teki gibi üstüne yazın.
  2. Beheri manyetik bir karıştırıcıya yerleştirin ve 30 dakika boyunca 150 rpm'lik bir dönme hızında çalkalamayı başlatın.
  3. Ajitasyon sürecini durdurun. Beheri kaplayan alüminyum folyoyu çıkarın ve gömme kasetlerini uzun forseps ile çıkarın.
  4. Hücreden arındırılmış cilt örneğini içeren her bir gömme kasetini 100 mm'lik bir tabağa yerleştirin. Kasetleri açın ve cilt örneklerini laboratuvar mendillerine sürerek nazikçe kurulayın.
  5. Hücresi kaldırılmış her bir cilt numunesini, daha önce numune hakkındaki bilgilerle etiketlenmiş bir tartım teknesine yerleştirin. Tekneyi alüminyum folyo ile örtün ve numuneyi tanımlamak için tüm bilgileri üstüne yazın. - 80 °C'de saklayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokolün amacı, iyi organize edilmiş bir 3D yapıyı ve iyi korunmuş biyolojik molekül içeriğini koruyarak biyolojik dokudan bir deri d-ECM örneği elde etmekti (Şekil 1). Bu yöntem, esas olarak, numunelerin iki deterjan, Triton X-100 ve SDS'nin kombinasyonunu içeren bir çözelti içinde sürekli karıştırılmasına dayanır, böylece doğal dokuya özgü biyolojik ve yapısal özellikler korunur ve hücre giderme işlemi sırasında maruz kalma süresi azaltılır. Numuneler alındıktan sonra yıkanarak işlem içi...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yukarıda açıklanan protokol, daha önce yayınlanan protokollere kıyasla optimize edilmiş ve geliştirilmiş olsa da, dikkat ve hassasiyet gerektiren birkaç kritik adım sunar. Deterjanların yanlış seyreltilmesini önlemek için hücre giderme çözeltisinin hazırlanması sırasında köpük oluşumundan kaçınılmalıdır. Bu, çözeltileri nazikçe dökerek ve silindirin iç tarafı boyunca akmalarını sağlayarak ele alınabilir. Ayrıca, Triton X-100 ve SDS gibi deterjanlar kullanılarak hücre giderme, yağı ortada...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklanacak herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0.9 NaCl izotonik Fizyolojik çözeltiSigma-AldrichS8776suda% 0.9
1 L beherVWR511-0318Kullanmadan önce temizleyin ve otoklavlayın
10 mL serolojik pipetFalcon357551Steril,   polistiren
100 mm plakalarFalcon351029İşlenmiş, steril hücre kültürü kabı
15 mL steril tüplerFalcon352097Santrifüj steril tüpler, polipropilen
1 L dereceli silindirVWR612-1524Kullanmadan önce temizleyin ve otoklavlayın
2 L şişe VWR215-1596Kullanmadan önce temizleyin ve otoklavlayın
25 mL serolojik pipetFalcon357525Steril,  polistiren
2 L dereceli silindirVWR612-3072Temiz ve kullanmadan önce otoklav
500 mL beherVWR511-0317Kullanmadan önce temizleyin ve otoklav
Amfoterisin BSigma-AldrichY0000005Toz
Diseksiyon tahtasıVWR100498-398Yüksek yoğunluklu polietilenden yapılmıştır.
Diseksiyon neşteriVWR233-5526Steril ve tek kullanımlık
Gömme kasetleriDiyapath070191Dış boyutlar: 40x26x7 mm (GxDxY)
İnce forsepsVWR232-1317Kullanmadan önce temizleyin ve otoklav
HuniVWR221-1861Kullanmadan önce temizleyin ve otoklav
Altıgen tartı tekneleri boyutu MSigma-AldrichZ708585Altıgen, polistiren, 51 mm Alt İç Çap, 64 mm Üst İç Çap
Altıgen tartı tekneleri SSigma-AldrichZ708577Altıgen, polistiren, 25 mm Alt İç Çap, 38 mm Üst İç Çap
Büyük cerrahi makasVWR233-1211Kullanmadan önce temizleyin ve otoklav
Uzun forsepsVWR232-0096Kullanmadan önce temizleyin ve otoklav
Penisilin ve StreptomisinSigma-AldrichP4333-100ml10.000 ünite penisilin ve 10 mg streptomisin/mL, 0.1 & ile stabilize; m filtrelenmiş. -20°C.  Çözüm  tekrarlanan donma/çözülme döngülerini önlemek için daha küçük çalışma hacimlerine ayrılmalıdır Çözüm.
Pipet tabancasıEppendorf613-2795Eppendorf Easypet® 3
Plastik tepsiVWRBELAH162620000Korozyona dayanıklı polipropilen plastik tepsi
Potasyum KlorürSigma-AldrichP9333Toz
Potasyum Fosfat MonobazikSigma-AldrichP5665Toz
Sodyum KlorürSigma-AldrichS7653Toz
Sodyum Dodesil SülfatSigma-Aldrich62862Toz
Sodyum Fosfat DibazikSigma-Aldrich94046Toz
SpatulaVWRRSGA038.210Kullanmadan önce temizleyin ve otoklavlayın
KaşıkVWR231-1314Kullanmadan önce temizleyin ve otoklavlayın
Karıştırma çubuğuVWR442-0362Temizleyin ve kullanmadan önce otoklav
Karıştırma çubuğu alıcısıVWR89026-262Saf, FDA onaylı PTFE
Triton X-100Sigma-Aldrich9002-93-1Sıvıda
kalıplanmış

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. Journal of Cell Science. 121 (3), 255-264 (2008).
  2. Lu, P., Takai, K., Weaver, V. M., Werb, Z. Extracellular matrix degradation and remodeling in development and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (12), 005058(2011).
  3. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 48 (3), 504-511 (2010).
  4. Frangogiannis, N. G. Matricellular proteins in cardiac adaptation and disease. Physiological Reviews. 92 (2), 635-688 (2012).
  5. Etoh, T., et al. Myocardial and interstitial matrix metalloproteinase activity after acute myocardial infarction in pigs. American Journal of Physiology-Heart and Circulating Physiology. 281 (3), 987-994 (2001).
  6. Ma, Y., et al. Myofibroblasts and the extracellular matrix network in post-myocardial infarction cardiac remodeling. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 466 (6), 1113-1127 (2014).
  7. Fong, A. H., et al. Three-dimensional adult cardiac extracellular matrix promotes maturation of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Tissue Engineering. Part A. 22 (15-16), 1016-1025 (2016).
  8. Atance, J., Yost, M. J., Carver, W. Influence of the extracellular matrix on the regulation of cardiac fibroblast behavior by mechanical stretch. Journal of Cell Physiology. 200 (3), 377-386 (2004).
  9. Belviso, I., et al. The microenvironment of decellularized extracellular matrix from heart failure myocardium alters the balance between angiogenic and fibrotic signals from stromal primitive cells. International Journal of Molecular Sciences. 21 (21), 7903(2020).
  10. Badylak, S. F. Regenerative medicine and developmental biology: The role of the extracellular matrix. The Anatomical Record. 287 (1), 36-41 (2005).
  11. Volpato, F. Z., Führmann, T., Migliaresi, C., Hutmacher, D. W., Dalton, P. D. Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord. Biomaterials. 34 (21), 4945-4955 (2013).
  12. Martino, M. M., et al. Extracellular matrix and growth factor engineering for controlled angiogenesis in regenerative medicine. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 3, 45(2015).
  13. Hussey, G. S., Keane, T. J., Badylak, S. F. The extracellular matrix of the gastrointestinal tract: a regenerative medicine platform. Nature Reviews: Gastroenterology Hepathology. 14, 540-552 (2017).
  14. Sheng, Y., Fei, D., Leiiei, G., Xiaosong, G. Extracellular matrix scaffolds for tissue engineering and regenerative medicine. Current Stem Cell Research and Therapy. 12 (3), 233-246 (2017).
  15. Rozario, T., De Simone, D. W. The extracellular matrix in development and morphogenesis: A dynamic view. Developmental Biology. 341 (1), 126-140 (2010).
  16. Takawale, A., Sakamuri, S. S. V. P., Kassiri, Z. Extracellular matrix communication and turnover in cardiac physiology and pathology. Comprehensive Physiology. 5 (2), 687-719 (2015).
  17. Li, L., Zhao, Q., Kong, W. Extracellular matrix remodeling and cardiac fibrosis. Matrix Biology. 68-69, 490-506 (2018).
  18. DeQuach, J. A., et al. Simple and high yielding method for preparing tissue specific extracellular matrix coatings for cell culture. PLoS ONE. 5 (9), 13039(2010).
  19. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissue: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  20. Tukmachev, D., et al. Injectable extracellular matrix hydrogels as scaffolds for spinal cord injury repair. Tissue Engineering. Part A. 22 (3-4), 306-317 (2016).
  21. Shoichet, M. S. Polymer scaffolds for biomaterials applications. Macromolecules. 43 (2), 581-591 (2010).
  22. Taylor, D. A., et al. Decellularized matrices in regenerative medicine. Acta Biomaterialia. 74, 74-89 (2018).
  23. Gilpin, A., Yang, Y. Decellularization strategies for regenerative medicine: From processing techniques to applications. BioMed Research International. 2017, 9831534(2017).
  24. Heath, D. E. A review of decellularized extracellular matrix biomaterials for regenerative engineering applications. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 5 (2), 155-166 (2019).
  25. Hoshiba, T., et al. Decellularized extracellular matrix as an in vitro model to study the comprehensive roles of the ECM in stem cell differentiation. Stem Cell International. 2016, 6397820(2016).
  26. Keane, T. J., Swinehart, I. T., Badylak, S. F. Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance. Methods. 84, 5-34 (2015).
  27. Cerbotari, S., et al. Detergent decellularization of heart valves for tissue engineering: Toxicological effects of residual detergents on human endothelial cells. Artificial Organs. 34 (3), 206-210 (2010).
  28. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  29. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  30. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329 (5991), 538-541 (2010).
  31. Calle, E. A., Petersen, T. H., Niklason, L. E. Procedure for lung engineering. Journal of Visualized Experiments. (49), e2651(2011).
  32. Zeltinger, J., Landeen, L. K., Alexander, H. G., Kidd, I. D., Sibanda, B. Development and Characterization of Tissue-Engineered Aortic Valves. Tissue engineering. Part A. 7 (1), 9-22 (2001).
  33. Dahl, S., et al. Decellularized native and engineered arterial scaffolds for transplantation. Cell Transplantation. 12 (6), 659-666 (2003).
  34. Belviso, I., et al. Decellularized human dermal matrix as a biological scaffold for cardiac repair and regeneration. Frontiers inTissue Engineering and Regenerative Medicine. 8, 229(2020).
  35. Greco, K. V., et al. Characterisation of porcine dermis scaffolds decellularised using a novel non-enzymatic method for biomedical applications. Journal of Biomaterials Applications. 30 (2), 239-253 (2015).
  36. Brouki, M. P., et al. Decellularization and preservation of human skin: A platform for tissue engineering and reconstructive surgery. Methods. 171, 62-67 (2020).
  37. Carbonaro, D., et al. A low-cost scalable 3D-printed sample-holder for agitation-based decellularization of biological tissues. Medical Engineering & Physics. 85, 7-15 (2020).
  38. Di Meglio, F., et al. Optimization of human myocardium decellularization method for the construction of implantable patches. Tissue Engineering. Part C Methods. 23 (9), 525-539 (2017).
  39. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  40. Putame, G., et al. Compact and tunable stretch bioreactor advancing tissue engineering implementation. Application to engineered cardiac constructs. Medical Engineering & Physics. 84, 1-9 (2020).
  41. Parmaksiz, M., Dogan, A., Odabas, S., Elçin, A. E., Elçin, Y. M. Clinical applications of decellularized extracellular matrices for tissue engineering and regenerative medicine. Biomedical Materials. 11 (2), 022003(2016).
  42. Sacco, A. M., et al. Diversity of dermal fibroblasts as major determinant of variability in cell reprogramming. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (6), 4256-4268 (2019).
  43. Belviso, I., et al. Isolation of adult human dermal fibroblasts from abdominal skin and generation of induced pluripotent stem cells using a non-integrating method. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (155), e60629(2020).
  44. Belviso, I., Di Meglio, F., Romano, V., Montagnani, S., Castaldo, C. Non-modified RNA-based reprogramming of human dermal fibroblasts into induced pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. , (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Decellularization MethodAcellular Skin MatrixExtracellular MatrixTissue RegenerationBiological ScaffoldSkin DecellularizationSodium DodecylsulfateTriton X 100Tissue RemodelingRegenerative Medicine
Video yakında

İlgili makaleler