Yöntem makalesi

Sağlam Periferik Sinir Sinyallerinin Amplifikasyonu için Kas Manşeti Rejeneratif Periferik Sinir Arayüzü

DOI:

10.3791/63222

⸱

13 Ocak 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Section of Plastic Surgery, The University of Michigan Health System, 2Department of Biomedical Engineering, The University of Michigan, Ann Arbor

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu yazıda, Kas Manşeti Rejeneratif Periferik Sinir Arayüzü (MC-RPNI) adı verilen biyolojik periferik sinir arayüzü geliştirmek için yenilikçi bir yöntem sunulmaktadır. Bu cerrahi yapı, motor niyetin doğru tespitini ve dış iskelet cihazlarının potansiyel kontrolünü kolaylaştırmak için ilişkili periferik sinirin motor efferent sinyallerini yükseltebilir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Robotik dış iskeletler, ekstremite güçsüzlüğü olan bireyler için fonksiyonel restorasyon için umut verici bir yöntem olarak rehabilitasyon alanında son zamanlarda beğeni kazanmıştır. Bununla birlikte, kullanımları büyük ölçüde araştırma kurumlarıyla sınırlı kalmakta ve motor algılama yöntemleri güvenilmez kaldığı için sıklıkla statik ekstremite desteği aracı olarak çalışmaktadır. Periferik sinir arayüzleri bu eksikliğe potansiyel bir çözüm olarak ortaya çıkmıştır; Bununla birlikte, doğası gereği küçük genlikleri nedeniyle, bu sinyallerin arka plan gürültüsünden ayırt edilmesi zor olabilir ve genel motor algılama doğruluklarını düşürür. Mevcut arayüzler abiyotik materyallere dayandığından, zamanla yabancı cisim doku reaksiyonu ile birlikte doğal malzeme parçalanması meydana gelebilir ve bu da doğruluklarını daha da etkileyebilir. Kas Manşeti Rejeneratif Periferik Sinir Arayüzü (MC-RPNI), bu belirtilen komplikasyonların üstesinden gelmek için tasarlanmıştır. Sağlam bir periferik sinire çevresel olarak sabitlenmiş bir serbest kas grefti segmentinden oluşan yapı, zamanla içerdiği sinir tarafından yenilenir ve reinnerve olur. Sıçanlarda, bu yapı, bileşik kas aksiyon potansiyellerinin (CMAP'ler) üretilmesi yoluyla periferik bir sinirin motor efferent aksiyon potansiyellerini normal değerin 100 katına kadar yükseltme yeteneğini göstermiştir. Bu sinyal amplifikasyonu, motor niyetinin yüksek doğrulukta algılanmasını kolaylaştırır ve potansiyel olarak dış iskelet cihazlarının güvenilir bir şekilde kullanılmasını sağlar.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sadece Amerika Birleşik Devletleri'nde, yaklaşık 130 milyon insan nöromüsküler ve kas-iskelet sistemi bozukluklarından etkilenmekte ve yıllık ekonomik etkide 800 milyar doların üzerinde 1,2 ile sonuçlanmaktadır. Bu bozukluk grubu tipik olarak sinir sistemlerindeki, nöromüsküler kavşaktaki veya kasın içindeki patolojiye sekonderolarak 3. Patolojik kökenlerin çeşitliliğine rağmen, çoğunluk bir dereceye kadar ekstremite zayıflığını paylaşır 1,3. Ne yazık ki, bu zayıflık, özellikle şiddetli travma 4,5,6 ortamında, nöral ve kas dokusu rejenerasyonundaki sınırlamalar göz önüne alındığında genellikle kalıcıdır.

Ekstremite zayıflığı tedavi algoritmaları klasik olarak rehabilitasyon ve destekleyici önlemlere odaklanmış, genellikle kalan sağlam uzuvların (bastonlar, tekerlekli sandalyeler, vb.) 7. Bununla birlikte, bu strateji, zayıflığı tek bir ekstremiteyle sınırlı olmayanlar için yetersiz kalmaktadır. Robotik teknolojilerdeki son yeniliklerle birlikte, ekstremite zayıflığı 8,9,10,11,12,13 ile yaşayanlara ekstremite işlevselliğini geri kazandıran gelişmiş dış iskelet cihazları geliştirilmiştir. Bu robotik dış iskeletler genellikle hareketin başlatılmasına ve sonlandırılmasına veya uzuv pozisyonunun korunmasına yardımcı olabilen, kullanıcı için bireysel olarak uyarlanabilen farklı miktarda kuvvet sağlayan güçlü, giyilebilir cihazlardır 8,9,10,11,12,13 . Bu cihazlar, kullanıcıya motor yardımını nasıl sağladıklarına bağlı olarak pasif veya aktif olarak sınıflandırılır: aktif cihazlar, kullanıcıya gücü artıran elektrikli aktüatörler içerirken, pasif cihazlar, gerektiğinde kullanıcıya geri vermek için kullanıcının hareketlerinden enerji depolar14. Aktif cihazlar bir kullanıcının güç yeteneklerini artırma yeteneğine sahip olduğundan, bu cihazlar ekstremite zayıflığı ayarında çok daha sık kullanılır[14].

Bu popülasyondaki motor niyeti belirlemek için, modern dış iskeletler genellikle distal ekstremite kaslarının elektromiyografisinden (EMG)8,15,16,17 veya beynin yüzey elektroensefalografisinden (sEEG) üretilen örüntü tanıma algoritmalarına dayanır 18,19,20 . Bu algılama yöntemlerinin vaadine rağmen, her iki seçenek de bu cihazların yaygın kullanımını engelleyen önemli sınırlamalara sahiptir. EEG, mikrovolt seviyesindeki sinyalleri transkraniyal olarak18,19,20 olarak algıladığından, eleştiriler sıklıkla bu sinyalleri arka plan gürültüsünden ayırt edememeye odaklanır 21. Arka plan gürültüsü istenen kayıt sinyaline benzer olduğunda, bu düşük sinyal-gürültü oranları (SNR'ler) üretir ve yanlış motor algılama ve sınıflandırma22,23'e neden olur. Doğru sinyal algılama ayrıca kaba / kalın saçların varlığından, kullanıcı aktivitesinden ve hatta terleme 22,24'ten önemli ölçüde etkilenebilen kararlı, düşük empedanslı kafa derisi teması 21'e dayanır. Buna karşılık, EMG sinyalleri genlikte birkaç büyüklükte daha büyüktür ve daha fazla motor sinyali algılama doğruluğunu kolaylaştırır15,18,25. Bununla birlikte, yakındaki kaslar sinyali kirletebileceğinden, cihaz tarafından kontrol edilebilen serbestlik dereceleriniazaltarak 16,17,25 ve derin kas hareketini tespit edememe 25,26,27,28 olduğu için bunun bir bedeli vardır. En önemlisi, EMG, önemli kas uzlaşması ve doku29'un tamamen yokluğu durumunda bir kontrol yöntemi olarak kullanılamaz.

Robotik dış iskeletlerin gelişimini ilerletmek için, amaçlanan kullanıcının motor niyetinin tutarlı ve doğru bir şekilde algılanması gerekir. Periferik sinir sistemini kullanan arayüzler, nispeten basit erişimleri ve fonksiyonel seçicilikleri göz önüne alındığında, umut verici bir arayüz tekniği olarak ortaya çıkmıştır. Mevcut periferik sinir arayüzleme yöntemleri invaziv veya non-invaziv olabilir ve tipik olarak üç kategoriden birine girer: ekstranöral elektrotlar 30,31,32,33, intrafasiküler elektrotlar34,35,36 ve penetran elektrotlar37,38,39,40 . Periferik sinir sinyalleri genellikle mikrovolt seviyesinde olduğundan, bu sinyalleri benzer genlikteki arka plan gürültüsünden ayırt etmek zor olabilir41,42, bu da arayüzün genel motor algılama doğruluğu yeteneklerini azaltır. Bu düşük sinyal-gürültü (SNR) oranları, cihazınbozulmasından 39,43 veya cihazın etrafındaki skar dokusu üreten yerel yabancı cisim reaksiyonundan ve / veya lokal aksonal dejenerasyondan 37,44 kaynaklanan kötüleşen elektrot empedansı 43'e bağlı olarak zamanla kötüleşir. Bu eksiklikler genellikle reoperasyon ve yeni bir periferik sinir arayüzünün implantasyonu ile çözülebilse de, yabancı cisimle ilişkili reaksiyonlar meydana gelmeye devam edeceği için bu uzun vadeli bir çözüm değildir.

Periferik sinirlerin abiyotik arayüzlerle etkileşiminden kaynaklanan bu lokal doku reaksiyonlarını önlemek için, biyolojik bir bileşen içeren bir arayüz gereklidir. Bu eksikliği gidermek için, Rejeneratif Periferik Sinir Arayüzü (RPNI), transekte periferik sinirleri, protez cihazlarla amputasyonlu kişilerin kalıntı uzuvlarına entegre etmek için geliştirilmiştir45,46,47,48. RPNI'nin üretimi, transekte bir periferik sinirin otolog serbest kas greftinin bir segmentine cerrahi implantasyonunu içerir ve zamanla revaskülarizasyon, rejenerasyon ve reinnervasyon meydana gelir. RPNI, mili-volt seviyesinde bileşik kas aksiyon potansiyellerinin (CMAP'ler) üretilmesi sayesinde, içerdiği sinirin mikro-volt seviye sinyalini birkaç büyüklükte yükseltebilir ve motor niyetinin 45,48,49'un doğru bir şekilde algılanmasını kolaylaştırır. RPNI'de son on yılda, hem hayvan50,51 hem de insan47 denemelerinde efferent motor sinir sinyallerinin yükseltilmesi ve iletilmesinde kayda değer bir başarı ile kayda değer bir başarı elde edilmiş, yüksek hassasiyetli protez cihaz kontrolünü çoklu serbestlik dereceleriyle kolaylaştırmıştır.

Ekstremite zayıflığı olan ancak sağlam periferik sinirleri olan bireyler, dış iskelet cihazlarını kontrol etmek için periferik sinir arayüzleri aracılığıyla motor niyetin yüksek doğrulukta saptanmasından benzer şekilde yararlanacaktır. RPNI, amputasyonlu kişilerde olduğu gibi transekte periferik sinirlerle entegrasyon için geliştirildiğinden, cerrahi modifikasyonlar gerekliydi. RPNI ile ilgili deneyimlerden yola çıkarak, Kas Manşeti Rejeneratif Periferik Sinir Arayüzü (MC-RPNI) geliştirilmiştir. RPNI'de olduğu gibi benzer bir serbest kas grefti segmentinden oluşan, bunun yerine sağlam bir periferik sinire çevresel olarak sabitlenir (Şekil 1). Zamanla, kollateral aksonal filizlenme, bu efferent motor sinir sinyallerininbüyütülmesi ve birkaç büyüklük sırası daha büyük olan EMG sinyallerine çevrilmesi yoluyla yenilenir ve yeniden innerve olur. MC-RPNI biyolojik kökenli olduğundan, şu anda kullanımda olan periferik sinir arayüzleri ile ortaya çıkan kaçınılmaz yabancı cisim reaksiyonunu önler52. Ayrıca, MC-RPNI, daha önce RPNI'lerde49'da gösterildiği gibi, distal olarak disseke edilmiş sinirlere önemli çapraz konuşma olmadan bireysel kaslara yerleştirilebildikleri için aynı anda birden fazla serbestlik derecesini kontrol etme yeteneği verir. Son olarak, MC-RPNI, proksimal sinire yerleştirildiği için distal kas fonksiyonundan bağımsız olarak çalışabilir. Mevcut periferik sinir arayüzlerine göre avantajları göz önüne alındığında, MC-RPNI, güvenli, doğru ve güvenilir bir dış iskelet kontrolü yöntemi sağlama konusunda önemli bir umut vaat etmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm hayvan prosedürleri ve deneyleri, Michigan Üniversitesi Kurumsal Bakım ve Hayvan Kullanımı Komitesi'nin (IACUC) onayı ile gerçekleştirilmiştir. 3-6 aylıkken erkek ve dişi Fischer F344 ve Lewis sıçanları (~ 200-300 g) deneylerde en sık kullanılanlardır, ancak herhangi bir suş teorik olarak kullanılabilir. Otolog kas greftleri yerine donör sıçanlar kullanılıyorsa, donör sıçanlar deneysel suşa izojenik olmalıdır. Sıçanların ameliyat öncesi ve sonrası yiyecek ve suya serbestçe erişmelerine izin verilir. Terminal sonlanım noktası değerlendirmelerini takiben, derin anestezi altında intrakardiyak potasyum klorür enjeksiyonu ve ardından ikincil bir bilateral pnömotoraks yöntemi ile ötenazi yapılır.

1. Sıçanın deneysel olarak hazırlanması

  1. Bir indüksiyon odasında 0.8-1.0 L / dak'da oksijende% 5'lik bir izofluran çözeltisi kullanarak deneysel sıçanı anestezi altına alın. Yeterli anestezi sağlandıktan ve kornea refleksinin yokluğunda doğrulandıktan sonra, sıçanı anestezinin sürdürülmesi için% 1.75 -% 2.25'e düşürülmüş izofluran ile bir solunum burun konisi üzerine yerleştirin.
  2. Peri- ve postoperatif analjezi için omuz bıçakları arasındaki deri altı düzlemde 27 G iğne ile 0.2 mL steril salin içine 0.02-0.03 mL Carprofen (50 mg / mL) çözeltisi enjekte edin.
  3. Anestezi uygulanırken kornea ülserlerini önlemek için her iki göze de steril göz merhemi uygulayın.
  4. Elektrikli bir tıraş bıçağı kullanarak, kalça ekleminden, uyluk üzerinden ve pençenin sırt yüzeyine uzanan bilateral alt ekstremitelerin lateral kısmını tıraş edin.
  5. Cerrahi bölgeyi önce bir alkol hazırlama pedi ile silerek, ardından povidon-iyot çözeltisi uygulaması ile sterilize edin, artık povidon-iyot çözeltisini çıkarmak için yeni bir alkol hazırlama pedi ile son bir temizlik ile sona erdirin. Steriliteyi korumak için bu alternatif temizleme işlemini üç kez tekrarlayın.
    NOT: Bu dermatolojik tahriş edici olabilir; çözümün çoğunluğunun ortadan kaldırılmasını sağlayın.

2. Kas greftinin hazırlanması

  1. Sıçanı, vücut ısısı izleme için tercih edilen ağız içi vücut ısısı probu ile cerrahi bir mikroskobun altındaki bir ısıtma yastığına yerleştirin. İzofluranı% 1.75-2.25'te ve oksijeni 0.8-1.0 L / dak'da tutun.
  2. İstenilen donör arka bacağın ön yönü boyunca, ayak bileğinin hemen üstünden dizin hemen altına kadar uzanan uzunlamasına bir kesi yapın #15 neşter ile.
  3. Altta yatan kas sistemini ve ayak bileği eklemine sadece proksimal olan distal tendonları ortaya çıkarmak için keskin iris makası kullanarak altta yatan deri altı dokusundan diseksiyon yapın. Tibialis anterior (TA) kasların en büyüğü ve en ön kısmıdır; ekstansör digitorum longus (EDL) kası bu kasın hemen derin ve arka tarafında bulunabilir. EDL kasını ve distal tendonunu çevredeki kas yapısından izole edin.
  4. Distal tendonun altına forseps veya iris makasının her iki çatalını da ayak bileği ekleminin hemen yakınına yerleştirerek doğru tendonun izolasyonunu sağlayın. Forseps veya iris makası açarak tendon üzerinde yukarı doğru baskı uygulayın. Bu hareket, tüm ayak parmaklarının aynı anda aynı anda uzamasını sağlamalıdır. İzole ayak bileği dorsifleksiyonu, ayak bileği eversiyonu, veya tek ayak parmağı dorsifleksiyonu meydana gelirse, yanlış tendon izole edilmiştir.
  5. EDL kasının distal tenotomisini ayak bileği seviyesinde keskin iris makası ile gerçekleştirin ve kası, tendinöz kökenine doğru yakın çalışan çevre dokulardan arındırılmış olarak diseke edin.
  6. Proksimal tendon görselleştirildikten sonra, grefti serbest bırakmak için keskin iris makası kullanarak proksimal tenotomi yapın.
  7. Kas greftinin her iki tendinöz ucunu kesin ve keskin iris makası ile istenen uzunlukta kesin.
    NOT: 8-13 mm ölçülerindeki greftler başarı ile kullanılmıştır; Bununla birlikte, kullanılan en yaygın uzunluk 10 mm'dir.
  8. Kas greftinin bir tarafında, sinirin kas grefti içine yerleştirilmesini kolaylaştırmak ve sinirin endomisyum ile temasını sağlamak için kesilen tüm uzunluk boyunca uzunlamasına bir kesi yapın.
  9. Hazırlanan kas greftini, doku kurumasını önlemek için tuzlu suyla nemlendirilmiş bir gazlı bez içine yerleştirin.
  10. Donör bölgenin üzerindeki cildi 4-0 kromik dikişle koşu şeklinde kapatın.

3. Ortak peroneal sinir izolasyonu ve hazırlığı

  1. Siyatik çentikten ~ 5 mm'lik bir çizgiden uzanacak ve diz ekleminin hemen altına kadar uzanacak olan cerrahi insizyonu işaretleyin. Bu işaretlemenin, aşağıda palpe edilebilen femurdan daha düşük ve açılı olduğundan emin olun.
  2. 15 numaralı bir bıçakla işaretli kesi çizgisi boyunca deri ve deri altı dokuları kesin. Altta yatan biseps femoris fasyasını dikkatlice kesin, siyatik sinir hemen aşağıda yattığı için kasın tüm derinliği boyunca uzanmamaya özen gösterin.
  3. Künt uçlu küçük makas veya hemostat kullanarak, biseps femoris kasından dikkatlice diseke edin.
    NOT: Siyatik sinir, bisepslerin altında yatan bu boşlukta hareket eder ve ciltte işaretlenen kesi ile yaklaşık olarak aynı yöne yönlendirilir. Üç önemli siyatik sinir dalı vardır: sural (sinirlerin en arka ve en küçüğü), tibial (tipik olarak en ön, ancak bu sinir her zaman diz ekleminin derinliklerine dalar) ve ortak peroneal (tipik olarak tibial ve sural arasında bulunur, her zaman diz ekleminin üzerinde hareket eder).
  4. Ortak peroneal (CP) siniri tanımlayın ve bir çift mikro forseps ve mikro makas kullanarak onu çevreleyen sinirlerden dikkatlice izole edin. Çevreleyen bağ dokusunu sinirin orta 2 cm'sinden çıkarın. Bu süreçte CP sinirini forseps ile ezmemeye dikkat edin, çünkü ezilme yaralanması son nokta sonuçlarını değiştirebilir.
  5. Serbest bırakılmış CP sinirinin en merkezi kısmı üzerinde, kas greftinin istenen uzunluğuna uyan sinirin uzunluğu boyunca epinöryumun% 25'ini çıkararak bir epinöryal pencere gerçekleştirin.
  6. Bunu gerçekleştirmek için proksimal epinöryumu mikro-forsepslerle tutun, mikro diseksiyon makası ile hemen altta yatan epinöryumu kesin ve sinir boyunca distal olarak hareket eden epinöryumun ~% 25'ini çıkarın. Bu segmenti tek parça halinde çıkarmaya özen gösterin, çünkü birden fazla girişim düzensiz epinöryal çıkarmaya neden olabilir ve sinir hasarı riskini artırabilir.
    NOT: Epinöroniyumun altında yatan sinir dokusu kaz benzeri bir dokuya sahip olacaktır; Bu sinir kalitesine dikkat çekmek, doğru doku düzleminin çıkarılmasını sağlar.

4. MC-RPNI yapı imalatı

  1. Kas greftini salinle nemlendirilmiş gazlı bezden çıkarın ve epinöryal pencerenin oluşturulduğu CP sinirinin orta kısmının altına yerleştirin. Siniri 180 ° döndürün, böylece epinöryal pencere bölümü sağlam kaslarla temas eder ve nihai dikiş çizgisinin altında kalmaz.
  2. 8-0 kullanma naylon sütür, epinöryumu endomiyuma sabitlemek için basit kesilmiş sütürler kullanarak CP sinirinin epinöryumunu hem proksimal hem de distal olarak adım 2.8'de oluşturulan oluk içindeki kas greftine dikiştirin.
    NOT: Bu dikişleri yerleştirin ve kasın normal dinlenme uzunluğunda olmasını sağlayın. Kasın çok fazla gerilmesi veya sıkıştırılması, daha sonra yenilenme ve sinyal verme yeteneklerini etkileyebilir.
  3. Şimdi sabitlenmiş siniri çevreleyen kas greftinin kenarlarını çevresel olarak sarın ve basit bir şekilde kesilmiş 8-0 kullanarak dikiş dikin naylon dikişler (uzunluğa bağlı olarak ~ 4-6).
  4. Hemostaz sağlandıktan sonra, yapı üzerindeki biseps femoris fasyasını koşu tarzında 5-0 kromik sütür ile kapatın.
  5. Üstteki cildi 4-0 kromik dikişle koşu tarzında kapatın.
  6. Cerrahi bölgeyi bir alkol hazırlık pedi ile temizleyin ve antibiyotik merhem uygulayın.
  7. İnhalasyonel anesteziyi sonlandırın ve sıçanı kafes arkadaşlarından izole edilmiş temiz bir kafese yerleştirin ve yiyecek ve su ad lib ile iyileşmesine izin verin.
  8. Sıçan uygun şekilde iyileştikten sonra, kafes arkadaşlarıyla birlikte temiz bir kafese geri yerleştirin.
    NOT: Bu yapılar, yeterli sinir sinyali amplifikasyonu üretmek için en az üç aylık olgunlaşma gerektirir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MC-RPNI cerrahi fabrikasyonu, sıçanların cerrahi anesteziden çıkmadan kurtulamaması veya ameliyattan sonraki bir hafta içinde bir enfeksiyon geliştirmemesi durumunda perioperatif bir başarısızlık olarak kabul edilir. Önceki araştırmalar, 3 aylık bir olgunlaşma periyodunun buyapıdan 42,45,48,49 güvenilir sinyal amplifikasyonu ile sonuçlanacağını göstermiştir. O zaman veya daha sonra, yapıların c...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MC-RPNI, bir dış iskelet cihazını doğru bir şekilde kontrol etmek için sağlam, periferik bir motor sinirin efferent aksiyon potansiyellerinin amplifikasyonuna izin veren yeni bir yapıdır. Spesifik olarak, MC-RPNI, önemli kas hastalığının ve / veya EMG sinyallerinin kaydedilemediği kas yokluğunun neden olduğu ekstremite zayıflığı olan bireylere özel bir fayda sağlar. Zaten tehlikeye girmiş kas fonksiyonunu azaltmak, bu popülasyonda yıkıcı olacaktır; Bununla birlikte, MC-RPNI, distal olarak innerve edilmiş kas

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların herhangi bir açıklaması yoktur.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar, uzman laboratuvar yönetimi ve teknik yardımı için Jana Moon'a ve görüntüleme uzmanlığı için Charles Hwang'a teşekkür ediyor. Bu makaledeki deneyler kısmen Plastik Cerrahi Vakfı'nın SS'ye (3135146.4) ve SS'ye 1F32HD100286-01 Ödül Numarası altında Ulusal Çocuk Sağlığı ve İnsani Gelişme Enstitüsü'ne ve P30 AR069620 Ödül Numarası altında Ulusal Sağlık Enstitüleri Ulusal Artrit ve Kas-İskelet ve Deri Hastalıkları Enstitüsü'ne hibe edilmesiyle finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
# 15 NeşterAspen Surgical, IncRef 371115Kaburga Sırtlı Karbon Çelik Cerrahi Bıçaklar (# 15)
2-N-ince film yük hücresi (S100)Gerinim Ölçüm Cihazları, IncSMD100-0002Bağlı kas tarafından üretilen kuvveti ölçer
4-0 Kromik SütürEthiconSKU # 1654GP-3 Ters Kesme İğnesi
5-0 Kromik SütürEthiconSKU # 687GP-3 Ters Kesme İğnesi
8-0 Monofilament SütürAROSurjikT06A08N14-13Dişli konik iğne üzerinde siyah poliamid monofilament sütür
Deneysel SıçanlarEnvigoF344-NH-sdSıçanlar Fischer F344 Strain
Fine Forceps - ayna kaplamaGüzel Bilim Araçları11413-11Sinirler gibi hassas yapıları işlemek için ideal ayna kaplamalı ince uçlu forseps
Fluriso (İzofloran)VetOne13985-528-40İnhalasyon
Anestezik Kuvvet Ölçüm MastarıRed Rockn/aDoğru kas kuvveti kaydına izin vermek için arka ayağın hareketsiz hale getirilmesine izin veren özel tasarlanmış kuvvet ölçüm aparatı
MATLAB yazılımıMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUPasif ve toplam kuvvetten kaydedilen her kuvvet izi için aktif kuvveti hesaplar ölçümler
Nicolet Viasys EMG EP SistemiNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGSinir ve/veya kastan eş zamanlı 2 kanal kayıt yapabilen taşınabilir EMG ve sinir sinyali kayıt sistemi
OksijenKriyojenik GazlarUN1072Standart tıbbi sınıf oksijen tüpleri
Potasyum KlorürAPP İlaç63323-965-20Enjekte edilebilir form, 2 mEq/mL
Povidone İyot USPMediChoice65517-0009-1%10 Topikal Çözelti, birden fazla cerrahi hazırlık için bir şişe kullanabilir
Puralube Vet Oftalmik MerhemDechra17033-211-38İşlem sırasında kullanım için kornea koruyucu merhem
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA # 141-199Enjekte edilebilir form, 50 mg / mL
Stereo MikroskopLeicaModel M60Kullanıcı büyütmeyi tercihlerine göre ayarlayabilir
Cerrahi AletlerGüzel Bilim AraçlarıÇeşitliKullanıcı, kişisel tercihine göre veya şu anda laboratuvarlarında mevcut olanlardan aletleri seçebilir
Üçlü Antibiyotik MerhemMediChoice39892-0830-2Merhem steril, tek kullanımlık paketler halinde gelir
Vannas Yaylı Makas - 2mm kesici kenarİnce Bilim Araçları15000-04Epineurial pencereyi gerçekleştirmek için kullanılan kavisli mikro diseksiyon makası
VaporStick 3SurgivetV7015İzofloran ve oksijen bidonu için alana sahip anestezi kulesi
Webcol Alkol HazırlamaCovidenRef 6818Alkol hazırlama mendilleri; Her hazırlık için yeni bir mendil kullanın

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Andersson, G. S. The burden of musculoskeletal diseases in the United States : prevalence, societal, and economic cost. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , Rosemont, IL. (1942).
  2. Yelin, E. H., Weinstein, S., King, T. The burden of musculoskeletal diseases in the United States. Seminars in Arthritis and Rheumatism. 46 (3), 259-260 (2016).
  3. McDonald, C. M. Clinical Approach to the Diagnostic Evaluation of Hereditary and Acquired Neuromuscular Diseases. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 23 (3), 495-563 (2021).
  4. Sass, F. A., et al. Immunology Guides Skeletal Muscle Regeneration. International Journal of Molecular Sciences. 19 (3), 835(2018).
  5. Bruggeman, K. F., et al. Harnessing stem cells and biomaterials to promote neural repair. British Journal of Pharmacology. 176 (3), 355-368 (2019).
  6. Vijayavenkataraman, S. Nerve guide conduits for peripheral nerve injury repair: A review on design, materials and fabrication methods. Acta Biomaterialia. 106, 54-69 (2020).
  7. O'Dell, M. W., Lin, C. C., Harrison, V. Stroke rehabilitation: strategies to enhance motor recovery. Annual Review of Medicine. 60, 55-68 (2009).
  8. Ambrosini, E., et al. The combined action of a passive exoskeleton and an EMG-controlled neuroprosthesis for upper limb stroke rehabilitation: First results of the RETRAINER project. International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 56-61 (2017).
  9. Veerbeek, J. M., et al. Effects of robot-assisted therapy for the upper limb after stroke. Neurorehabilitation & Neural Repair. 31 (2), 107-121 (2017).
  10. Heo, P., et al. Current hand exoskeleton technologies for rehabilitation and assistive engineering. Journal of Precision Engineering and Manufacturing. 13 (5), 807-824 (2012).
  11. Kwakkel, G., Kollen, B. J., Krebs, H. I. Effects of robot-assisted therapy on upper limb recovery after stroke: A systematic review. Neurorehabilitation & Neural Repair. 22 (2), 111-121 (2007).
  12. Brewer, B. R., McDowell, S. K., Worthen-Chaudhari, L. C. Poststroke Upper Extremity Rehabilitation: A Review of Robotic Systems and Clinical Results. Topics in Stroke Rehabilitation. 14 (6), 22-44 (2007).
  13. Kalita, B., Narayan, J., Dwivedy, S. K. Development of active lower limb robotic-based orthosis and exoskeleton devices: A systematic review. International Journal of Social Robotics. 13, 775-793 (2021).
  14. Bosch, T., et al. The effects of a passive exoskeleton on muscle activity, discomfort and endurance time in forward bending work. Applied Ergonomics. 54, 212-217 (2016).
  15. Secciani, N., et al. A novel application of a surface ElectroMyoGraphy-based control strategy for a hand exoskeleton system: A single-case study. International Journal of Advanced Robotic Systems. 16 (1), 1729881419828197(2019).
  16. Bützer, T., et al. PEXO - A pediatric whole hand exoskeleton for grasping assistance in task-oriented training. IEEE 16th International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 108-114 (2019).
  17. Meeker, C., et al. EMG pattern classification to control a hand orthosis for functional grasp assistance after stroke. IEEE International Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 1203-1210 (2017).
  18. Witkowski, M., et al. Enhancing brain-machine interface (BMI) control of a hand exoskeleton using electrooculography (EOG). Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 11 (1), 165(2014).
  19. Cantillo-Negrete, J., et al. Motor imagery-based brain-computer interface coupled to a robotic hand orthosis aimed for neurorehabilitation of stroke patients. Journal of Healthcare Engineering. 2018, 1624637(2018).
  20. Bhagat, N. A., et al. Design and optimization of an EEG-based brain machine interface (BMI) to an upper-limb exoskeleton for stroke survivors. Frontiers in Neuroscience. 10, 122(2016).
  21. Habibzadeh Tonekabony Shad, E., Molinas, M., Ytterdal, T. Impedance and noise of passive and active dry EEG electrodes: A review. IEEE Sensors Journal. 20 (24), 14565-14577 (2020).
  22. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. EEG-based BCI control schemes for lower-limb assistive-robots. Frontiers in Human Neuroscience. 12, 312-312 (2018).
  23. Gwin, J. T., Ferris, D. High-density EEG and independent component analysis mixture models distinguish knee contractions from ankle contractions. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2011, 4195-4198 (2011).
  24. Tariq, M., Trivailo, P. M., Simic, M. Classification of left and right foot kinaesthetic motor imagery using common spatial pattern. Biomedical Physics & Engineering Express. 6 (1), 015008(2019).
  25. Ryser, F., et al. Fully embedded myoelectric control for a wearable robotic hand orthosis. iInternational Conference on Rehabilitation Robotics (ICORR). , 615-621 (2017).
  26. Reeves, J., Starbuck, C., Nester, C. EMG gait data from indwelling electrodes is attenuated over time and changes independent of any experimental effect. Journal of Electromyography and Kinesiology. 54, 102461(2020).
  27. Huang, J., et al. Control of upper-limb power-assist exoskeleton using a human-robot interface based on motion intention recognition. IEEE Transactions on Automation Science and Engineering. 12 (4), 1257-1270 (2015).
  28. Rodrigues, C., et al. Comparison of intramuscular and surface electromyography recordings towards the control of wearable robots for incomplete spinal cord injury rehabilitation. 2020 8th IEEE RAS/EMBS International Conference for Biomedical Robotics and Biomechatronics (BioRob). , 564-569 (2020).
  29. Rasool, G., et al. Spatial analysis of multichannel surface EMG in hemiplegic stroke. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering : A Publication of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 25 (10), 1802-1811 (2017).
  30. Stieglitz, T., et al. Non-invasive measurement of torque development in the rat foot: measurement setup and results from stimulation of the sciatic nerve with polyimide-based cuff electrodes. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (4), 427-437 (2003).
  31. Polasek, K. H., et al. Human nerve stimulation thresholds and selectivity using a multi-contact nerve cuff electrode. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 15 (1), 76-82 (2007).
  32. Kenney, L., et al. An implantable two channel drop foot stimulator: initial clinical results. Artificial Organs. 26 (3), 267-270 (2002).
  33. Ortiz-Catalan, M., et al. Patterned stimulation of peripheral nerves produces natural sensations with regards to location but not quality. IEEE Transactions on Medical Robotics and Bionics. 1 (3), 199-203 (2019).
  34. Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors and Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
  35. Petrini, F. M., et al. Six-month assessment of a hand prosthesis with intraneural tactile feedback. Annals of Neurology. 8 (1), 137-154 (2019).
  36. Jung, R., et al. Bionic intrafascicular interfaces for recording and stimulating peripheral nerve fibers. Bioelectronics in Medicine. 1 (1), 55-69 (2017).
  37. Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
  38. Zollo, L., et al. Restoring tactile sensations via neural interfaces for real-time force-and-slippage closed-loop control of bionic hands. Science Robotics. 4 (27), (2019).
  39. George, J. A., et al. Long-term performance of Utah slanted electrode arrays and intramuscular electromyographic leads implanted chronically in human arm nerves and muscles. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056042(2020).
  40. Wendelken, S., et al. Restoration of motor control and proprioceptive and cutaneous sensation in humans with prior upper-limb amputation via multiple Utah Slanted Electrode Arrays (USEAs) implanted in residual peripheral arm nerves. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 121(2017).
  41. Yang, Z., et al. Noise characterization, modeling, and reduction for in vivo neural recording. Proceedings of the 23rd Annual Conference on Neural Information Processing Systems (NIPS 09). , 2160-2168 (2009).
  42. Ursu, D. C., et al. In vivo characterization of regenerative peripheral nerve interface function. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 026012(2016).
  43. Lotti, F., et al. Invasive intraneural interfaces: Foreign body reaction issues. Frontiers in Neuroscience. 11, 497-497 (2017).
  44. Stiller, A. M., et al. A meta-analysis of intracortical device stiffness and its correlation with histological outcomes. Micromachines. 9 (9), 443(2018).
  45. Kung, T. A., et al. Regenerative peripheral nerve interface viability and signal transduction with an implanted electrode. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 1380-1394 (2014).
  46. Kubiak, C. A., Kemp, S. W. P., Cederna, P. S. Regenerative peripheral nerve interface for management of postamputation neuroma. JAMA Surgery. 153 (7), 681-682 (2018).
  47. Vu, P. P., et al. A regenerative peripheral nerve interface allows real-time control of an artificial hand in upper limb amputees. Science Translational Medicine. 12 (533), (2020).
  48. Svientek, S. R., et al. Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), e60841(2020).
  49. Ursu, D., et al. Adjacent regenerative peripheral nerve interfaces produce phase-antagonist signals during voluntary walking in rats. Journal of NeuroEngineering and Rehabilitation. 14 (1), 33(2017).
  50. Vu, P. P., et al. Closed-loop continuous hand control via chronic recording of regenerative peripheral nerve interfaces. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 26 (2), 515-526 (2018).
  51. Urbanchek, M. G., et al. Development of a Regenerative Peripheral Nerve Interface for Control of a Neuroprosthetic Limb. BioMed Research International. 2016, 5726730(2016).
  52. Kubiak, C. A., et al. Physiologic signaling and viability of the Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI) for intact peripheral nerves. Journal of Neural Engineering. 18 (4), (2021).
  53. Rocha, J. A., et al. Diagnostic investigation and multidisciplinary management in motor neuron disease. Journal of Neurology. 252 (12), 1435-1447 (2005).
  54. Haastert, K., et al. Nerve repair by end-to-side nerve coaptation: histologic and morphometric evaluation of axonal origin in a rat sciatic nerve model. Neurosurgery. 66 (3), 567-576 (2010).
  55. Hayashi, A., et al. Collateral sprouting occurs following end-to-side neurorrhaphy. Plastic and Reconstructive Surgery. 114 (1), 129-137 (2004).
  56. Hu, Y., et al. Regenerative peripheral nerve interface free muscle graft mass and function. Muscle & Nerve. 63 (3), 421-429 (2021).
  57. Carr, M. M., et al. Strain differences in autotomy in rats undergoing sciatic nerve transection or repair. Annals of Plastic Surgery. 28 (6), 538-544 (1992).
  58. Sporel-Özakat, R. E., et al. A simple method for reducing autotomy in rats after peripheral nerve lesions. Journal of Neuroscience Methods. 36 (2), 263-265 (1991).
  59. Lemon, R. N., Mantel, G. W. H., Rea, P. A. Recording and identification of single motor units in the free-to-move primate hand. Experimental Brain Research. 81 (1), (1990).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Muscle Cuff RPNIPeripheral Nerve InterfaceNerve Signal AmplificationCompound Muscle Action PotentialsMotor Intent DetectionExoskeleton ControlMuscle GraftEpineurial WindowElectrophysiologic TestingNeuromuscular Junctions

İlgili makaleler