Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Fekal Mikrobiyota Transplantasyonunun İnterlökin 10 Eksikliği Olan Fare Modelinde Terapötik Değerlendirmesi

3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/63350

⸱

6 Nisan 2022

 ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology, Department of Internal Medicine, University of Texas Medical Branch at Galveston, 2Department of Gastroenterology, Xiangya Hospital of Central South University

Bu makalede

Özet

Genetik duyarlılık, mukozal bağışıklık ve intestinal mikroekolojik ortamın etkileşimi, inflamatuar barsak hastalığının (İBH) patogenezinde rol oynar. Bu çalışmada, IL-10 eksikliği olan farelere fekal mikrobiyota transplantasyonu uygulanmış ve kolonik inflamasyon ve kalp fonksiyonu üzerine etkisi araştırılmıştır.

Özet

Son yıllarda mikroekolojinin gelişmesiyle birlikte, bağırsak bakterileri ile inflamatuar bağırsak hastalığı (İBH) arasındaki ilişki oldukça dikkat çekmiştir. Biriken kanıtlar, disbiyotik mikrobiyotanın İBH'de inflamatuar süreci tetiklemede veya kötüleştirmede aktif bir rol oynadığını ve fekal mikrobiyota transplantasyonunun (FMT) çekici bir terapötik strateji olduğunu, çünkü sağlıklı bir mikrobiyotanın İBH hastasına aktarılmasının uygun konakçı-mikrobiyota iletişimini yeniden kurabileceğini göstermektedir. Bununla birlikte, moleküler mekanizmalar belirsizdir ve FMT'nin etkinliği çok iyi belirlenmemiştir. Bu nedenle, IBD'nin hayvan modellerinde daha ileri çalışmalara ihtiyaç vardır. Bu yöntemde, FMT'yi vahşi tip C57BL / 6J farelerden, yaygın olarak kullanılan bir fare kolit modeli olan IL-10 eksikliği olan farelere uyguladık. Çalışma, donör farelerden dışkı peletlerinin toplanması, dışkı çözeltisinin / süspansiyonunun yapılması, dışkı çözeltisinin uygulanması ve hastalığın izlenmesi üzerinde durmaktadır. FMT'nin IL-10 nakavt farelerinde kardiyak bozukluğu önemli ölçüde azalttığını ve IBD yönetimi için terapötik potansiyelinin altını çizdiğini bulduk.

Giriş

İnsan bağırsak mikro ekosistemi, sağlıklı bir insanın bağırsağında 1000'den fazla bakteri türü ile son derece karmaşıktır1. Bağırsak florası, bağırsağın normal fizyolojik fonksiyonlarının ve bağışıklık tepkisinin korunmasında rol oynar ve insan vücudu ile ayrılmaz bir ilişkiye sahiptir. Biriken kanıtlar, bağırsak mikrobiyomunun sadece bir grup parazit değil, insan vücudunun bir parçası olan son insan organını oluşturduğunu göstermektedir2. Bağırsak mikrobiyotası, metabolitleri ve erken yaşamda kurulan konakçı bağışıklık sistemi arasındaki 'sağlıklı' simbiyotik bir ilişki, bağırsak homeostazını korumak için kritik öneme sahiptir. Kronik inflamasyon gibi bazı anormal durumlarda, vücudun iç ve dış ortamındaki değişiklikler, bağırsak homeostazını ciddi şekilde bozar ve bağırsakların mikrobiyal topluluğunun dysbiosis3 olarak adlandırılan kalıcı bir dengesizliğine neden olur. Aslında, diyet, ilaçlar ve patojenler de dahil olmak üzere birçok çevresel faktöre maruz kalmak, mikrobiyotada değişikliklere yol açabilir.

Disbiyoz, inflamatuar bağırsak hastalığı (IBD), irritabl bağırsak sendromu (IBS) ve psödomembranöz enterit gibi çeşitli bağırsak hastalıklarının patogenezi ve ayrıca kardiyovasküler hastalık, obezite ve alerji dahil olmak üzere artan bir bağırsak dışı bozukluklar listesi ile ilişkilidir4. Mikrobiyota profillemesi, IBD'li hastaların bakteri çeşitliliğinde dramatik bir azalmanın yanı sıra bazı spesifik bakteri suşlarının popülasyonlarında belirgin değişiklikler olduğunu ortaya koymuştur 5,6. Bu çalışmalar, IBD hastalarında daha az Lachnospiraceae ve Bacteroidetes göstermiş, ancak daha fazla Proteobakteri ve Actinobacteria göstermiştir. İBH'nin patogenezinin anormal intestinal flora, düzensiz immün yanıt, çevresel zorluklar ve genetik varyantlar dahil olmak üzere çeşitli patojenik faktörlerle ilişkili olduğuna inanılmaktadır7. Bol miktarda kanıt, bağırsak bakterilerinin IBD 8,9'un başlatılması ve uygulama aşamalarında rol oynadığını ve bağırsak disbiyozunun düzeltilmesinin IBD'nin tedavisi ve / veya idame tedavisi için yeni bir yaklaşımı temsil edebileceğini göstermektedir.

Fekal mikrobiyota transplantasyonunun (FMT) prototipi eski Çin'de başladı10. 1958'de Dr. Eiseman ve meslektaşları, lavman yoluyla sağlıklı donörlerden dışkı maddesi ile dört şiddetli psödomembranöz enterit vakasını başarıyla tedavi ettiler ve modern Batı tıbbında insan hastalıklarını tedavi etmek için insan dışkısını kullanarak yeni bir sayfa açtılar11. Clostridium difficile enfeksiyonu (CDI) psödomembranöz enterit12'nin ana nedeni olarak bulunmuştur ve FMT CDI tedavisinde oldukça etkilidir. Son sekiz yılda, FMT, tekrarlayan CDI13'ün tedavisi için standart bir bakım tedavisi haline gelmiştir ve FMT'nin IBD gibi diğer bozukluklardaki rolünü araştıran daha ileri çalışmalara yol açmıştır. Son yirmi yılda, çok sayıda vaka sunumu ve kohort çalışması, IBD14'lü hastalarda FMT kullanımını belgelemiştir. 12 çalışmayı içeren bir meta-analiz, Crohn hastalığı (CD) olan hastaların% 62'sinin FMT sonrası klinik remisyon sağladığını ve CD hastalarının% 69'unun klinik yanıt aldığını göstermiştir15. Bu cesaret verici bulgulara rağmen, FMT'nin IBD tedavisindeki rolü belirsizliğini korumaktadır ve FMT'nin intestinal inflamasyonu iyileştirdiği mekanizmalar tam olarak anlaşılamamıştır. FMT'nin kliniklerde IBD için mevcut tedavi seçeneklerinin silahlandırılmasına katılabilmesi için daha fazla araştırma yapılması gerekmektedir.

Bu protokolde, sütten kesildikten sonra kendiliğinden kolit gelişen ve IBD 16,17,18'in çok faktörlü doğasını yansıtmak için altın standart görevi gören IL-10-/- farelere FMT uyguladık. IL-10-/- fareleri, İBH etiyolojisini incelemek için yaygın olarak kullanılmıştır, çünkü İBH hastalarına benzer moleküler ve histolojik özellikler gösterirler ve hastalar gibi, hastalık anti-TNFa tedavisi ile iyileştirilebilirler16. Yaşlanan IL10-/− fareler (>9 aylık), yaşa uygun vahşi tip farelere kıyasla kalp boyutunda artış ve bozulmuş kalp fonksiyonuna sahiptir19, bu da onu kolite bağlı kalp hastalıklarını incelemek için mükemmel bir model haline getirir. Bununla birlikte, dekstran sodyum sülfat modeli ve T hücresi kaynaklı kolit modeli gibi diğer murin kolit modelleri de kullanılabilir. Fekal süspansiyonu oral gavaj yoluyla uyguladık, insanlarda lavmandan daha etkili ve daha iyi bir yol olduğu kanıtlandı20.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvanlar üzerinde gerçekleştirilen tüm prosedürler, Galveston'daki Teksas Üniversitesi Tıp Şubesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanmıştır (Protokol # 1512071A).

1. Taze dışkı peletlerinin toplanması

  1. Steril kağıt havlular, künt uçlu forsepsler ve 50 mL konik tüpler hazırlayın.
    1. Bazı kağıt havluları ve forsepsleri ayrı otoklav torbalara koyun ve 30 dakika boyunca kuru ısıda 180 °C'de otoklav yapın. Steril konik tüpler de kullanın. Konik tüpleri tartın ve ağırlıklarını tüplere yazın.
  2. Hayvan odasındaki biyogüvenlik dolabını açın.
  3. Herhangi bir yatak takımı olmadan otoklavlanmış temiz bir fare kafesi alın ve biyogüvenlik kabinine yerleştirin. Kapağı ve yiyecek rafını çıkarın ve kabinin içine yerleştirin.
  4. Steril kağıt havluları kafesin altına yerleştirin ve metal rafı kafesin üstüne geri yerleştirin.
  5. Yaşa uygun dışkı donörlerini tanımlayın ve fare kafesini biyogüvenlik kabinine yerleştirin. Kafesi açın ve kuyruğundan bir donör fareyi (C57BL / 6J) yavaşça alın ve temiz kafesin üstündeki metal rafa yerleştirin.
  6. Kafes kapağını rafın üstüne yerleştirin ve hayvanların dışkılamasını bekleyin.
    NOT: Birkaç fare çöp arkadaşını aynı anda rafa koyun.
  7. Dışkı peletlerini toplayın ve steril 50 mL konik bir tüpe koyun. Peletleri cinsiyete göre toplayın. Erkeklerden ve dişilerden toplanan dışkı peletlerini karıştırmayın.
  8. Tüpü tekrar ağırlaştırın ve dışkı topaklarının ağırlığını hesaplayın.

2. Fekal süspansiyonun hazırlanması

  1. Steril bir çözelti hazırlayın (normal salinde % 10 gliserol).
  2. Her gram dışkı peleti için konik tüpe 10 mL% 10 gliserol / normal salin ekleyin.
    NOT: Gerekirse çözelti hacmini 20 mL'ye yükseltin. Bu çalışmada her pelet (5-10 mg) için 1 mL çözelti kullanılmıştır.
  3. Dışkıyı (3 X 30 s) geri püskürtmek için karışımı bir tezgah üstü homojenizatör veya duman davlumbazının içindeki bir blender ile düşük hızda homojenize edin.
  4. Dışkı süspansiyonunu 2 kat steril pamuklu gazlı bezden (10,2 cm x 10,2 cm) süzün. Filtratın geçici olarak buzdolabında 6 saate kadar saklanması veya steril kriyojenik şişelere paketlenmesi ve -80 °C'lik bir dondurucuda saklanması.
  5. Standart bir prosedürü izleyerek homojenizatörü veya karıştırıcıyı iyice temizleyin.

3. Fekal süspansiyonun oral gavaj ile uygulanması

  1. Dondurulmuş numuneler kullanıyorsanız, dondurulmuş dışkı süspansiyonunu buz üzerinde çözün. Çözülmüş dışkı süspansiyonunu vorteks yaparak karıştırın.
  2. Taze veya çözülmüş dışkı süspansiyonunu 1 mL şırıngalara aktarın.
    NOT: Her fare toplam 200 μL dışkı süspansiyonu alacak ve kontrol grubundaki her IL-10-/- fare 200 μL %10 gliserol / normal salin17 alacaktır.
  3. Fareleri tartın ve doğru gavage iğne boyutunu ve maksimum dozaj hacmini seçin.
    NOT: Vücut ağırlığı 20-25 gram arasında olan fareler için, 2,25 mm'lik bir bilyeye sahip 20 G 3,81 cm kavisli bir gavage iğnesi kullanın. Daha fazla bilgi için lütfen gavageneedle.com kontrol edin.
  4. Gavage iğnesini, farenin burnunun ucundan ksifoid sürece (sternumun dibi) kadar olan uzunluğu ölçerek test edin. Şırıngayı% 10 gliserol / salin veya dışkı süspansiyonu ile doldurun ve şırınga ve iğnenin içindeki hava kabarcıklarını çıkarın.
    NOT: İğne uzunluğundan uzunsa, burun seviyesindeki iğne mili / borusu üzerine bir işaret koyun. Gastrik perforasyonu önlemek için iğneyi / tüpü hayvanın içinden geçirmeyin.
  5. Biyogüvenlik kabinine bir fare kafesi yerleştirin, plastik kafes kapağını çıkarın ve metal rafı yerinde bırakın.
  6. Bir fareyi kuyruğundan tut ve metal rafa koy. Fareyi bir elinizle kuyruğundan tutun ve cildi omuzların üzerinden kavrayarak hayvanı dizginlemek için başka bir elin baş parmağını ve orta parmaklarını kullanın. Bu şekilde, ön ayaklar yana doğru gerilir, bu da ön ayakların iğneyi dışarı itmesini önler. Hayvanın başını yavaşça geriye doğru uzatın ve kafayı bir elinizle yerinde tutun.
    NOT: Deneye geçmeden önce deneyci kendine güveni tam olana kadar fare kullanımı alıştırması yapın.
  7. Gavage iğnesini ağzın içindeki dilin üstüne yerleştirin. İğne yemek borusuna ulaşana kadar üst damak boyunca yavaşça ilerleyin. İğneyi tek bir hareketle sorunsuz bir şekilde geçirin. Herhangi bir direnç hissedilirse iğneyi zorlamayın. İğneyi çıkarın ve tekrar deneyin.
  8. İğne düzgün bir şekilde yerleştirildikten ve doğrulandıktan sonra, iğneye bağlı şırıngayı iterek malzemeyi yavaşça uygulayın. İğneyi döndürmeyin veya iğneyi öne doğru itmeyin, bu da yemek borusunu yırtabilir. Dozlamadan sonra, iğneyi yavaşça dışarı çekin.
  9. Fareyi ev kafesine geri döndürün. Zahmetli solunum veya sıkıntı belirtileri arayarak hayvanı 5-10 dakika boyunca izleyin. FMT'den sonra fareleri 12-24 saat arasında tekrar izleyin.

4. Hastalık izleme ve ötenazi

  1. Gizli dışkı kanı ve / veya kolonoskopi21 ile IBD başlangıcı için fareleri uzunlamasına izleyin. Transtorasik ekokardiyografi ile kalp fonksiyonlarını değerlendirin22,23.
  2. İzofluran (% 1 -% 4) ile derin bir anestezi düzlemi altında dekapitasyon yoluyla hayvanları ötenazi yapın.
  3. Antikoagülan ve santrifüjlü mikrosantrifüj tüplerinde kanı 1000-2000 x g'da soğutulmuş bir santrifüjde (4 ° C) 10 dakika boyunca toplayın. Süper natant, belirlenmiş plazmayı -80 ° C'lik bir dondurucuda saklayın.
  4. Ötanizasyon üzerine, histopatolojik analiz (H&E boyama)25 için Swiss-roll tekniği24'ü kullanarak fare kolonunu hazırlayın.
  5. Bir enzim immünoassay (EIA) kiti23 kullanarak plazmadaki B tipi natriüretik peptidi (BNP) ölçün.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

2 aylık C57BL/6J vahşi tip (WT) ve IL-10 nakavt farelere 3 kez (3 ay boyunca ayda bir kez) sağlıklı donör FMT uyguladık. Yaş uyumlu C57BL / 6J fareler (yaş farkı <2 ay olmalıdır) fekal donör olarak görev yaptı ve her seferinde taze dışkı peletleri kullanıldı. ÇED tahlilleri, IL-10 eksikliği olan farelerin plazmasında BNP'nin belirgin şekilde yükseldiğini ve sağlıklı donör FMT'nin BNP düzeylerindeki artışı önemli ölçüde azalttığını ortaya koymuştur (Şekil 1A, n = 5, p < 0.05). ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Yenilikçi bir araştırma tedavisi olarak FMT, kommensal mikrobiyotanın disbiyozunun IBD, obezite, diabetes mellitus, otizm, kalp hastalığı ve kanser dahil olmak üzere birçok insan hastalığının patogenezinde rol oynamasından bu yana son yıllarda çeşitli bozuklukların tedavisinde sıcak bir konu haline gelmiştir26. Mekanizma belirlenmemiş olmasına rağmen, FMT'nin yeni bir biyolojik flora oluşturarak ve artık bakteri kaybını önleyerek çalıştığına inanılmaktadır. Burada sunulan yöntem, oral gavajı doğum...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, rakip çıkarları olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Bu çalışma, kısmen, Ulusal Sağlık Enstitüleri'nden (R01 HL152683 ve R21 AI126097'den Q. Li'ye) ve Amerikan Kalp Derneği Grant-in-Aid 17GRNT33460395 (Q. Li'ye) (heart.org) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
BD Şırınga, 1 mLFisher Scientific14-829-10F
Künt uçlu forsepsKnipex926443
Beyin natriüretik peptit ÇED kitiSigmaRAB0386
C57BL / 6J farelerJackson Lab000664
SantrifüjEppendorf5415R
Konik tüplerThermoFisher339650
Kavisli besleme İğneleriKent ScientificFNC-20-1.5-2
GLH-115 homojenizatörOmni InternationalGLH-115
GliserolMilliporeSigmaG5516
IL-10 nakavt farelerJackson Lab004366
İzofluranPiramal Yoğun bakımNDC66794-017-10
USP normal tuzlusu Grainger6280
BuharlaştırıcıEuthanex Corp.EZ-108SA

Kaynaklar

  1. D'Argenio, V., Salvatore, F. The role of the gut microbiome in the healthy adult status. Clinica Chimica Acta. 451, Pt A 97-102 (2015).
  2. Baquero, F., Nombela, C. The microbiome as a human organ. Clinical Microbiology and Infection. 18, Suppl 4 2-4 (2012).
  3. Hawrelak, J. A., Myers, S. P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Alternative Medcine Review. 9 (2), 180-197 (2004).
  4. Carding, S., Verbeke, K., Vipond, D. T., Corfe, B. M., Owen, L. J. Dysbiosis of the gut microbiota in disease. Microbial Ecology in Health and Disease. 26 (1), 26191(2015).
  5. Ma, H. Q., Yu, T. T., Zhao, X. J., Zhang, Y., Zhang, H. J. Fecal microbial dysbiosis in Chinese patients with inflammatory bowel disease. World Journal of Gastroenterology. 24 (13), 1464-1477 (2018).
  6. Chu, Y., et al. Specific changes of enteric mycobiota and virome in inflammatory bowel disease. Journal of Digestive Diseases. 19 (1), 2-7 (2018).
  7. Manichanh, C., Borruel, N., Casellas, F., Guarner, F. The gut microbiota in IBD. Nature reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (10), 599-608 (2012).
  8. Podolsky, D. K. Inflammatory bowel disease. The New England Journal of Medicine. 347 (6), 417-429 (2002).
  9. Tamboli, C. P., Neut, C., Desreumaux, P., Colombel, J. F. Dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut. 53 (1), 1-4 (2004).
  10. Shi, Y. C., Yang, Y. S. Fecal microbiota transplantation: Current status and challenges in China. JGH Open: An Open Access Journal of Gastroenterology and Hepatology. 2 (4), 114-116 (2018).
  11. Markley, J. C., Carson, R. P., Holzer, C. E. Pseudomembranous enterocolitis: A clinico pathologic study of fourteen cases with a common etiologic factor. AMA Archives of Surgery. 77 (3), 452-461 (1958).
  12. Wilcox, M. H. Clostridium difficile infection and pseudomembranous colitis. Best Practice and Research Clinical Gastroenterology. 17 (3), 475-493 (2003).
  13. Kelly, C. R., de Leon, L., Jasutkar, N. Fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection in 26 patients: methodology and results. Journal of Clinical Gastroenterology. 46 (2), 145-149 (2012).
  14. Borody, T. J., Warren, E. F., Leis, S., Surace, R., Ashman, O. Treatment of ulcerative colitis using fecal bacteriotherapy. Journal of Clinical Gastroenterology. 37 (1), 42-47 (2003).
  15. Cheng, F., Huang, Z., Wei, W., Li, Z. Fecal microbiota transplantation for Crohn's disease: a systematic review and meta-analysis. Techniques in Coloproctology. 25 (5), 495-504 (2021).
  16. Scheinin, T., Butler, D. M., Salway, F., Scallon, B., Feldmann, M. Validation of the interleukin-10 knockout mouse model of colitis: antitumour necrosis factor-antibodies suppress the progression of colitis. Clinical and Experimental Immunology. 133 (1), 38-43 (2003).
  17. Keubler, L. M., Buettner, M., Hager, C., Bleich, A. A multihit model: Colitis lessons from the interleukin-10-deficient mouse. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (8), 1967-1975 (2015).
  18. Kiesler, P., Fuss, I. J., Strober, W. Experimental models of inflammatory bowel diseases. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 1 (2), 154-170 (2015).
  19. Sikka, G., et al. Interleukin 10 knockout frail mice develop cardiac and vascular dysfunction with increased age. Experimental Gerontology. 48 (2), 128-135 (2013).
  20. Fecal microbiota transplantation-standardization study group. Nanjing consensus on methodology of washed microbiota transplantation. Chinese Medical Journal (Engl). 133 (19), 2330-2332 (2020).
  21. Kodani, T., et al. Flexible colonoscopy in mice to evaluate the severity of colitis and colorectal tumors using a validated endoscopic scoring system). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50843(2013).
  22. Cheng, H. -W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (84), e51041(2014).
  23. Tang, Y., et al. Chronic colitis upregulates microRNAs suppressing brain-derived neurotrophic factor in the adult heart. PLoS One. 16 (9), 0257280(2021).
  24. Orner, G. A., et al. Suppression of tumorigenesis in the Apc(min) mouse: down-regulation of beta-catenin signaling by a combination of tea plus sulindac. Carcinogenesis. 24 (2), 263-267 (2003).
  25. Kline, K. T., et al. Neonatal injury increases gut permeability by epigenetically suppressing E-Cadherin in adulthood. The Journal of Immunology. 204 (4), 980-989 (2020).
  26. DeGruttola, A. K., Low, D., Mizoguchi, A., Mizoguchi, E. Current understanding of dysbiosis in disease in human and animal models. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1137-1150 (2016).
  27. Chevalier, G., et al. Effect of gut microbiota on depressive-like behaviors in mice is mediated by the endocannabinoid system. Nature Communications. 11 (1), 6363(2020).
  28. Kao, D., et al. Effect of oral capsule- vs colonoscopy-delivered fecal microbiota transplantation on recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (20), 1985-1993 (2017).
  29. Cammarota, G., et al. International consensus conference on stool banking for faecal microbiota transplantation in clinical practice. Gut. 68 (12), 2111-2121 (2019).
  30. Vemuri, R., et al. The microgenderome revealed: sex differences in bidirectional interactions between the microbiota, hormones, immunity and disease susceptibility. Seminar Immunopathology. 41 (2), 265-275 (2019).
  31. Wilkinson, N. M., Chen, H. -C., Lechner, M. G., Su, M. A. Sex differences in immunity. Annual Review of Immunology. , (2022).
  32. Lee, C. H., et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 315 (2), 142-149 (2016).
  33. Hamilton, M. J., Weingarden, A. R., Sadowsky, M. J., Khoruts, A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent clostridium difficile infection. American Journal of Gastroenterology. 107 (5), 761-767 (2012).
  34. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  35. Cui, B., et al. Fecal microbiota transplantation through mid-gut for refractory Crohn's disease: safety, feasibility, and efficacy trial results. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (1), 51-58 (2015).
  36. Li, P., et al. Timing for the second fecal microbiota transplantation to maintain the long-term benefit from the first treatment for Crohn's disease. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (1), 349-360 (2019).
  37. Moayyedi, P. Update on fecal microbiota transplantation in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology and Hepatology. 14 (5), 319(2018).
  38. Saha, S., Mara, K., Pardi, D. S., Khanna, S. Long-term safety of fecal microbiota transplantation for recurrent clostridioides difficile infection. Gastroenterology. 160 (6), 1961-1969 (2021).
  39. Perler, B. K., et al. Long-term efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for treatment of recurrent clostridioides difficile infection. Journal of Clinical Gastroenterology. 54 (8), 701-706 (2020).
  40. Safety alert regarding use of fecal microbiota for transplantation and risk of serious adverse events likely due to transmission of pathogenic organisms. FDA. , Available from: https://www.fda.gov/vaccines-blood-biologics/safety-availability-biologics/safety-alert-regarding-use-fecal-microbiota-tramsplantation-and-risk-serious-adverse-events-likely (2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İnflamatuar Bağırsak HastalığıFare Kolit ModeliOral GavageFekal Süspansiyon HazırlamaKardiyak BozulmaBiyogüvenlik KabiniEnzim İmmünosayımıEkokardiyografi
Fekal Mikrobiyota Transplantasyonunun İnterlökin 10 Eksikliği Olan Fare Modelinde Terapötik Değerlendirmesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.