Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme

3.3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/63513

⸱

8 Haziran 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Harvard Medical School - Beth Israel Deaconess Medical Center, 2Accelerating NeuroVentures, 3Charley's Fund

Bu makalede

Özet

Bu makalede, kemirgen gastroknemius kası üzerinde in vivo (yüzey ve iğne elektrot dizileri kullanılarak) ve ex vivo (dielektrik hücre kullanılarak) elektriksel empedans miyografisinin nasıl yapılacağı açıklanmaktadır. Hem farelerde hem de sıçanlarda tekniği gösterecek ve mevcut modifikasyonları detaylandıracak (yani, obez hayvanlar, yavrular).

Özet

Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas dokusu sağlığını ve hastalığını değerlendirmek için klinik öncesi ve klinik çalışmalarda kullanılabilecek uygun bir tekniktir. EIM, bir frekans aralığında (yani, 1 kHz'den 10 MHz'e) ilgi duyulan bir kasın içine düşük yoğunluklu, yön odaklı bir elektrik akımı uygulanarak ve elde edilen voltajların kaydedilmesiyle elde edilir. Bunlardan, reaktans, direnç ve faz dahil olmak üzere çeşitli standart empedans bileşenleri elde edilir. Eksize kas üzerinde ex vivo ölçümler yapılırken, dokunun doğal pasif elektriksel özellikleri, yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik de hesaplanabilir. EIM, hayvanlarda ve insanlarda, çeşitli hastalıklardaki kas değişikliklerini teşhis etmek ve izlemek için, basit kullanım atrofisi ile ilgili olarak veya terapötik müdahalenin bir ölçüsü olarak yaygın olarak kullanılmıştır. Klinik olarak, EIM zaman içinde hastalığın ilerlemesini izleme ve terapötik müdahalelerin etkisini değerlendirme potansiyeli sunar, böylece klinik çalışma süresini kısaltma ve örneklem büyüklüğü gereksinimlerini azaltma fırsatı sunar. Canlı hayvan modellerinde ve insanlarda noninvaziv veya minimal invaziv olarak gerçekleştirilebildiği için, EIM hem klinik öncesi hem de klinik gelişimi sağlayan yeni bir translasyonel araç olarak hizmet etme potansiyeli sunmaktadır. Bu makalede, farelerde ve sıçanlarda in vivo ve ex vivo EIM ölçümlerinin nasıl gerçekleştirileceğine ilişkin adım adım talimatlar, teknikleri yavrularda veya obez hayvanlarda kullanım gibi belirli koşullara uyarlama yaklaşımları da dahil olmak üzere sunulmaktadır.

Giriş

Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas durumunu değerlendirmek, potansiyel olarak nöromüsküler bozuklukların teşhisini, hastalık progresyonunun izlenmesini ve tedaviye yanıtın değerlendirilmesini sağlayan güçlü bir yöntem sağlar 1,2,3. Hayvan hastalığı modellerine ve insanlara benzer şekilde uygulanabilir ve klinik öncesi çalışmalardan klinik çalışmalara nispeten sorunsuz bir çeviri sağlar. EIM ölçümleri, doğrusal olarak yerleştirilmiş dört elektrot kullanılarak kolayca elde edilir; iki dış elektrot, bir frekans aralığında (genellikle 1 kHz ile yaklaşık 2 MHz arasında) ağrısız, zayıf bir elektrik akımı uygular ve iki iç elektrot ortaya çıkan voltajları kaydeder1. Bu voltajlardan, dokunun empedans özellikleri, akımın dokudan geçmesinin ne kadar zor olduğunun bir ölçüsü olan direnç ( R ) ve dokunun reaktansı (X) veya "yüklenebilirliği" de dahil olmak üzere elde edilebilir. Reaktans ve dirençten, faz açısı (θ) aşağıdaki denklemle hesaplanır: figure-introduction-1, tek bir toplam empedans ölçüsü sağlar. Bu tür ölçümler herhangi bir çok frekanslı biyoempedans cihazı kullanılarak elde edilebilir. Miyolifler esasen uzun silindirler olduğundan, kas dokusu da oldukça anizotropiktir, akım lifler boyunca onlardan daha kolay akar 4,5. Bu nedenle, EIM genellikle iki yönde gerçekleştirilir: dizi, lifler boyunca, akımın onlara paralel olarak akacağı şekilde ve kas boyunca, akımın kendilerine dik olarak akacağı şekilde yerleştirilir. Ek olarak, bir empedans ölçüm hücresinde bilinen bir doku hacminin ölçüldüğü ex vivo ölçümlerde, kasın doğal elektriksel özellikleri (yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik) türetilebilir6.

"Nöromüsküler bozukluklar" terimi, yapısal kas değişikliği ve disfonksiyonuna yol açan çok çeşitli birincil ve ikincil hastalıkları tanımlar. Bu, amiyotrofik lateral skleroz ve çeşitli kas distrofisi formlarının yanı sıra yaşlanma (örneğin, sarkopeni), kullanılmama atrofisi (örneğin, uzun süreli yatak istirahati veya mikro yerçekimi nedeniyle) ve hatta yaralanma7 ile ilgili daha basit değişiklikleri içerir. Nedenler bol olsa da ve motor nöron, sinirler, nöromüsküler kavşaklar veya kasın kendisinden kaynaklanabilse de, EIM, bu süreçlerin çoğuna bağlı olarak kastaki erken değişiklikleri tespit etmek ve ilerlemeyi veya tedaviye yanıtı izlemek için kullanılabilir. Örneğin, Duchenne musküler distrofisi (DMD) olan hastalarda, EIM'nin hastalığın ilerlemesini ve kortikosteroidlere yanıtı tespit ettiği gösterilmiştir8. Son zamanlarda yapılan çalışmalar ayrıca, EIM'nin, Ay veya Mars'ta yaşanacağı gibi kesirli yerçekimi9 ve yaşlanmanın etkileri de dahil olmak üzere değişen kullanım dışı durumlara duyarlı olduğunu göstermiştir. Son olarak, her ölçümle elde edilen veri setine (çok frekanslı ve yönlü bağımlı veriler) öngörücü ve makine öğrenmesi algoritmaları uygulayarak, miyofiber boyutu 12,13, enflamatuar değişiklikler ve ödem 14 ve bağ dokusu ve yağ içeriği 15,16 dahil olmak üzere dokunun histolojik yönlerini çıkarmak mümkün hale gelir.

İğne elektromiyografisi 17 ve manyetik rezonans görüntüleme, bilgisayarlı tomografi ve ultrason18,19 gibi görüntüleme teknolojileri de dahil olmak üzere insanlarda ve hayvanlarda kas sağlığını değerlendirmek için diğer birçok noninvaziv veya minimal invaziv yöntem de kullanılmaktadır. Bununla birlikte, EIM bu teknolojilerle karşılaştırıldığında farklı faydalar göstermektedir. Örneğin, elektromiyografi pasif özellikleri değil, sadece miyofiber membranların aktif elektriksel özelliklerini kaydeder ve bu nedenle kas bileşiminin veya yapısının gerçek bir değerlendirmesini sağlayamaz. Belli bir açıdan, görüntüleme yöntemleri de dokunun yapısı ve bileşimi hakkında bilgi sağladıkları için EIM ile daha yakından ilişkilidir. Ancak bir anlamda, sadece nicel bir çıktı sağlamak yerine ayrıntılı görüntü segmentasyonu ve uzman analizi gerektiren çok fazla veri sağlarlar. Dahası, karmaşıklıkları göz önüne alındığında, görüntüleme teknikleri hem kullanılan donanım hem de yazılımın özelliklerinden de büyük ölçüde etkilenir ve ideal olarak veri kümelerinin karşılaştırılabilmesi için aynı sistemlerin kullanılmasını gerektirir. Buna karşılık, EIM'nin çok daha basit olması, bu teknik sorunlardan daha az etkilendiği ve herhangi bir görüntü işleme veya uzman analizi gerektirmediği anlamına gelir.

Aşağıdaki protokol, hem noninvaziv (yüzey dizisi) hem de minimal invaziv (subdermal iğne dizisi) tekniklerin yanı sıra taze eksize edilmiş kas üzerinde ex vivo EIM kullanılarak sıçanlarda ve farelerde in vivo EIM'nin nasıl gerçekleştirileceğini göstermektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Burada açıklanan tüm yöntemler, Beth Israel Deaconess Tıp Merkezi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi tarafından protokol numaraları altında onaylanmıştır (031-2019; 025-2019). Hayvanları idare etmek için uygun KKD ekipmanı giyin ve tüm hayvan işleri için IACUC kurallarına uyun.

1. In vivo yüzey EIM

  1. Anesteziyi indüklemek için hayvanı bir anestezi kutusuna yerleştirin.
    NOT: Sıçanlar için %1.5-%3.5 izofluran ve 2 O 2 L·min-1, fareler için ise %2 izofluran ve 1O2 L·min-1 kullanılmıştır.
  2. Tamamen anestezi uygulandıktan sonra, hayvanın ayağını sıkıştırdıktan sonra yanıt yokluğu ile belirtildiği gibi, fareyi tezgahın üzerine yüzüstü bir pozisyonda yerleştirin ve% 1.5 izofluran ve 1 L · min-1 oksijen akışı kullanarak anesteziyi sürdürmek için burun konisini kullanın.
  3. Analiz edilecek hayvanın bacağını kalça eklemi (diz uzatılmış) ile 45° açıyla yerleştirin ve ayağı tıbbi bantla sabitleyin.
  4. Gastroknemius kasını kaplayan kürkü kesmek için bir saç kesme makinesi kullanın.
  5. Hayvanın derisine kalın bir tüy dökücü krem tabakası uygulayın ve 1 dakika bekletin. Daha sonra, tüy dökücü maddeyi çıkarmak için tuzlu doymuş gazlı bez kullanın. Gastroknemius kasını kaplayan tüm kürk çıkarılana kadar bu işlemi üç defaya kadar tekrarlayın.
    NOT: Cilt dehidrasyonunu önlemek için ölçümler alınmadığında cildin üzerine tuzlu suya batırılmış bir gazlı bez pedi yerleştirin.
  6. Yüzey dizisini (Şekil 1) EIM cihazına bağlayın ve elektrotların tuzlu su çözeltisine batırılmış bir gazlı bez parçası üzerinde durmasına izin verin.
  7. Yüzey dizisini doğrudan gastroknemius kası üzerinden, kas liflerine uzunlamasına yönlendirilmiş olarak cilde yerleştirin.
  8. Yazılımda 50 kHz direnç, reaktans ve faz değerlerinin kararlılığını gösteren yeşil görünen tüm çubuklarla gösterilen uygun teması kontrol ettikten sonra, EIM ölçümlerini alın.
    NOT: Doğru veri alımını sağlamak için eğriler gerçek zamanlı olarak kontrol edilmelidir.
  9. Yüzey dizisini 90 ° döndürün ve enine ölçümleri elde etmek için gastroknemius üzerinde cilt üzerinde yeniden konumlandırın (stabiliteyi gösteren yeşil çubukları kontrol edin).
  10. Kas başına toplam dört ölçüm elde etmek için 1.7, 1.8 ve 1.9 adımlarını tekrarlayın: iki uzunlamasına ve iki enine.
    NOT: Aşırı cilt tahrişini ve yaralanmasını önlemek için her iki haftada bir tüy dökücü ajanı birden fazla kez (yani, aynı durumda en fazla üç uygulama) kullanmayın. Tüy dökücü kremin çıkarılmasından yaklaşık 5-10 dakika sonra ölçümlerin yapılması önemlidir, çünkü tüy dökücü ajan tarafından indüklenen lokalize cilt ödeminin gelişmesi toplanan empedans verilerini etkileyebilir. İzofluran anestezisini durdurduktan hemen sonra hayvan iyileşmesi gerçekleşir ve prosedür analjezik tedavi gerektirmez.

2. In vivo iğne dizisi EIM

  1. Hayvanı anestezi altına alın ve bacağı adım 1.1-1.4'te açıklandığı gibi aynı prosedürü kullanarak hazırlayın. Bununla birlikte, bir iğne dizisi kullanarak in vivo EIM gerçekleştirirken bir tüy dökücü ajan kullanmak gerekli değildir.
  2. İğne dizisini (Şekil 2A-F) EIM cihazına bağlayın ve tuzlu su çözeltisi içeren bir tartım teknesinde dinlendirin. Bağlantı ve sinyal kararlılığını kontrol edin (yeşil çubuklarla gösterilir).
  3. Cildi ve iğneleri alkolle dezenfekte edin. İğne dizisini miyoliflere kıyasla uzunlamasına bir pozisyona yerleştirin ve tüm iğneler cilde ve altta yatan kaslara dizi üzerindeki plastik koruyucuya kadar nüfuz edene kadar cilde sıkıca bastırın. Veri alın.
  4. Dizgeyi nazikçe çıkarın ve enine yönde, ilk ölçüme göre 90°'lik bir açıyla deriden ve kasın içine tekrar yerleştirin. Veri alın.
    NOT: İğne dizileri kullanılırken, iğne elektrotlarının cilt ve kas dokusu üzerindeki etkisini azaltmak için ölçümler her yönde yalnızca bir kez alınmalıdır. Kanama meydana gelirse, ikinci ölçümü yapmadan önce kanı nazikçe silin. İzofluran anestezisini durdurduktan hemen sonra hayvan iyileşmesi gerçekleşir ve prosedür analjezik tedavi gerektirmez.

3. Ex vivo EIM

  1. Ex vivo dielektrik hücreyi hazırlayın (Şekil 2G, H), odaya tuzlu su çözeltisi ekleyin ve referans değerleri elde etmek için hücreyi EIM cihazına bağlayın.
    NOT: Salinin faz ve reaktans değerleri sıfırda veya sıfıra yakın sabit kalmalı ve salinin direnç değerleri 1 kHz ila 1 MHz frekans aralığında yaklaşık 100 ± 25 Ω sabit kalmalıdır.
  2. Hayvanı ilgili IACUC kurallarına göre ötenazileştirin.
  3. Bir çift makas kullanarak, Aşil tendonunun yakınındaki cildi kesin. Cımbız kullanarak, altta yatan kasları ve fasyayı ortaya çıkarmak için cildi yukarı doğru bir hareketle çekin. Gastroknemius kasını kaplayan biseps femoris'i nazikçe diseke edin ve siyatik siniri kesin.
  4. Gastroknemius ve soleus kaslarının distal ucunu serbest bırakmak için Aşil tendonunu kesin ve herhangi bir eki çıkarmak için makas kullanırken tendonu yavaşça yukarı doğru çekin. Tüm ataşmanlar çıkarıldıktan sonra, soleus kasının rostral ucunu kesmek ve çıkarmak için makas kullanın.
  5. Patella etrafındaki gastroknemius kasının kafalarını incelemek için makas kullanın.
    NOT: Gastroknemius kasının çıkarılmasından sonra, miyoliflerin orijinal oryantasyonunu hatırlamak önemlidir.
  6. Gastroknemius kasını bir diş balmumu tabakasına yerleştirin ve gastroknemius kasının merkezinden 10 mm x 10 mm'lik bir bölüm elde etmek için bir tıraş bıçağı ve bir cetvel kullanarak bölün.
    NOT: Dielektrik hücre boyutu özelleştirilebilir. Sıçanlar için 10 mm x 10 mm'lik bir hücre kullanıldı ve fareler için 5 mm x 5 mm'lik bir hücre kullanıldı.
  7. Cımbız kullanarak, gastroknemius'u dielektrik hücrelere nazikçe yerleştirin, liflerin uzunlamasına yönlendirildiğinden emin olun (yani, kaudal ve rostral ekstremiteler elektrotlara dokunmalıdır). Kasın metal elektrotlarla tamamen temas halinde olduğundan emin olun.
  8. Dielektrik hücrenin üst kısmını takın ve iki deliğe iki monopolar iğne (26 G) yerleştirin. EIM cihazından ex vivo hücreye kabloları aşağıdaki sırayla bağlayın: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, burada akım elektrotlarını temsil ederim ve V voltaj elektrotlarını temsil eder). Uzunlamasına ölçümü elde edin.
  9. Dielektrik hücreyi açın ve kası 90 ° döndürerek enine yönde yeniden yönlendirin. Dielektrik hücrenin üst kısmını yeniden takın. Enine ölçümü elde edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

EIM, yüzey in vivo dizileri (Şekil 1), iğne in vivo dizileri (Şekil 2A-F) ve ex vivo dielektrik hücreler (Şekil 2G, H) dahil olmak üzere birçok koşulda elde edilebilir.

EIM, ölçülen empedans değerlerine dayanarak kas durumunun neredeyse anlık bir görüntüsünü sağlar. Ölçümler hızlı bir şekilde elde edilir ve herhangi bir özel yaz...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu makale, hem in vivo hem de ex vivo kemirgenlerde EIM gerçekleştirmek için temel yöntemleri sunmaktadır. Güvenilir ölçümler elde etmek için, bir dizi adımın gerçekleştirilmesi çok önemlidir. İlk olarak, her kasın hastalıklara, tedaviye ve patolojiye farklı yanıtları olacağından, ilgilenilen kası doğru bir şekilde tanımlamanız gerekir. Bir kas (örneğin, gastroknemius) üzerinde elde edilen verilerin başka bir kasta (örneğin, tibialis anterior) aynı bilgiyi sağlamayacağına dikkat edilmelidir. İkincisi, e...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

S. B. Rutkove, klinik ve araştırma kullanımı için empedans cihazları tasarlayan bir şirket olan Myolex, Inc.'de ve burada kullanılan mView sisteminde özsermayeye sahiptir ve danışman ve bilimsel danışman olarak hizmet vermektedir. Aynı zamanda şirketin Yönetim Kurulu üyesidir. Şirket ayrıca, S. B. Rutkove'nin mucit olarak adlandırıldığı patentli empedans teknolojisini lisanslama seçeneğine de sahiptir. Diğer yazarların, makalede tartışılan konu veya materyallerle açıklananlar dışında, finansal çıkarı veya finansal çatışması olan herhangi bir kuruluş veya kuruluşla başka hiçbir ilgisi veya finansal ilişkisi yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma Charley's Fund ve NIH R01NS055099 tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
3D YazıcıFormlabs Inc.Form 2 Masaüstü3D yazıcı
3D YazıcıShenzhen Creality 3D Technology Co., LTDCreality Ender 3 V23D yazıcı
3M Mikro gözenekli cerrahi bantFisher19-027761 ve 19-061655modelleri 1530-0 ve 1530-1
3M TRANSPORE cerrahi bantFisher18-999-380 ve 18-999-381modelleri 1527-0 ve 1527-1
Konektör başlığı dikey 10 POS 1 mm aralıkDigi-Key (Sullins konektör çözümü)S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)Plastik ara parça Şekil 2A'da gösterilen in vivo dizi için sıçan için 1 mm delikler
Pamuk uçlu aplikatörlerFisher22-363-172
Diş BalmumuFisherNC9377103
Tüy dökücü ajanNAIRNAyumuşatıcı bebek yağı içeren tüy dökücü losyon
Dumont #7b ForcepsFine Bilim AraçlarıNo. 11270-20Diseksiyon için kullanılır, Stil: #7b, Uç Şekli: Kavisli, Uçlar: Standart, Uç Boyutları: 0,17 mm x 0,1 mm, Alaşım/Malzeme: Inox, Uzunluk: 11 cm
Elektronik Dijital KumpasFisher14-648-17Gastrocnemius kasının boyutlarını ölçmek için kullanılır
Epoksi yapıştırıcı çift kartuş 4 dk çalışma ömrüDevconserisi 14265, model 2217Şekil 2A'da gösterilen sıçan in vivo dizisinde kullanılan yapıştırıcı
Ex vivo dielektrik empedans hücresiÖzelNADielektrik hücreler Rutkove laboratuvarında 3D olarak basıldı
Graefe ForsepsGüzel Bilim AraçlarıNo. 11051-10Kasın yerleştirilmesi ve ayarlanması için kullanılır, Uzunluk: 10 cm, Uç Şekli: Kavisli, Uçlar: Tırtıklı, Uç Genişliği: 0,8 mm, Uç Boyutları: 0,8 mm x 0,7 mm, Alaşım/Malzeme
Saç kesme makinesiAmazonNAWahl profesyonel hayvan BravMini+
Empedanslı Hayvan CihazıMyolexEIM1103mView sistemi - hayvan araştırmalarında kullanım için araştırma amaçlı elektriksel empedans miyografi cihazı
İn vivo iğne dizileriÖzelNAAmbu'dan 27 G deri altı iğneleri kullanan özel diziler. İnşaat, Rutkove laboratuvarında bir 3D yazıcı kullanılarak tamamlandı
In vivo yüzey dizisiÖzelNAİn vivo yüzey dizisi Rutkove laboratuvarında basıldı ve monte edildi
İzofluranPatterson Veteriner Malzemeleri07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)Pivetal - 250 mL şişe
Dokumasız gazlı bezFisher22-028-5592 x 2 inç
Polistiren Tartı YemeklerFisherS67090ABoyutlar (U x G x Y): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm
Tıraş BıçağıFisher12-640Kasları doğru boyutlarda kesmek için kullanılır, Tek kenarlı karbon çelik bıçaklar
Öğrenci İnce MakasGüzel Bilim AraçlarıNo. 91460-11Diseksiyon için kullanılır, İpuçları: Keskin-Keskin, Alaşım / Malzeme: Öğrenci Paslanmaz Çelik, Tırtıklı: Hayır, Uç Şekli: Düz, Kesici Kenar: 20 mm, Uzunluk: 11,5 cm, Özellik: Öğrenci Kalitesi
Subdermal iğneler 27 G NeurolineAmbu745 12-50/24Şekil 2A'da gösterilen in vivo sıçan dizisinde kullanılan iğneler
Cerrahi Makas - SharpFine Science ToolsNo. 14002-13Cildi kesmek için kullanılır, Uçlar: Keskin-Keskin, Alaşım/Malzeme: Paslanmaz Çelik, Tırtıklı: Hayır, Uç Şekli: Düz, Kesici Kenar: 42 mm, Uzunluk: 13 cm
TECA ELITE monopolar iğne elektrotlarıNatus902-DMG50-S0,46 mm çap (26 G). Blue hub
Teknova% 0.9 tuzlu su çözeltisiFisherS58151000 mL steril

Kaynaklar

  1. Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).
  2. Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
  3. Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).
  4. Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
  5. Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
  6. Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
  7. Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
  8. Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
  9. Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).
  10. Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
  11. Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).
  12. Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
  13. Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
  14. Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).
  15. Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
  16. Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
  17. Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  18. Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
  19. Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
  20. Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
  21. Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).
  22. Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
  23. Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
  24. Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
  25. Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
  26. Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
  27. Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
  28. Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
  29. Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
  30. Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
  31. Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
  32. Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Kas Sağlığı DeğerlendirmesiIn Vivo EIMEx Vivo EIMKemirgen Kas AnaliziYüzey Elektrot Dizisiİğne Elektrot DizisiGastroknemius KasıDielektrik HücreKas Hastalığı Biyobelirteci
Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.