Yöntem makalesi

Bir Sıçan Sakküler Yan Duvar Modelinde Neointima Oluşturan Hücrelerin Kökenini Araştırmak için Bir Hücre İzleyici Enjeksiyonu Kullanma

1.8K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/63580

⸱

16 Mart 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Institute of Pathology Laenggasse, 4Department of Neurosurgery, Neurocenter and Regenerative Neuroscience Cluster, Inselspital, Bern University Hospital, University of Bern, 5Faculty of Medicine, University of Bern

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Endotel hücrelerini izlemek için tek noktalı, lipofilik hücre izleyici enjeksiyonu, ardından arteriyotomi ve abdominal sıçan aortunda yanak duvar anevrizmalarının dikilmesi yapıldı. Neointima oluşumu, desellülarize anevrizmalarda ana artere bağımlı görünüyordu ve hayati hücre bakımından zengin duvarlardaki anevrizma duvarı hücrelerinden işe alım ile desteklendi.

Özet

Mikrocerrahi kırpma, intrakraniyal anevrizmalara kan akışının daha sonra bir bariyerini oluştururken, endovasküler tedavi neointima ve trombüs oluşumuna dayanır. Neointimanın endoluminal tabakasını kaplayan endotel hücrelerinin kaynağı belirsizliğini korumaktadır. Bu nedenle, bu çalışmanın amacı, halihazırda köklü Helsinki sıçan mikrocerrahi yanak anevrizma modelinde hücre izleyici enjeksiyonu sonrası neointima oluşturan hücrelerin kökenini araştırmaktır.

Yanak anevrizmaları, erkek Lewis sıçanlarında desellülarize veya vital arteriyel poşetlerin aortla uçtan yana dikilmesi ile oluşturuldu. Anevrizma sütürü ile arteriyotomiden önce, komşu damardaki endotel hücrelerini etiketlemek ve takip sırasında proliferasyonlarını izlemek için kelepçeli aort içine CM-Dil boyası içeren bir hücre izleyici enjeksiyonu yapıldı (FU). Tedavi sonrasında sarma (n = 16) veya stent (n = 15) uygulanır. FU'da (7 gün veya 21 gün), tüm sıçanlara floresan anjiyografi, ardından anevrizma hasadı ve belirli ilgi alanları için immünohistolojik hücre sayımları ile makroskopik ve histolojik değerlendirme yapıldı.

31 anevrizmanın hiçbiri takipte yırtılmamıştı. Dört hayvan erken öldü. Stentli sıçanların %75.0'ında ve %7.0'ında makroskopik olarak rezidüel perfüzyon gözlendi. Desellülarize stentlerde hücre izleyici pozitif hücre miktarı, 7. günde trombüs (p=0.01) ve 21. günde neointima (p=0.04) açısından sarmal anevrizmalara göre anlamlı derecede artmıştır. Vital anevrizmalarda trombüs veya neointimada anlamlı fark saptanmadı.

Bu bulgular, stentli anevrizmalara kıyasla sarmallarda daha kötü iyileşme paternlerini doğrulamaktadır. Neointima oluşumu özellikle desellülerize anevrizmalarda ana artere bağımlı görünürken, vital hücre bakımından zengin duvarlarda anevrizma duvarı hücrelerinden işe alım ile desteklenmektedir. Translasyon açısından, stent tedavisi yüksek oranda dejenere olmuş anevrizmalar için daha uygun olabilirken, çoğunlukla sağlıklı damar duvarlarına sahip anevrizmalar için tek başına sarma yeterli olabilir.

Giriş

İntrakraniyal anevrizmanın (İA) rüptürü sonucu gelişen subaraknoid kanama, yüksek morbidite ve mortaliteile ilişkili yıkıcı bir nöroşirürjik durumdur 1,2,3,4. Endotelden endotele doğrudan temas sağlayan mikrocerrahi kırpmaya ek olarak, endovasküler cihazlar son yıllarda rüptüre olmuş ve tesadüfen keşfedilen İA'ların tedavisinde giderek artan bir önem kazanmıştır. Endovasküler olarak tedavi edilen İA'larda iyileşme yanıtı esas olarak neointima oluşumuna ve trombüs organizasyonuna bağlıdır. Her ikisi de bitişik damardan ve anevrizma duvarından hücre göçüne bağlı olarak sinerjik süreçlerdir. 5 Endovasküler tedavi edilen anevrizmaların neointima oluşumunda endotel hücrelerinin kökeni bugüne kadar belirsizliğini korumaktadır. Literatürde, neointima oluşturan hücrelerin işe alındığı kaynak hakkında devam eden bir tartışma vardır.

Sıçanların abdominal aortunda CM-Dil boyasının hücre izleyici enjeksiyonunu kullanarak ( Materyal Tablosuna bakınız), iki farklı FU zaman noktasında (gün 7 ve gün 21) neointima oluşumunda ana arterden kaynaklanan endotel hücrelerinin rolünü analiz etmeyi amaçladık (Şekil 1). Modelin bir avantajı, anevrizma sütüründen önce bir ebeveyn arterinde in vivo olarak doğrudan lokal hücre izleyici inkübasyonudur ve daha sonraki zaman noktalarında FU'ya izin verir. Hücre izleyici inkübasyonu gibi in vivo enjeksiyon teknikleri literatürde tanımlanmamıştır. Bu tekniğin bir avantajı, modeli sağlam ve tekrarlanabilir kılan doğrudan, tek noktalı, intraoperatif, in vivo enjeksiyondur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Veteriner desteği kurumsal kılavuzlara göre yapıldı. Deneyler İsviçre Yerel Etik Komitesi (BE 60/19) tarafından onaylanmıştır. ARRIVE yönergeleri ve 3R ilkeleri sıkı bir şekilde takip edilmiştir 6,7. 12 haftalık ve 492 ± 8 g ağırlığında otuz bir erkek Lewis sıçanı dahil edildi. Tüm sıçanları 23 ° C'lik bir oda sıcaklığında ve 12 saatlik bir aydınlık / karanlık döngüsünde barındırın. Suya ve peletlere ücretsiz erişim sağlayın. İstatistiksel analizler parametrik olmayan Wilcoxon-Mann-Whitney U testi kullanılarak yapılmıştır. 0.05 ve/veya 0.01 ≤ ≤ olasılık değerleri (p) anlamlı kabul edildi.

1. Preoperatif faz-genel hazırlık ve anesteziyolojik yönler

  1. Web tabanlı randomizasyon sistemi aracılığıyla sıçanları bobin veya stent tedavi gruplarına randomize edin (Şekil 2). Şimdi, 23 ± 3 ° C'lik bir oda sıcaklığını koruyan sessiz, aseptik bir ameliyathanenin yanında ameliyat için planlanan tüm hayvanların ameliyat öncesi klinik muayenesini yapın. Hayvanların davranışlarını analiz edin ve ameliyat öncesi klinik muayenenin bir parçası olarak mukoza zarlarını ve turgoru inceleyin.
  2. Her hayvanın ağırlığını kaydedin.
  3. Ameliyattan önce, desellülarize anevrizmalar elde etmek için donör sıçanlardan arteriyel poşetleri 37 ° C'de 10 saat boyunca% 0.1 sodyum dodesil sülfat içinde inkübe edin8. Bu keseleri ameliyattan birkaç gün önce donör hayvanlardan toplayın.
    1. Abdominal aortun tam uzunluğunu mikromakas ve forseps ile hazırlayın ve 3-4 mm aralıklarla 6-0 emilemeyen ligatür uygulayın.
    2. Bir donör hayvanın torasik kısmından daha önce bağlanmış bir arteriyel damar kesesi tarafından intraoperatif olarak doğrudan hayati anevrizmalar üretir9. Belirtilen FU zaman noktasında makas ve cerrahi forseps ile torakotomi yapın ve damar kesesini istenen uzunlukta yaslanın.
  4. Poşeti doğrudan alıcıya implante edin ve daha fazla makroskopik analiz ve histolojik işlem için anevrizmayı donör hayvandan toplayın.
  5. Anestezi indüksiyonu için, tüm sıçanları 5-10 dakika sonra bilinç kaybına kadar oksijen (O2) ile donatılmış temiz bir kutuya yerleştirin. Sıçanları, 0.005 mg / kg, medetomidin 0.15 mg / kg ve midazolam 2 mg / kg karışımının deri altı (SC) enjeksiyonu ile anestezi altına alın.
    NOT: Bu, en az 45 dakikalık bir cerrahi düzlem sağlar.
  6. Pedal çekilme refleksinin yokluğunda anestezi derinliğini kontrol edin.
  7. Sıçanları sırtüstü pozisyona yerleştirin ve torakoabdominal kısmı elektrikli tıraş makinesi ile tıraş edin.
  8. Sıçanların 4 pençesini, otomatik düzenleyici bir rektal proba bağlı bir ısıtma yastığı ile kaplanmış bir tahta üzerine bantla sabitleyin. Isıtma yastığı yardımıyla istenen sıcaklığı 37 ° C'de tutmak için rektal probu sıçanın anüsüne yerleştirin.
  9. Şimdi, intraoperatif olarak hayati belirtileri kontrol etmek için bilgisayarlı bir sisteme bağlı sağ arka bacağa bir sensör takın.
  10. Sıçanın burnunu ve ağzını bir yüz maskesi ile örtün. Uzun süreli anestezi gerekiyorsa, izofluranı başlatın (% 1.0-2.0,O2'de etkili olmak için% 1.0-2.0 titre edilmiştir).
  11. Cerrahi alanı povidon-iyot veya alternatif dezenfektanlarla dezenfekte edin ve cerrahi alanı steril bir şekilde örtün.
  12. Perianestezik bakım için, gözlere steril bir oftalmik kayganlaştırıcı uygulayın ve cerrahi lambanın kurumasını ve zarar görmesini önlemek için opak bir folyo maskesi ile örtün.
  13. Ameliyat boyunca, yüz maskesi aracılığıyla sürekli oksijen sağlayın, vücut ısısını izleyin ve normotermiyi koruyarak bir ısıtma yastığı kullanarak ısı sağlayın.
  14. Diğer hayati belirtileri sürekli izleyin (nabız ve nefes darlığı, kalp ve nefes hızı ve oksijen doygunluğu).

2. Operatif faz - hücre izleyici enjeksiyonu

NOT: Helsinki sıçan mikrocerrahi yanak anevrizması model9'daki ayrıntılı cerrahi yaklaşım ve bobin ve stent implantasyonu teknikleri başka bir yerde açıklanmıştır 8,10,11.

  1. Floresan lipofilik hücre izleyiciyi her zaman ≤ -20 ° C'de ışıktan korunarak saklayın.
  2. Sıçan aortunu ve kaval venini hazırlayarak, ardından her ikisinin ayrılmasının yanı sıra aortun proksimal ve distal geçici kelepçelenmesiyle ameliyatı gerçekleştirin.
    NOT: Bu teknik daha önce9 olarak tanımlanmıştır.
    1. Aortun proksimal ve distal kısımlarını iki geçici titan klipsle kelepçeleyin.
  3. Arterin daha iyi görselleştirilmesi için aortun proksimal ve distal kısımlarının altına her biri mor dolgulu bir mikrosürüntü koyun.
  4. Şimdi, karnı ıslak gazlı bezle koruyun.
  5. Operasyon gününde, hücre izleyicinin 2 μL'sini, 1 mL fosfat tamponlu salin (PBS) içinde pipetleme yaparak çözün.
  6. Karışımı 27-1/2 G (0,4 x 13 mm) steril kanül ile donatılmış 1 mL'lik bir şırıngaya aktarın.
    NOT: Adım 2.5 ve 2.6'yı uygularken ışığa maruz kalmaktan kaçınmaya dikkat edin.
  7. Ameliyathanedeki ışığı kapatın. Mikroskop altında bakarken, mikro forseps kullanarak aortun orta ventral kısmına tek noktalı enjeksiyonu gerçekleştirin ve 1 mL heparinize % 0.9 salin çözeltisini dikkatlice enjekte edin.
  8. Hücre izleyiciyi dikkatlice enjekte edin (Video 1) ve hemen çalışma mikroskobunu da kapatın. Yine, karnı ıslak gazlı bezle koruyun.
  9. Boyanın en az 15 dakika kuluçkaya yatmasına izin verin. Kuluçka döneminden sonra mikroskop ve ameliyathane ışıklarını açın.
  10. Başka bir yerde tarif edildiği gibi uzunlamasına arteriyotomi ve anevrizmanın dikişini gerçekleştirin11.
    1. Arteriyotomi yapmak için mikroforseps ve mikromakas kullanın, böylece uzunluğu hasat edilen anevrizmanın çapının ortalamasını alır (adım 1.3). Doğru uzunluğu sağlamak için, arteriyotomi yapmadan önce anevrizmayı aortun yanına yerleştirin. Anevrizmayı emilemeyen 10-0 dikiş kullanarak 8-10 tek dikişle dikişin ve heparinize salin ile sürekli sulama altında distal olarak başlayan geçici kelepçeleri dikkatlice çıkarın. Yarayı katmanlı bir şekilde kapatın. Not olarak, 1 cm'lik bir bobin ambalaj yoğunluğu kullanın.
      NOT: Bobin veya stent implantasyonu tekniği başka bir yerdetanımlanmıştır 8,10.

3. Postoperatif faz izleme ve analjik bakım

  1. Ameliyatın sonunda, buprenorfin 0.05 mg / kg, atipamezol 0.75 mg / kg ve flumazenil 0.2 mg / kg'lık bir SC enjeksiyon karışımı ile anesteziyi tersine çevirin. Çalıştırılan her hayvanın, bir ısıtma lambası ile tamamen uyanık ve gerektiğinde ısınana kadar temiz bir kafeste iyileşmesine izin verin.
  2. 3 gün boyunca, 1 mg / kg meloksikam (günde bir enjeksiyon veya oral uygulama) ve buprenorfin (günde dört kez 0.05 mg / kg) SC. Gece boyunca, içme suyunda sürekli olarak aynı dozda buprenorfin sağlayın: 6 mL buprenorfin 0.3 mg / mL, 360 mL içme suyu, 10 mL% 5 glikoz.
  3. Ameliyat sonrası hemen sonrasında, her hayvanı korunmak için tek bir kafeste barındırın. Hayvanları 24 saat sonra yeniden gruplandırın.
  4. SC enjeksiyonundan sonra herhangi bir sıçan sıkıntılı veya agresif davranış gösterirse, gün boyunca içme suyunda buprenorfin uygulayın.
  5. Ameliyat sonrası beslenmeyi ve iyileşmeyi desteklemek için kafes tabanında yumuşak besleme sağlayın.
  6. Tüm hayvanları refah ve ağrı puan tablosuna göre gözlemleyin ve bakımını yapın.
  7. Gerektiğinde kurtarma analjezi SC'yi (meloksikam 1 mg / kg ve 0.05 mg / kg buprenorfin) uygulayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Laboratuvar ortamına toplam 31 hayvan dahil edildi: Son istatistiksel analize 27 sıçan dahil edildi; 4 sıçan erken öldü (.9 mortalite oranı). İntraoperatif olarak, solunum distansiyonu stent- (12.9 μm ± 0.7) stent- (12.9 μm ± 0.7) ile tedavi edilen sıçanlarda anlamlı olarak azaldı (p = 0.03). Son FU'nun sonunda her sıçan için floresan anjiyografi yapıldı. Reperfüzyon, bobinle tedavi edilen 6 hayvanın hepsinde endikeyken, stentle tedavi edilen 8 hayvanın sadece% 12.5'inde reperfüzyon gözlendi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışma, neointima oluşumuna anevrizma kompleksinin ana arterinden köken alan endotel hücreleri aracılığıyla aracılık edildiğini, ancak vital anevrizmalarda anevrizma duvarından türetilen hücrelerin işe alınması ile desteklendiğini göstermektedir. Bununla birlikte, dolaşımdaki progenitör hücrelerin anevrizma iyileşmesindeki rolü tartışmalı olmaya devam etmektedir12,13. Genel olarak, 31 erkek Lewis sıçanı bu araştırmaya dahil edildi; sadece 4 kişi erken öldü (%...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, sunulan çalışmanın tasarımından ve yürütülmesinden yalnızca kendileri sorumludur ve rakip çıkarlar beyan etmezler.

Teşekkürler

Yazarlar, uzun vadeli hayvan sağlığının özel denetimi için DVM, PhD, Alessandra Bergadano'ya teşekkür eder. Bu çalışma, Araştırma Konseyi, Kantonsspital Aarau, Aarau, İsviçre ve İsviçre ulusal bilim vakfı SNF'nin (310030_182450) araştırma fonları tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
3-0 emilebilir sütürEthicon Inc., ABDVCP428G
4-0 emilmeyen sütürB. Braun, AlmanyaG0762563
6-0 emilemeyen sütürB. Braun, AlmanyaC0766070
9-0 emilemeyen sütürB. Braun, AlmanyaG1111140
AtipamezolArovet AG, İsviçre
Bant geçiren filtre maviThorlabsFD1Bdiğer herhangi bir
Bant geçiren filtre yeşilThorlabsFGV9
Bipolar forsepsbaşka herhangi bir
Bisiklet spot ışığıbaşka herhangi bir
Tahta (20 x 10 cm)başka herhangi bir
BuprenorfinBireysel, İsviçre1014197
KameraSony NEX-5R, Sony, Tokyo, Japonya
Kanül (27-1 / 2 G)diğer herhangi bir
Hücre sayımı yazılımıImage-J sürüm 1.52n, ABD Ulusal Sağlık Enstitüleri, Bethesda, Maryland, ABD, https://imagej.nih.gov/ij/
CellTracker CM-Dil boyasıThermoFisher SCIENTIFIC, ABDC7000
Bobin CihazıStyker, Kalamazoo, MI, ABD2 cm Hedef 360 TM Ultra, 2 mm çaplı
Dezenfeksiyondiğer herhangi bir
Göz yağlayıcısıherhangi bir
FentanylSintetica, SA, İsviçre98683herhangi bir jenerik
FlumazenilLabatec-Pharma, Switerzland
FluoresceineCuratis AG5030376 herhangi biri jenerik
Floresan mikroskobuOlympus BX51, Hamburg, Almanya; Cell Sens Dimension Görüntüleme yazılımı v1.8
Folyo maskesidiğer herhangi bir
Glikoz (% 5)diğer herhangi bir
Isıtma yastığıHomeotermik Kontrol Ünitesi, Harvard, Edenbridge, İngilterebaşka herhangi bir
İzotonik sodyum klorür çözeltisi (% 0.9)Fresenius KABI336769herhangi bir jenerik
İzofluranherhangi bir jenerik
Longuettesbaşka herhangi bir
MeloxicamBoehringer IngelheimP7626406herhangi bir jenerik
MedetomidinVirbac, İsviçreQN05CM91
Mikro iğne tutucuherhangi bir
başka MidazolamRoche, İsviçre
İzleme sistemiStarr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, Amerika Birleşik Devletleri
İğne tutucubaşka herhangi bir
O2-Yüz maskesibaşka herhangi bir
Operasyon mikroskobuOPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Almanyabaşka herhangi bir
Oksijenherhangi bir başka
Rektal sıcaklık probuherhangi bir diğer
NeşterSwann-Morton210başka herhangi bir
Küçük hayvan tıraş makinesibaşka herhangi bir
Telefonbaşka herhangi bir
Sodyum dodesil sülfat (% 0.1)Sigma-Aldrich11667289001
Yumuşak beslemeEmeraid Omnivoreherhangi bir jenerik
Yumuşak doku forsepsdiğer herhangi bir
Yumuşak doku yayıcıbaşka herhangi bir
Paslanmaz çelik sünger kase,diğer herhangi bir
Stent CihazıBiotroni, Bü lach, İsviçre modifiyemagmaris cihazı, polimer kaplamalı AMS, 6 mm uzunluk, 2 mm çap
Steril mikro sürüntülerdiğerleri
Düz ve kavisli mikroforsepslerherhangi bir başka
ve kavisli mikromakasbir başka
ve kavisli forsepsbaşka herhangi bir
Cerrahi örtüdiğer herhangi bir
Cerrahi makas
diğer Şırıngalar 1 mL, 2 mL ve 5 mLbaşka herhangi bir
Bantbaşka herhangi bir
Vasküler klips aplikatörüB. Braun, AlmanyaFT495T
Yaşargil titan standart klips (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, İsviçreFT242Tgeçici
diğer Akıllı , Düz herhangi Düz

Kaynaklar

  1. Vergouwen, M. D., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  2. Macdonald, R. L., et al. Preventing vasospasm improves outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: rationale and design of CONSCIOUS-2 and CONSCIOUS-3 trials. Neurocritical Care. 13 (3), 416-424 (2010).
  3. Wanderer, S., et al. Levosimendan as a therapeutic strategy to prevent neuroinflammation after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Neurointerventional Surgery. , (2021).
  4. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of Neurointerventional Surgery. 14 (2), 189-195 (2021).
  5. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  6. Kilkenny, C., et al. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. British Journal of Pharmacology. 160 (7), 1577-1579 (2010).
  7. Tornqvist, E., et al. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), 101638(2014).
  8. Nevzati, E., et al. Aneurysm wall cellularity affects healing after coil embolization: assessment in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 12 (6), 621-625 (2020).
  9. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  10. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rt model - introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  11. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  12. Kadirvel, R., et al. Cellular mechanisms of aneurysm occlusion after treatment with a flow diverter. Radiology. 270 (2), 394-399 (2014).
  13. Li, Z. F., et al. Endothelial progenitor cells contribute to neointima formation in rabbit elastase-induced aneurysm after flow diverter treatment. CNS Neuroscience & Therapeutics. 19 (5), 352-357 (2013).
  14. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  15. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58 (5), 936-944 (2006).
  16. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  17. Frosen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall--a review of current pathophysiological knowledge. Translational Stroke Research. 5 (3), 347-356 (2014).
  18. Fang, X., et al. Bone marrow-derived endothelial progenitor cells are involved in aneurysm repair in rabbits. Journal of Clinical Neuroscience. 19 (9), 1283-1286 (2012).
  19. Morel, S., et al. Sex-related differences in wall remodeling and intraluminal thrombus resolution in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurosurgery. , 1-14 (2019).
  20. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  22. Ravindran, K., et al. Mechanism of action and biology of flow diverters in the treatment of intracranial aneurysms. Neurosurgery. 86, Suppl 1 13-19 (2020).
  23. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  24. Morosanu, C. O., et al. Neurosurgical cadaveric and in vivo large animal training models for cranial and spinal approaches and techniques - systematic review of current literature. Neurologia i Neurochirurgia Polska. 53 (1), 8-17 (2019).
  25. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Neointima Olu umuS an Anevrizma ModeliEndotelyal H crelerYan Duvar AnevrizmasDesel lerize AnevrizmaFloresan AnjiyografiCoil TedavisiStent Tedavisimm nohistolojik De erlendirme

İlgili makaleler