Yöntem makalesi

Matris Destekli Lazer Desorpsiyon/İyonizasyon Kütle Spektrometrisi Görüntüleme Kullanarak Drosophila Beyinde Hızlı Lipid Analizi için Örnek Hazırlama

DOI:

10.3791/63930

⸱

14 Temmuz 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Science Research Center, Neuroscience Initiative, the City University of New York, Graduate Center New York, 2Advanced Science Research Center, Structural Biology Initiative, the City University of New York, Graduate Center, 3National Institute of Neurological Disorders and Stroke, National Institutes of Health, 4The City College of New York, CUNY, 5Macaulay Honors College, CUNY, 6Graduate School of Public Health and Health Policy, The City University of New York, 7Princeton University, 8Ardrey Kell High School, 9The Borough of Manhattan Community College, CUNY, 10Gallatin School of Individualized Study, New York University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokolün amacı, matris yardımlı lazer desorpsiyon / iyonizasyon (MALDI) kütle spektrometrisi görüntülemesini kullanarak Drosophila beyni gibi küçük dokularda lipit ve metabolit analizi için uygun numune hazırlama konusunda ayrıntılı rehberlik sağlamaktır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lipid profillemesi veya lipidomik, bir hücrenin veya dokunun tüm lipit içeriğini incelemek için kullanılan köklü bir tekniktir. Lipidomiklerden elde edilen bilgiler, gelişim, hastalık ve hücresel metabolizmada yer alan yolakların incelenmesinde değerlidir. Birçok alet ve enstrümantasyon, lipidomik projelere, özellikle de kütle spektrometresi ve sıvı kromatografisi tekniklerinin çeşitli kombinasyonlarına yardımcı olmuştur. Matriks yardımlı lazer desorpsiyon/iyonizasyon kütle spektrometrisi görüntüleme (MALDI MSI) son zamanlarda geleneksel yaklaşımları tamamlayan güçlü bir görüntüleme tekniği olarak ortaya çıkmıştır. Bu yeni teknik, lipitlerin doku bölmeleri içindeki uzamsal dağılımı hakkında benzersiz bilgiler sağlar, bu da daha önce aşırı modifikasyonlar kullanılmadan elde edilemezdi. MALDI MSI yaklaşımının örnek hazırlanması kritiktir ve bu nedenle bu makalenin odak noktasıdır. Bu yazıda, MALDI MSI aracılığıyla lipid analizi veya metabolit ve küçük molekül analizi için küçük dokuların hazırlanması için ayrıntılı bir protokol sağlamak üzere optimal kesme sıcaklığı bileşiğine (OCT) gömülü çok sayıda Drosophila beyninin hızlı bir lipit analizi sunulmaktadır.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lipitler çok çeşitli biyolojik süreçlerde yer alır ve yapısal çeşitliliklerine göre beş kategoriye ayrılabilir: yağ asitleri, triasilgliseroller (TAG'ler), fosfolipitler, sterol lipitler ve sfengolipidler1. Lipitlerin temel işlevleri, biyolojik süreçler (yani TAG'ler) için enerji kaynakları sağlamak ve hücresel membranlar (yani fosfolipitler ve kolesterol) oluşturmaktır. Bununla birlikte, lipitlerin ek rolleri gelişim ve hastalıklarda kaydedilmiştir ve biyomedikal alanda kapsamlı bir şekilde çalışılmıştır. Örneğin, raporlar farklı uzunluklardaki yağ asitlerinin benzersiz terapötik rollere sahip olabileceğini göstermiştir. Kısa yağ asidi zincirleri otoimmün hastalıklara karşı savunma mekanizmalarında rol oynayabilir, orta uzunluktaki yağ asidi zincirleri nöbetleri hafifletebilecek metabolitler üretir ve uzun yağ asidi zincirleri metabolik bozuklukların tedavisinde kullanılabilecek metabolitler üretir2. Sinir sisteminde, glia kaynaklı kolesterol ve fosfolipitlerin sinaptogenez için hayati önem taşıdığı gösterilmiştir 3,4. İlaç dağıtım sistemlerinde kullanılan sfengolipidler ve bağışıklık sistemini desteklemek için kullanılan sakarolipidler de dahil olmak üzere diğer lipit türleri tıbbi uygulamalarda umut vaat etmiştir 5,6. Biyomedikal alanda lipitlerin sayısız rolü ve potansiyel terapötik uygulamaları, lipidomikleri - hücresel lipitlerin yollarının ve etkileşimlerinin incelenmesi - kritik ve giderek daha önemli bir alan haline getirmiştir.

Lipidomics, lipidomu büyük ölçekte incelemek için analitik kimyadan yararlanır. Lipidomikte kullanılan başlıca deneysel yöntemler, çeşitli kromatografi ve iyon hareketlilik teknikleri ile birlikte kütle spektrometrisine (MS) dayanmaktadır 7,8. MS'in bölgede kullanımı, yüksek özgüllüğü ve duyarlılığı, edinme hızı ve (1) düşük ve geçici seviyelerde bile meydana gelen lipitleri ve lipit metabolitlerini tespit etme, (2) tek bir deneyde yüzlerce farklı lipit bileşiğini tespit etme, (3) daha önce bilinmeyen lipitleri tanımlama ve (4) lipit izomerleri arasında ayrım yapma konusundaki benzersiz yetenekleri nedeniyle avantajlıdır. Desorpsiyon elektrosprey iyonizasyonu (DESI), MALDI ve sekonder iyon kütle spektrometresi (SIMS) DAHIL OLMAK ÜZERE MS'DEKI GELIŞMELER ARASıNDA MALDI MSI, lipitlerin doku bölmeleri içindeki uzamsal dağılımı hakkında benzersiz bilgiler sağlayarak geleneksel MS tabanlı yaklaşımları tamamlayan güçlü bir görüntüleme tekniği olarak ortaya çıkmıştır 9,10.

Lipidomiklerin tipik iş akışı, numune hazırlama, kütle spektrometresi teknolojisi kullanılarak veri toplama ve veri analizinden oluşur11. Örneklerde lipitlerin ve metabolitlerin incelenmesi, organizmalardaki metabolik süreçlerin fizyolojik ve patolojik koşullarını anlamak için tekniklerin ortaya çıkmasına neden olmuştur. Biyolojik etkileşimleri anlamak önemli olsa da, lipitlerin ve metabolitlerin duyarlılığı, boyalar veya başka modifikasyonlar olmadan görüntülenmesini ve tanımlanmasını zorlaştırır. Metabolit düzeylerindeki veya dağılımındaki değişiklikler fenotipik değişikliklere yol açabilir. Metabolomik profilleme için kullanılan araçlardan biri, yüzlerce molekülü aynı anda tespit edebilen etiketsiz, yerinde bir görüntüleme tekniği olan MALDI MSI'dır . MALDI görüntüleme, örneklerdeki metabolitlerin ve lipitlerin görselleştirilmesine izin verirken, bütünlüklerini ve uzamsal dağılımlarını korur. Lipid profillemesi için önceki teknoloji, lipitleri ayrı ayrı haritalamak için radyoaktif kimyasalların kullanılmasını içerirken, MALDI görüntüleme bundan vazgeçer ve aynı anda bir dizi lipitin tespit edilmesine izin verir.

Lipid metabolizması ve homeostaz, sinir sisteminin korunması ve geliştirilmesi gibi hücre fizyolojisinde önemli işlevler oynar. Sinir sistemi lipid metabolizmasının önemli bir yönü, nöronlar ve glial hücreler arasındaki lipit titremesidir; bu, çok düşük yoğunluklu lipoprotein (VLDL), düşük yoğunluklu lipoproteinler (LDL) ve yüksek yoğunluklu lipoproteinler (HDL) dahil olmak üzere moleküler taşıyıcı lipoproteinler tarafından aracılık edilir12. Lipoproteinler, lipid kargosunun yapısal blokları ve lipoprotein reseptörleri için ligandlar olarak işlev gören ApoB ve ApoD gibi apolipoproteinler (Apo) içerir. Lipitlerin nöron-glia çaprazlaması, glia kaynaklı ApoD, ApoE ve ApoJ gibi çoklu oyuncuları ve bunların nöronal LDL reseptörlerini (LDLR'ler) içerir13,14. Drosophila'da, ApoB ailesinin bir üyesi olan apolipoforin, majör bir hemolenf lipid taşıyıcısıdır15. Apolipoforin, memeli LDLR 15,16'nın homologları olan iki yakından ilişkili lipoforin reseptörüne (LpR), LpR1 ve LpR2'ye sahiptir. Önceki çalışmalarda, insan ApoD'sinin bir Drosophila homologu olan astrosit salgılanan lipokalin Glial Lazarillo (GLaz) ve nöronal reseptörü LpR1'in, nöron-glia lipit sürünmesine işbirliği içinde aracılık ettiği ve böylece dendrit morfogenezi17'yi düzenlediği keşfedildi. Bu nedenle, LpR1 kaybının Drosophila beynindeki genel lipit içeriğinde bir azalmaya neden olacağı tahmin edilmektedir. MALDI MSI, bu çalışmada gösterildiği gibi, LpR1-/-mutant ve vahşi tip Drosophila beyinlerinin küçük dokularındaki lipit içeriğinin profilini çıkarmak için uygun bir araç olacaktır.

MALDI MSI'ın artan popülaritesine rağmen, cihazın yüksek maliyeti ve deneysel karmaşıklığı genellikle bireysel laboratuvarlarda uygulanmasını engellemektedir. Bu nedenle, çoğu MALDI MSI çalışması paylaşılan çekirdek tesisler kullanılarak yürütülmektedir. MALDI MSI'ın diğer uygulamalarında olduğu gibi, lipidomikler için dikkatli bir numune hazırlama süreci, güvenilir sonuçlar elde etmek için kritik öneme sahiptir. Bununla birlikte, numune slayt hazırlama tipik olarak bireysel araştırma laboratuvarlarında gerçekleştirildiğinden, MALDI MSI ediniminde farklılık olasılığı vardır. Bununla mücadele etmek için, bu makale, örnek olarak pozitif iyon modunda büyük bir yetişkin Drosophila beyni grubunun lipit analizini kullanarak MALDI MSI ölçümünden önce küçük biyolojik örneklerin numune hazırlanması için ayrıntılı bir protokol sağlamayı amaçlamaktadır11,17. Bununla birlikte, bazı fosfolipid sınıfları ve küçük metabolitlerin çoğunluğu, daha önce11 olarak tanımlanan negatif iyon modunda MALDI görüntüleme ile olumlu bir şekilde tespit edilir. Bu nedenle, bu iki örnek çalışma ile, çeşitli kombinasyonların ayrıntılı numune hazırlama protokollerini sağlamayı umuyoruz: gömülü küçük dokuya karşı serbest duran büyük doku, çözülme montajına karşı sıcak slayt montajı ve negatif iyon moduna karşı pozitif iyon modu.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Sinek kafası gömme

NOT: Tüm prosedür ~ 45-60 dakika sürer.

  1. Düz bir yüzeye sahip optimum kesme sıcaklığı bileşiği (OCT bileşiği) aşamasını hazırlayın.
    1. OCT'yi plastik bir kriyomoldun içine (15 mm x 15 mm x 5 mm) kriyomoldun derinliğinin yarısına kadar ekleyin ve kabarcık oluşumunu önleyin. Kalıbı birkaç dakika düz bir yüzeyde bırakın ve ardından kuru buz üzerine aktarın.
    2. Cryomold'u kuru buz üzerinde düz tutun ve OCT'nin düz ve eşit bir yüzey oluşturmasına izin verin. OCT kalıpta tamamen katılaşana kadar bekleyin. Dondurulmuş OCT aşamalarını hemen kullanın veya -80 ° C'de saklayın.
  2. CO 2 (yani, bir CO2 pedi) kullanarak yetişkin sinekleri anestezi altına alın.
    1. Bir parça laboratuvar mendili içeren bir Petri kabı hazırlayın. Statik elektriği azaltmak için mendilin bir kısmını nemlendirmek için su kullanın. Mendili yarı ıslak ve yarı kuru tutun.
    2. Diseksiyon kapsamı 1 altında, sinek kafasını kesmek için forseps kullanın. Her seferinde 4-5 kafa toplayın ve bunları laboratuvar mendilinin kuru alanına koyun.
      NOT: 4-5 kafanın toplanması ~ 2 dakika sürer.
  3. OCT aşamasını kuru buzdan diseksiyon kapsamına aktarın.
    1. OCT aşamasını kuru buzdan mikroskop 2'ye alın, kafaları hemen OCT aşamasına aktarın ve OCT erimesini önlemek için ~ 30 s alan hızlı bir şekilde düzenleyin. OCT'den yeterli desteği sağlamak için her sinek beyninin etrafında ~ 1 mm boş alan ve bölümü işlemek için yeterli alan sağlamak için bloğun kenarından 4-5 mm boş alan bırakın. Hortum çok uzunsa, ucu çıkarın; çok uzun değilse, bozulmadan saklayın. OCT aşamasını tekrar kuru buzun üzerine koyun ve OCT aşamasının donmuş ve katı kaldığından emin olmak için ~ 3 dakika boyunca açık kalmasına izin verin.
    2. OCT aşaması kuru buza geri döndüğünde ve katılaşmayı beklediğinde, başka bir kafa turu toplayın. Ek örnekleri sahne alanında kalan alana aktarmak için 1.2 ve 1.3 numaralı adımları yineleyin.
      NOT: Bu laboratuvarda genellikle her genotip için sekiz kafa hazırlanır ve bir OCT aşamasında dört genotip kullanılır.
    3. Odağın değişmesini önlemek ve OCT aşamasında kafaların aktarılması ve düzenlenmesi için geçen süreyi artırmak ve OCT aşamasının erime riskini azaltmak için yan yana iki diseksiyon mikroskobu kullanın.
  4. Tüm sinek kafaları hizalandıktan sonra, OCT aşamasının kuru buz üzerinde 5-10 dakika daha oturmasına izin verin.
  5. OCT aşamasını kuru buzdan uzaklaştırın, düz bir yüzeye (tezgah) koyun ve ardından hızlı bir şekilde, tüm numuneleri kaplamak ve ~ 3 s alan tüm kriyomoldu doldurmak için büyük miktarda OCT bileşiği ekleyin.
  6. Cryomold'u derhal kuru buza geri aktarın ve gömülü dokuları içeren tüm OCT bloğunu dondurun. OCT aşamasının kuru buz üzerinde 5-10 dakika daha oturmasına izin verin. Numuneleri kriyomoldun kenar boşluğunda etiketleyin.
  7. Dondurulmuş numuneleri kesitlemeye hazır olana kadar -80 °C'de saklayın.

2. Dokunun kriyoseksiyonu

NOT: İndiyum kalay oksit (ITO) kızaklarını tutarken, doku kontaminasyonunu önlemek için her zaman eldiven giyin. Doğrudan slaytın üzerine nefes almaktan kaçınmak için maske takmanız da önerilir.

  1. Direnç ayarlı bir voltmetre kullanarak ITO kızaklarının iletkenliğini test ederek İTO kaplı tarafı onaylayın. Tarafı, dokunun yapışacağı taraf olarak bir direnç ölçümü ile işaretleyin. Slaydın kirlenmesini önlemek için her zaman slaydın altına bir laboratuvar mendili koyun.
  2. Dokuların kriyostat odasında 30-45 dakika boyunca dengelenmesine izin verin.
    1. OCT'nin erimesini önlemek için, forseps ve ince uçlu bir sanatçı fırçası gibi gerekli tüm aletleri, önceden soğutmak için kriyostat odasına önceden yerleştirin.
  3. Kriyostatı, tercihen% 70 etanol ile temizleyin. Rulo plakasını ve sahneyi silin ve kullanılmış bıçakları çıkarın. Etanolün buharlaştığından ve bölümleme başlamadan önce tüm yüzeylerin kuru olduğundan emin olmak için ek temiz mendiller kullanın.
  4. Kriyostat odasının ve numune başının sıcaklığını dokunun tipine göre ayarlayın (örneğin; karaciğer için -14 ° C, kas için -20 ° C ve cilt10 için -25 ° C; Bu protokolde sinek kafaları için -18 ° C).
  5. OCT bloğunun tabanını örtmek için yeterli OCT kullanmaya dikkat edin ve bloğu mümkün olduğunca düz bir şekilde monte edin.
  6. Sahneye temiz bir bıçak yerleştirin ve kilitleyin. İstenilen kesme açısını elde etmek için numunenin kafasını gerektiği gibi sahneye doğru konumlandırın.
    1. Numune bloğunu, tüm genotiplerin/tedavi gruplarının bıçağa dikey olarak yerleştirildiği bir yöne yerleştirin.
      NOT: Bu, tutarlı bir kesme düzlemi sağlar ve farklı gruplardan çapraz kontaminasyonu önler. Farklı bir doku bloğunu kesiyorsanız, çapraz kontaminasyonu önlemek için numuneler arasında yeni bir bıçağa geçin.
  7. İlgilenilen bölge (örneğin, beynin istenen bölgesi) bulunana kadar kalın kesitlerde (50-100 μm) kesmeye başlayın.
    1. Sahneyi temiz tutmak için önceden soğutulmuş bir sanatçı fırçasıyla ekstra parçaları sürekli fırçalayın.
  8. İstenilen bölgeye ulaşıldığında kesitlerin kalınlığını 10-12 μm'ye değiştirin.
    1. Oda sıcaklığını gerektiği gibi hafifçe ayarlayın. Örneğin, bölüm pul pul dökülme veya kolayca parçalanma eğilimindeyse daha yüksek bir sıcaklık ayarlayın.
      NOT: OCT blokları için önerilen sıcaklık -18 °C'dir.
  9. İstediğiniz bölümü dikkatlice toplayın ve ITO slaytına yapıştırın. Bu işlemi kriyostat odasında gerçekleştirin.
    1. Oda sıcaklığında bir ITO slaytı alın ve bölümün üzerine yerleştirin, bölümün kriyostat aşamasında iz bırakmadan slayda yapışması için bölüme nazikçe ve hızlı bir şekilde yaklaşın.
      NOT: OCT eriyecek ve kızağa yapışacaktır.
  10. Slaytı bir kenara koyun veya kriyostatın dışındaki laboratuvar mendillerini birden fazla bölümün koleksiyonları arasına yerleştirin.
  11. Aynı kohortun farklı örnekleri arasında karşılaştırma yapmak istenirse, eşzamanlı analiz ve minimum varyasyon için birden fazla numuneden bölümleri tek bir slayta yerleştirin. Gerekirse, MALDI hedef tutucu tek bir çalıştırmada iki slaytı barındırabileceğinden, iki slayta ayırın.
  12. Slaytları bir vakum kutusunda, alt katman olarak kurutucu olan bir kurutucuya taşıyın. Slaytları vakum altında 30-60 dakika kurutun.
    NOT: Alternatif olarak, laboratuvarda vakumlu bir kurutucu yoksa, lipitlerin veya metabolitlerin bozulmasını önlemek için slaytlar proses boyunca -20 ° C'de 24 saat içinde -80 ° C'de depolanana veya kuru buz üzerinde gönderilene kadar tutulmalıdır.
  13. Matris biriktirmeye devam edin. Matris olarak metanol / suda (70/30, v / v) 2,5-dihidroksibenzoik asit (DHB) kullanın.
  14. Slaytlar hemen çalıştırılmazsa, slaytları -80 ° C'de saklayın (sinek beyni bölümleri için 1 aya kadar ve kemirgen beyin bölümleri için 6 aya kadar) veya numuneyi derhal yeterli kuru buzla MALDI çekirdek tesislerine gönderin. Optimum depolama ve nakliye için, slaytları bir slayt taşıyıcıya yerleştirin ve açıklığı balmumu filmi ile güvenli bir şekilde kapatın. Fermuarlı bir torba ile kapatın, kurutucu içeren başka bir fermuarlı torbaya yerleştirin ve dışını etiketleyin.
    NOT: Slayt tarama, matris biriktirme ve MALDI görüntüleme prosedürleri11'in aşağıdaki adımları için önceki çalışmalara bakın.
  15. Otomatik HTX M5 matris püskürtücüyü ve metanol/suda (70/30, v/v) 40 mg/mL DHB çözeltisini kullanarak matris biriktirme işlemini gerçekleştirin. Matrisi 0,12 mL/dak özelleştirilmiş akış hızında ve 10 geçiş için 85 °C nozul sıcaklığında püskürtün. 10 psi'lik bir N2 gaz basıncı kullanın.
    NOT: Püskürtücüdeki N2 gaz basıncı 5 psi'nin altına düşürülürse, püskürtücüdeki bir güvenlik mekanizması, 1.300 mm / dak püskürtme hızı, 2 mm iz aralığı, 3 L / dak akış hızı ve 40 mm nozul yüksekliği ile püskürtücüye zarar gelmesini önlemek için ısıtıcıyı bir kerede kapatır.
  16. M / z 50-1.000 kütle aralığında bir kütle spektrumu elde etmek için pozitif iyon modunda bir MALDI uçuş zamanı (TOF) MS cihazı kullanın ( Malzeme Tablosuna bakınız).
    1. Cihazı kalibre etmek için, asetonitrildeki 0,5 μL kırmızı fosfor emülsiyonunu ITO slaytları üzerinde tespit edin ve ikinci dereceden bir kalibrasyon eğrisi2 uygulayarak cihazı 50-1.000 m / z kütle aralığında kalibre etmek için spektrumlarını kullanın.
    2. 40 μm raster genişliği için modüle edilmiş ışın profili olduğu için lazer nokta çaplarını Orta olarak ayarlayın ve dizi konumu başına 1.000 Hz lazer tekrarlama hızında 500 atış toplayarak görüntüleme verilerini toplayın.
    3. Spektral verileri kaydetmek ve işlemek için yazılım kullanın ( Malzeme Tablosuna bakın). ±0.10 Da'lık bir kutu genişliğinde iyon görüntüleri oluşturmak için kök ortalama kare (RMS) normalizasyonunu kullanarak görüntüleme veri analizi gerçekleştirin. örtüşen zirveleri ve OCT'nin iyon bastırma girişimini değerlendirmek için yazılımı kullanarak aynı deneyden hem OCT hem de beyin dokusunun spektrumlarını hizalayın (Ek Şekil S1). Deneyden sonra, doku örneklerini içeren MALDI slaytlarını, daha önce tarif edildiği gibi hematoksilin ve eozin (H & E) boyama ile işleyin11.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

İnsan ApoD'sinin bir Drosophila homologu olan astrosit salgılanan lipokalin Glial Lazarillo'nun (GLaz) nöronal reseptörü LpR1'in kaybı, Drosophila beynindeki genel lipit içeriğinde bir azalmaya neden olabileceği varsayılmıştır. Bunu test etmek için, MALDI MSI, aşağıda ayrıntılı olarak açıklanan LpR1 - / - mutant ve vahşi tip Drosophila beyinlerindeki lipitlerin profilini çıkarmak için kullanıldı.

Deney, Şekil 1'de gös...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mutant ve vahşi tip Drosophila beyinlerindeki lipit kompozisyonundaki varyasyonlar üzerine yapılan çalışmada gösterildiği gibi, MALDI MSI, küçük böceklerin organlarındaki moleküler dağılım modellerinin yerinde analizi için değerli bir etiketsiz görüntüleme tekniği olabilir. Gerçekten de, lipitler Drosophila kafalarının hem beyin dokusunda hem de yağ gövdelerinde dağıldığından, sıvı kromatografisi ve kütle-spektrometriye (LC-MS) dayanan geleneksel lipidomik yaklaşımlar, tüm kafa ekstraksiyonu ku...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacağı bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yuki X. Chen, Kelly Veerasammy ve Maya Hein, Sloan Vakfı CUNY Yaz Araştırma Programı (CSURP) tarafından desteklenmektedir. Jun Yin, Ulusal Sağlık Enstitüleri Projesi Numarası 1ZIANS003137'nin intramural araştırma programı tarafından desteklenmektedir. Bu projeye destek, Profesyonel Personel Kongresi ve New York Şehir Üniversitesi tarafından ortaklaşa finanse edilen Ye He ve Rinat Abzalimov'a PSC-CUNY Ödülü ile sağlandı.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
2,5-Dihidroksibenzoik asit (DHB)Millipore Sigma Aldrich85707-1G-F
Andwin Scientific  CRYOMOLD 15X15X5Fisher ScientificNC9464347
Andwin Scientific  Tissue-Tek CRYO-OCT BileşikFisher Scientific14-373-65
Sanatçı fırçası MSC # 5 1/8 X 9/16 TRIM KIRMIZI SAMURFisher Scientific50-111-2302
otofleks hızı MALDI-TOF MS sistemiBruker Daltonics IncMALDI-TOF MS cihazı
BD & nbsp; Luer-Lok Uçlu ŞırıngaFisher Scientific14-823-16E
BD  Vacutainer Genel Kullanım Şırınga İğneleriFisher Scientific23-021-020
Bruker Daltonics  CAM SLAYTLAR MALDI IMAGNGFisher ScientificNC0380464
Drierite, göstergeli, 8 gözlü, ACROS OrganicsAC219095000
Epson Perfection V600 Fotoğraf TarayıcıAmazonPerfection V600
Fisherbrand  5'li Kaydıraklı MailerFisher ScientificHS15986
Fisherbrand  Dijital Otomatik Menzilli MultimetreFisher Scientific01-241-1
FlexImaging v3.0Bruker Daltonics IncBruker MS görüntüleme analiz yazılımı
HPLC Sınıfı MetanolFisher ScientificMMX04751
HPLC Sınıfı SuFisher ScientificW5-1
HTX M5 PüskürtücüHTX Technologies, LLCOtomatik ısıtmalı matris püskürtücü
Kimberly-Clark Professional  Kimtech Science Kimwipes Hassas Görev SilecekleriFisher Scientific06-666A
MSC  Ziploc Dondurucu TorbasıFisher Scientific50-111-3769
SCiLS Lab (2015b)SCiLS LabGelişmiş MALDI MSI veri analiz yazılımı
Thermo Scientific  CryoStar NX50 KriyostatFisher Thermo Scientific95-713-0
Thermo Scientific  Nalgene Şeffaf Polikarbonat Klasik Tasarım KurutucuFisher Scientific08-642-7

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Park, J., et al. Bioactive lipids and their derivatives in biomedical applications. Biomolecules & Therapeutics. 29 (5), 465-482 (2021).
  2. Augustin, K., et al. Mechanisms of action for the medium-chain triglyceride ketogenic diet in neurological and metabolic disorders. Lancet Neurology. 17 (1), 84-93 (2018).
  3. Baldwin, K. T., Eroglu, C. Molecular mechanisms of astrocyte-induced synaptogenesis. Current Opinion in Neurobiology. 45, 113-120 (2017).
  4. Mauch, D. H., et al. Cns synaptogenesis promoted by glia-derived cholesterol. Science. 294 (5545), 1354-1357 (2001).
  5. Hannun, Y. A., Obeid, L. M. Sphingolipids and their metabolism in physiology and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 19 (3), 175-191 (2018).
  6. Zhou, F., Ciric, B., Zhang, G. X., Rostami, A. Immunotherapy using lipopolysaccharide-stimulated bone marrow-derived dendritic cells to treat experimental autoimmune encephalomyelitis. Clinical and Experimental Immunology. 178 (3), 447-458 (2014).
  7. Carrasco-Pancorbo, A., Navas-Iglesias, N., Cuadros-Rodriguez, L. From lipid analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part I: Modern lipid analysis. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (3), 263-278 (2009).
  8. Navas-Iglesias, N., Carrasco-Pancorbo, A., Cuadros-Rodriguez, L. From lipids analysis towards lipidomics, a new challenge for the analytical chemistry of the 21st century. Part II: Analytical lipidomics. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 28 (4), 393-403 (2009).
  9. Yang, K., Han, X. Lipidomics: Techniques, applications, and outcomes related to biomedical sciences. Trends in Biochemical Sciences. 41 (11), 954-969 (2016).
  10. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of tissue specimens by matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry in biological and clinical research. Chemical Reviews. 113 (4), 2309-2342 (2013).
  11. Veerasammy, K., et al. Sample preparation for metabolic profiling using MALDI mass spectrometry imaging. Journal of Visualized Experiments. (166), e62008(2020).
  12. Tracey, T. J., Steyn, F. J., Wolvetang, E. J., Ngo, S. T. Neuronal lipid metabolism: Multiple pathways driving functional outcomes in health and disease. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 10(2018).
  13. Jackson, C. L., Walch, L., Verbavatz, J. M. Lipids and their trafficking: An integral part of cellular organization. Developmental Cell. 39 (2), 139-153 (2016).
  14. Wang, H., Eckel, R. H. What are lipoproteins doing in the brain. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (1), 8-14 (2014).
  15. Palm, W., et al. Lipoproteins in Drosophila melanogaster-Assembly, function, and influence on tissue lipid composition. PLoS Genetics. 8 (7), 1002828(2012).
  16. Parra-Peralbo, E., Culi, J. Drosophila lipophorin receptors mediate the uptake of neutral lipids in oocytes and imaginal disc cells by an endocytosis-independent mechanism. PLoS Genetics. 7 (2), 1001297(2011).
  17. Yin, J., et al. Brain-specific lipoprotein receptors interact with astrocyte derived apolipoprotein and mediate neuron-glia lipid shuttling. Nature Communications. 12 (1), 2408(2021).
  18. Tuthill, B. F., Searcy, L. A., Yost, R. A., Musselman, L. P. Tissue-specific analysis of lipid species in Drosophila during overnutrition by UHPLC-MS/MS and MALDI-MSI. Journal of Lipid Research. 61 (3), 275-290 (2020).
  19. Kaya, I., Jennische, E., Lange, S., Malmberg, P. Multimodal chemical imaging of a single brain tissue section using ToF-SIMS, MALDI-ToF and immuno/histochemical staining. Analyst. 146 (4), 1169-1177 (2021).
  20. Phan, N. T., Fletcher, J. S., Ewing, A. G. Lipid structural effects of oral administration of methylphenidate in Drosophila brain by secondary ion mass spectrometry imaging. Analytical Chemistry. 87 (8), 4063-4071 (2015).
  21. Dienel, G. A. Metabolomic and imaging mass spectrometric assays of labile brain metabolites: Critical importance of brain harvest procedures. Neurochemical Research. 45 (11), 2586-2606 (2020).
  22. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: Practical aspects of sample preparation. Journal of Mass Spectrometry. 38 (7), 699-708 (2003).
  23. Phan, N. T., Mohammadi, A. S., Dowlatshahi Pour, M., Ewing, A. G. Laser desorption ionization mass spectrometry imaging of Drosophila brain using matrix sublimation versus modification with nanoparticles. Analytical Chemistry. 88 (3), 1734-1741 (2016).
  24. Niehoff, A. C., et al. Analysis of Drosophila lipids by matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric imaging. Analytical Chemistry. 86 (22), 11086-11092 (2014).
  25. Enomoto, Y., Nt An, P., Yamaguchi, M., Fukusaki, E., Shimma, S. Mass spectrometric imaging of GABA in the Drosophila melanogaster adult head. Analytical Sciences. 34 (9), 1055-1059 (2018).
  26. Yang, E., Gamberi, C., Chaurand, P. Mapping the fly malpighian tubule lipidome by imaging mass spectrometry. Journal of Mass Spectrometry. 54 (6), 557-566 (2019).
  27. Blanksby, S. J., Mitchell, T. W. Advances in mass spectrometry for lipidomics. Annual Review of Analytical Chemistry. 3, 433-465 (2010).
  28. Han, X. Lipidomics for studying metabolism. Nature Reviews Endocrinology. 12 (11), 668-679 (2016).
  29. Wang, M., Wang, C., Han, X. Selection of internal standards for accurate quantification of complex lipid species in biological extracts by electrospray ionization mass spectrometry-What, how and why. Mass Spectrometry Reviews. 36 (6), 693-714 (2017).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Lipidomik AnaliziMALDI K tle SpektrometrisiLipid ProfillemeKriyoseksiyonMatris BiriktirmeOCT G mmeBeyin Lipid Homeostaz

İlgili makaleler