Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Aort Duvarındaki Biyomekanik Suşu Özetlemek İçin İnsan Aort Düz Kas Hücresi Organ-On-A-Chip Modelinin Yapımı

3.2K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/64122

⸱

6 Temmuz 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery and Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Institutes of Biomedical Sciences and the Shanghai Key Laboratory of Medical Epigenetics, Shanghai Medical College, Fudan University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Burada, insan aort duvarındaki düz kas hücrelerinin in vivo biyomekanik suşunu çoğaltmak için bir insan aort düz kas hücresi organı-on-a-chip modeli geliştirdik.

Özet

İnsan torasik aort anevrizması ve diseksiyonu (TAAD) çalışmasında geleneksel iki boyutlu hücre kültürü teknikleri ve hayvan modelleri kullanılmıştır. Bununla birlikte, insan TAAD bazen hayvan modelleri ile karakterize edilemez. Klinik insan çalışmaları ile hayvan deneyleri arasında, terapötik ilaçların keşfini engelleyebilecek belirgin bir tür boşluğu vardır. Buna karşılık, geleneksel hücre kültürü modeli in vivo biyomekanik uyaranları simüle edemez. Bu amaçla, mikrofabrikasyon ve mikroakışkan teknikler son yıllarda büyük ölçüde gelişmiş ve biyomekanik mikro çevreyi kopyalayan çip üzerinde organoidler modelleri oluşturmak için yeni teknikler sağlamıştır. Bu çalışmada, TAAD'da hayati bir rol oynayan insan aort düz kas hücrelerinin (HASMC'ler) yaşadığı siklik suşun genliği ve sıklığı da dahil olmak üzere aort biyomekaniğinin patofizyolojik parametrelerini simüle etmek için bir insan aort düz kas hücresi organı-on-a-chip (HASMC-OOC) modeli geliştirilmiştir. Bu modelde, HASMC'lerin morfolojisi şekil olarak uzamış, gerinim yönüne dik olarak hizalanmış ve gerinim koşulları altında statik konvansiyonel koşullara göre daha kasılı bir fenotip sunmuştur. Bu, doğal insan aort duvarlarındaki hücre oryantasyonu ve fenotipi ile tutarlıydı. Ek olarak, biküspid aort kapağı ile ilişkili TAAD (BAV-TAAD) ve triküspid aort kapağı ile ilişkili TAAD (TAV-TAAD) hasta kaynaklı primer HASMC'leri kullanarak, TAAD'da HASMC özelliklerini kopyalayan BAV-TAAD ve TAV-TAAD hastalık modellerini kurduk. HASMC-OOC modeli, TAAD'ın patogenezini daha fazla araştırmak ve terapötik hedefleri keşfetmek için hayvan modellerini tamamlayan yeni bir in vitro platform sunmaktadır.

Giriş

Torasik aort anevrizması ve diseksiyonu (TAAD), yüksek morbidite ve mortalite ile ilişkili olan aort duvarının lokalize dilatasyonu veya delaminasyonudur1. İnsan aort düz kas hücreleri (HASMC'ler) TAAD'ın patogenezinde hayati bir rol oynamaktadır. HASMC'ler ölümcül olarak farklılaşmış hücreler değildir ve HASMC'ler yüksek plastisiteyi koruyarak farklı uyaranlara yanıt olarak fenotipleri değiştirmelerine izin verir2. HASMC'ler esas olarak in vivo ritmik gerilme suşuna maruz kalırlar ve bu düz kas morfolojik değişikliklerini, farklılaşmasını ve fizyolojik fonksiyonlarını düzenleyen anahtar faktörlerden biridir 3,4. Bu nedenle, HASMC'lerin çalışmasında siklik suşun rolü göz ardı edilemez. Bununla birlikte, geleneksel 2D hücre kültürleri, HASMC'lerin in vivo olarak yaşadığı siklik suşun biyomekanik stimülasyonunu çoğaltamaz. Ek olarak, bir hayvan TAAD modelinin yapımı, biküspid aort kapağı (BAV) ile ilişkili TAAD gibi bazı TAAD türleri için uygun değildir. Dahası, klinik insan çalışmaları ile hayvan deneyleri arasındaki tür farkı göz ardı edilemez. Klinik pratikte farmasötik translasyonu engellemektedir. Bu nedenle, aort hastalıklarının araştırılmasında in vivo biyomekanik ortamı simüle etmek için daha karmaşık ve fizyolojik sistemlere acil bir ihtiyaç vardır.

Biyomedikal araştırma ve ilaç geliştirmede kullanılan hayvan deneyleri maliyetli, zaman alıcı ve etik olarak sorgulanabilir. Ek olarak, hayvan çalışmalarından elde edilen sonuçlar sıklıkla insan klinik çalışmalarında elde edilen sonuçları tahmin edememektedir 5,6. İnsan preklinik modellerinin eksikliği ve klinik çalışmalardaki yüksek başarısızlık oranı, klinik için az sayıda etkili ilaçla sonuçlanmış ve bu da sağlık bakım maliyetlerini artırmıştır7. Bu nedenle, hayvan modellerini tamamlamak için başka deneysel modeller bulmak acildir. Mikrofabrikasyon ve mikroakışkan teknikler son yıllarda büyük ölçüde gelişmiştir ve geleneksel 2D hücre kültürü tekniklerinin dezavantajlarını gideren ve fizyolojik çalışmalar ve ilaç geliştirme için daha gerçekçi, düşük maliyetli ve verimli bir in vitro model oluşturan çip üzerinde organoidler modelleri oluşturmak için yeni teknikler sağlamıştır. Mikroakışkan cihazlar kullanılarak, bir doku veya organın temel işlevlerini çoğaltmak için farklı uyaranlara sahip mikrometre büyüklüğündeki odalarda canlı hücreleri kültürlemek için çip üzerindeki organlar kurulur. Sistem, tek veya çoklu mikroakışkan mikrokanallardan oluşur; ya bir doku tipinin işlevlerini çoğaltan perfüze edilmiş bir odada kültürlenmiş bir tür hücre ya da farklı dokular arasındaki arayüzleri yeniden oluşturmak için gözenekli membranlar üzerinde kültürlenmiş farklı hücre tipleri. Hasta kaynaklı hücrelerle birleştirilen mikroakışkan bazlı organoidler, fare ve insan hastalığı modelleri arasındaki büyük tür farkını köprüleme ve hastalık mekanizması araştırması ve ilaç keşfi için geleneksel 2D hücre kültürünün dezavantajlarının üstesinden gelme konusunda benzersiz bir avantaja sahiptir. Son birkaç yılda mikroakışkanların hızlı bir şekilde gelişmesiyle birlikte, araştırmacılar kompleks in vivo biyolojik parametreleri kopyalayan in vitro çip üzerinde organ (OOC) modellerinin yararlılığını fark etmişlerdir8. Bu mikroakışkan organoidler, siklik gerinim, kesme gerilmesi ve sıvı basıncı gibi in vitro biyomekanik ortamları simüle ederek üç boyutlu (3B) bir hücre kültürü ortamı sağlar. Bugüne kadar, akciğer9, böbrek 10, karaciğer 11, bağırsak12 ve kalp13 gibi organlarda biyomekanik uyaranları simüle etmek için çeşitli OOC modelleri kurulmuştur, ancak bunlar insan aort hastalığının incelenmesine yaygın olarak uygulanmamıştır.

Bu çalışmada, TAAD hasta kaynaklı primer HASMC'lere uygulanan biyomimetik mekanik kuvvetleri ve ritimleri kontrol edebilen bir insan aort düz kas hücre organı-on-a-chip (HASMC-OOC) modeli sunulmuştur. Çip, kanallarla kazınmış üç katmanlı kalın polidimetilsiloksan (PDMS) plakalarından ve ticarileştirilmiş iki yüksek esnekliğe sahip PDMS membranından oluşur. HASMC'ler PDMS membranları üzerinde kültürlenir. Çipin ortasındaki kanal, hücre kültürü için bir kültür ortamı ile doldurulur. Çipin üst ve alt kanalları, PDMS membranlarının mekanik çekme geriniminin ritmini ve frekansını kontrol edebilen bir vakum basıncı besleme sistemine bağlanır. HASMC'lerin yaşadığı ritmik gerinim, HASMC-OOC'de simüle edilebilir ve geleneksel 2D kültür sistemleriyle işlevsel olarak elde edilemeyen doku veya organın biyomekanik mikro ortamını çoğaltır. Yüksek çözünürlüklü, gerçek zamanlı görüntüleme ve biyomekanik mikroçevre avantajı ile canlı hücrelerin biyokimyasal, genetik ve metabolik aktiviteleri doku gelişimi, organ fizyolojisi, hastalık etiyolojisi, moleküler mekanizmalar ve biyobelirteç tanımlama, kardiyovasküler hastalık ve aort hastalığı açısından incelenebilir. Dokuya özgü ve hasta hücreleri ile birleştirilen bu sistem, ilaç taraması, kişiselleştirilmiş tıp ve toksisite testi için kullanılabilir. Bu HASMC-OOC modeli, aort hastalığının patogenezini incelemek için yeni bir in vitro platform sunmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

İnsan aort örnekleri, Zhongshan Hastanesi, Fudan Üniversitesi Etik Komitesi'nin onayı altında birincil HASMC izolasyonu için kullanılmıştır (NO. B2020-158). Fudan Üniversitesi, Zhongshan Hastanesi'nde asendan aort cerrahisi geçiren hastalardan aort örnekleri toplandı. Katılım öncesinde tüm hastalardan yazılı bilgilendirilmiş onam alındı.

1. Birincil insan aort düz kas hücresi izolasyonu

  1. Yükselen aortun sağ lateral bölgesini steril PBS, 1x-2x ile yıkayın.
  2. Dokunun intima ve adventitia katmanlarını iki oftalmik forseps ile çıkarın ve hücreleri toplamak için medya tabakasını koruyun.
  3. Medya tabakasını 10 cm'lik bir kültür kabına yerleştirin ve makasla küçük parçalara (2-3 mm) kesin. % 10 FBS ve% 1 penisilin-streptomisin içeren 5 mL düz kas hücre kültürü ortamı (SMCM) ekleyin.
  4. Küçük dokuyu steril bir damlalıkla kültür şişesine taşıyın ve dokuyu eşit şekilde yayın. Kültür ortamını mümkün olduğunca atın, ardından şişeyi baş aşağı çevirin.
  5. Ters çevrilmiş kültür şişesine 2 mL SMCM ekleyin ve 1-2 saat boyunca 37 ° C'de inkübatöre (% 5 CO 2) yerleştirin, ardından yavaşça sağa doğru çevirin ve2 mL SMCM daha ekleyin.
  6. 5-7 günlük inkübasyondan sonra, SMCM'yi 4 mL taze SMCM ile değiştirin. Genel olarak, sporadik düz kas hücreleri yaklaşık 2 hafta içinde dışarı çıkar.
  7. SMCM'yi yavaşça atın ve ortamı değiştirirken yavaşça ekleyin. Bir mikroskop istasyonuna giderken kültür şişesini yavaşça taşıyın; aksi takdirde, dokular yüzer ve hücreler yavaşça büyür.
  8. Hücreler yaklaşık% 80 akıcılığa ulaştığında, 2 mL PBS ile yıkayın, 2 mL% 0.25 tripsin ile sindirin ve bunları 4 mL taze SMCM ile iki yeni kültür şişesine bölün.
  9. Düz kas hücreleri için dört farklı spesifik belirtecin immünofloresan analizi yoluyla hücreleri tanımlayın (CNN1, SM22)14.

2. PDMS çipinin hazırlanması

  1. PDMS'yi polimerize etmek için, baza (A bileşeni) A: B = 10: 1 w / w ağırlık oranında kürleme maddesi (B bileşeni) ekleyin ve kompleksi 5 dakika boyunca tamamen karıştırın; hacim çalışmanın ihtiyacına bağlıdır.
  2. Hazırlanan PDMS jelini 30-60 dakika boyunca bir vakum ekstraksiyon tankına yerleştirin ve basıncı -0,8 mPa'nın altında tutun.
    NOT: Yüksek basınç, PDMS jeli içindeki küçük kabarcıkların yetersiz ekstraksiyonuna yol açacak ve bu da talaş üretiminin bir sonraki adımını etkileyecektir.
  3. Bilgisayar destekli tasarım (CAD) yazılımını kullanarak, kalıbı 100 mm × 40 mm × 8 mm dış çerçeve yapısı ve 70 mm × 6 mm × 4 mm kanal ile tasarlayın.
  4. Özel, yüksek hassasiyetli bir bilgisayar sayısal kontrol gravür makinesi kullanarak üç katmanın kalıplarını yapın. Polimetil metakrilat (PMMA) plakaları kullanarak kalıpların ve mikro kanalların çerçevesini oyun ve ardından bunları başka bir PMMA plakasına yapıştırın.
  5. Hazırlanan PDMS jelini 100 mm × 40 mm × 6 mm dış çerçeveye ve 70 mm × 6 mm × 4 mm kanala sahip bir kalıba dökün ve ardından 1-2 saat boyunca 70 °C'de çapraz bağlayın.
  6. Çapraz bağlı PDMS plakalarını kalıptan çıkarın ve ticarileştirilmiş PDMS membranlarını 100 mm × 40 mm kesitler halinde kesin.
  7. PDMS yüzey aktivasyonu için hazırlanan üç PDMS levhasını ve iki PDMS membranını 5 dakika boyunca oksijen plazma ile tedavi edin. Aşağıdaki özel ayarları uygulayın: proses gazı olarak oda havası; basınç -100 kPa'ya ayarlanmış; akım 180--200 Ma olarak ayarlanmış; voltaj 200 V'a ayarlanmış; işlem süresi 5 dakikaya kadardır.
  8. PDMS çipi üzerindeki hava ve orta mikro kanalların giriş ve çıkışını yapmak için 1 mm'lik bir delik delici kullanarak üç PDMS plakası üzerindeki delikleri delin.
  9. Üç PDMS levhayı ve iki PDMS membranını sırayla birbirine bağlayın: hava kanalı PDMS levha (üst katman) - PDMS membran - orta kanallı PDMS levha (orta katman) - PDMS membran - hava kanalı PDMS levha (alt katman). Hava mikro kanallarını orta mikrokanallarla tamamen üst üste bindirmek için bu adımı stereoskopik mikroskop altında 4x'te gerçekleştirin.
  10. Monte edilen PDMS çipini 1 saat boyunca 70 °C'lik bir inkübatöre yerleştirin.
  11. Birkaç adet 1 mm iç çap ve 3 cm uzunluğunda lateks hortum hazırlayın. Hazırlanan hortumun bir ucuna 1 mm dış çap ve 1 cm uzunluğunda paslanmaz çelik bir iğne yerleştirin ve ardından PDMS çipinin havasına ve orta mikro kanallarına bağlı tüpü oluşturmak için hortumun diğer ucuna bir Luer yerleştirin.
  12. Hazırlanan tüpleri PDMS çipi üzerindeki hava ve orta mikro kanalların çıkışlarına ve girişlerine yerleştirin.

3. PDMS çip yüzey işleme ve sterilizasyon

  1. 2 mL'lik bir şırınga kullanarak PDMS çipinin orta mikro kanalına 2 mL 80 mg/mL fare kolajeni enjekte edin ve 30 dakika boyunca oda sıcaklığında inkübe edin.
  2. Kuluçkadan sonra, kollajeni kanaldan çıkarın ve 2 mL'lik bir şırınga ile hatırlayın. Kollajen kaplı PDMS yongalarını gece boyunca 60 °C'lik bir inkübatöre yerleştirin.
  3. PDMS yongalarını UV sterilizatörüne 1 saatten fazla yerleştirin. Sterilize edilmiş PDMS çiplerini, hücre deneyine hazırlık olarak ultra temiz bir tezgaha yerleştirin.

4. PDMS çipi üzerinde hücre tohumlama ve hücre germe işlemi

  1. Kültür 4 x 1037 ° C'de% 5 CO2 inkübatöründe% 2 fetal sığır serumu (FBS) ve% 1 penisilin-streptomisin içeren düz kas hücresi ortamı (SMCM) kullanan hastalardan 5 primer insan düz kas hücresi hücresi hücresi (HASMC'ler).
  2. HASMC yoğunluğu% 80'e ulaştığında, SMCM'yi atın ve hücreleri 2 mL PBS ile yıkayın.
  3. Hücreleri 2 dakika boyunca 1 mL% 0.25 tripsin kullanarak ve 5 dakika boyunca 100 x g'de santrifüj kullanarak sindirin. Süpernatantı çıkarın ve hücre peletini 1 mL taze SMCM'de yeniden askıya alın. Hücreleri 10 cm'lik bir kültür kabı üzerinde kültürlemek için 8 mL SMCM kullanın.
  4. Bir sitometre kullanarak hücre sayısını hesaplayın ve hücreleri 2 x 105 hücre / mL'lik son konsantrasyonda kullanın.
  5. Kollajen kaplı ve sterilize edilmiş PDMS çip ortamı mikro kanalına yavaşça 2 mL PBS dökün ve daha sonra 2 mL'lik bir şırınga kullanarak atın.
  6. 2 mL'lik bir şırınga kullanarak PDMS çipinin orta mikrokanalına toplam 2 mL 2 x 105 hücre/mL HASMC süspansiyonunu yavaşça dökün. Ardından, PDMS yongasının giriş ve çıkışındaki Luer'i kapatın. PDMS çipini 1 gün boyunca 37 °C'de bir inkübatöre (%5 CO2) yerleştirin.
  7. Hücreler PDMS çipindeki PDMS membranına bağlandıktan sonra, yaklaşık 24 saat sonra, PDMS çipi üzerindeki hava mikrokanalının çıkışını vakum kontrol sistemine bağlayın. Hücre bağlandığında, mikroskop altında, asılı yuvarlak hücrelerle tezat oluşturan uzun, normal bir hücresel form görülebilir.
  8. Solenoid valfi ve vakum pompasını açın. Vakum regülatörünü açın ve basınç seviyesini 7,18 ±% 0,44 gerinim için 10 kPa'ya ve 17,28 ±% 0,91 gerinim için 15 kPa'ya ayarlayın.
  9. Kontrol sisteminin parametreleri ayarlandıktan sonra, PDMS yongalarını 37 ° C'de bir inkübatöre (% 5 CO2) yerleştirin ve 24 saat boyunca gerin.

5. Mekanik kontrol sisteminin hazırlanması

  1. Birkaç solenoid valf, vakum filtreleri, vakum regülatörleri, bir vakum pompası, bir peristaltik pompa ve solenoid valfi kontrol eden programlanabilir bir mantık kontrolörü (PLC) hazırlayın.
  2. PLC kontrolörünü programlayın ve açma/kapama zaman aralığını 1 Hz'e ayarlayın.
  3. Vakum pompasının girişini vakum filtrelerine bağlayın ve ardından vakum filtrelerinin çıkışını vakum regülatörlerine bağlayın. Vakum regülatörlerinin çıkışını solenoid valflere bağlayın ve son olarak, solenoid valflerin çıkışını PDMS yongalarının hava mikrokanallarının çıkışlarına bağlayın.
  4. Kültür ortamı değişimi ve ilaç kullanımı için peristaltik pompanın çıkışını PDMS çipinin orta mikrokanalının girişine ve peristaltik pompanın girişini orta mikrokanal PDMS çipinin çıkışına bağlayın.
  5. Gerinimin genliğini regülatör tarafından ve gerinim frekansını mikrodenetleyici ile ayarlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

HASMC-OOC modeli, bir vakum kontrol sistemi, bir dolaşım sistemi ve PDMS yongalarından ve HASMC-OOC modelinin şematik tasarımından oluşur (Şekil 1). Vakum kontrol sistemi bir vakum pompası, solenoid valfler ve bir PLC kontrolöründen oluşur. Dolaşım sistemi olarak hareket etmek için, hücre kültürü ortamını yenilemek ve ilaç eklemek için peristaltik bir pompa kullanıldı. PDMS çipi, hücre büyümesi için iki vakum odasından ve SMCM ile doldurulmuş bir orta odadan oluşuyordu. Talaş yapısının tasar...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Mikroakışkan teknolojisinin hızla gelişmesiyle birlikte, biyoloji, tıp ve farmakoloji uygulamaları için son yıllarda bir veya daha fazla organın biyolojik fonksiyonunu ve yapısını in vitro olarak kopyalayabilen OOC modelleri ortaya çıkmıştır15. OOC, hastalık mekanizmalarını araştırmak ve klinik öncesi ilaç translasyonunu teşvik etmek için gerekli olan insan fizyolojik mikro çevresinin temel işlevlerini simüle edebilir 8,16. OOC ha...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, bu çalışmanın Şanghay Belediyesi Bilim ve Teknoloji Komisyonu (20ZR1411700), Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (81771971) ve Şanghay Yelken Programı (22YF1406600) tarafından desteklendiğini kabul etmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 4 paraformaldehitBeyotimeP0099-100mlHücre immobilizasyonu için kullanılır
Alexa Fluor 350 etiketli Keçi Anti-Tavşan IgGBeyotimeA0408İmmün boyama için kullanılan antikorlar
Sığır serum albüminiBeyotimeST025-20g
Kalsiyum / PIInvitrogenL3224
Hücre kültürü şişesi ve nbsp;Corning430639
CNN1Abcam Ab46794
Ticari esnek
PDMS membran		Hangzhou Kel Gelişmiş MalzemelerKYQ-200
F-aktinInvitrogenR415
FBSSigmaM8318
HortumlarRunze Fluid964101 mm iç çap; 3 mm dış çap; 1 mm et kalınlığı; Resmi web sitesi adresi: https://www.runzefluidsystem.com
İnsan aort pürüzsüz
kas hücresi hattı CRL1999		ATCCLot Numarası: 70019189
Image JImagej.net/fiji/downloadsÜcretsiz indirin:Floresan yoğunluğunu tanımlamak için kullanılan https://fiji.sc Görüntüleme platformu
İnkübatörThermo Fisher ScientificSıcaklığın,
nemin ve ışığa maruz kalmanın
boyunca
deney boyunca tamamen aynı olmasını sağlar.
LuerRunze FluidRH-M016Resmi web sitesi adresi: https://www.runzefluidsystem.com.
MikroskopOlympus
fare kollajenSigmaC7661
Oksijen plazması Changzhou Hongming AletiHM-Plasma5L
Pasteur pipetiBiologix30-0138A1
PBSBeyotimeC0221A
Pen-StrepSigmaP4458-100mlKültür sırasında hücrelerin bakteriyel
kontaminasyonunu önlemek için kullanılan antibiyodikler.
peristaltik pompaKamoerF01A-STP-B046
Petri kabıCorning430167
PLC kontrolörüZhejiang Jun Teng (BenT) CNC fabrikasıBR010-11T8X2MAyrıntılı program ayarı ekte bulunabilir. Resmi web sitesi adresi: files.http://www.btcnc.net
polidimetilsiloksan (PDMS)Dow CorningSylgard 184
SM22Abcam ab14106
SMCMScienCellCat 1101
solenoid valfSMC (Çin)VQZ300
ŞırıngaBecton,Dickinson and Company300841
Triton-X 100BeyotimeST795Hücre zarlarına nüfuz etmek için
TrizolInvitrogen10296010RNA ekstraksiyonu tripsin için kullanılır
Sigma15400054
vakum filtresiSMC (Çin)ZFC5-6Resmi web sitesi adresi: https://www.smc.com.cn
vakum pompasıKamoerKVP15-KL-S
vakum regülatörüAirTACGVR-200-06
Primers
Primer Adıİleri (5' ila 3')Ters (5' - 3')
SM22CCGTGGAGATCCCAACTGGCCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1CTCCATTGACTCGAACGACTCCAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA

Kaynaklar

  1. Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
  2. van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
  3. Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
  4. Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
  5. Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
  6. Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902(2018).
  7. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
  8. Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
  9. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  10. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
  11. Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
  12. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  13. Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
  14. Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
  15. Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
  16. Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
  17. Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705(2021).
  18. Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301(2017).
  19. Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021(2017).
  20. Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
  21. Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
  22. Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
  23. Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
  24. Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310(2021).
  25. Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
  26. Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

D z Kas H creleriAortik Biyomekanik Gerinimnsan Aort ModeliMikroak kan TekniklerPDMS ipSiklik Gerinimmm nofloresan AnalizH cre MorfolojisiTorasik Aort Anevrizmas
Aort Duvarındaki Biyomekanik Suşu Özetlemek İçin İnsan Aort Düz Kas Hücresi Organ-On-A-Chip Modelinin Yapımı
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.