Method Article

Çok Hücreli Organizmaların Yüksek Verimli Bir Mikroakışkan Sıkıştırma Sistemi Aracılığıyla Mekanostimülasyonu

DOI:

10.3791/64281

⸱

December 23rd, 2022

 ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, Carnegie Mellon University, 2Department of Biological Sciences, Carnegie Mellon University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mevcut protokol, yüzlerce Drosophila melanogaster embriyosunu minimum kullanıcı müdahalesiyle hizalayabilen, hareketsiz hale getirebilen ve hassas bir şekilde sıkıştırabilen mikroakışkan bir sistemin tasarımını, üretimini ve karakterizasyonunu açıklamaktadır. Bu sistem, stimülasyon sonrası analiz için numunelerin yüksek çözünürlüklü görüntülenmesini ve geri kazanılmasını sağlar ve diğer çok hücreli biyolojik sistemlere uyum sağlayacak şekilde ölçeklendirilebilir.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Embriyogenez sırasında, koordineli hücre hareketi, gen ekspresyonunu ve aktivitesini düzenleyen mekanik kuvvetler üretir. Bu süreci incelemek için, tüm embriyoları mekanik olarak uyarmak için aspirasyon veya örtü slip sıkıştırma gibi araçlar kullanılmıştır. Bu yaklaşımlar, kesin olmadıkları, manuel kullanım gerektirdikleri ve aynı anda sadece birkaç embriyoyu işleyebildikleri için deneysel tasarımı sınırlar. Mikroakışkan sistemler, verimi ve hassasiyeti artırırken bu tür deneysel görevleri otomatikleştirmek için büyük potansiyele sahiptir. Bu makalede, tüm Drosophila melanogaster (meyve sineği) embriyolarını hassas bir şekilde sıkıştırmak için geliştirilen mikroakışkan bir sistem açıklanmaktadır. Bu sistem, pnömatik olarak çalıştırılan deforme edilebilir yan duvarlara sahip mikro kanallara sahiptir ve embriyo hizalaması, immobilizasyon, sıkıştırma ve stimülasyon sonrası toplanmasını sağlar. Bu mikro kanalları yedi şeride paralel hale getirerek, aynı anda yüzlerce Drosophila embriyosuna sabit veya dinamik sıkıştırma desenleri uygulanabilir. Bu sistemin bir cam kapak parçası üzerinde imal edilmesi, numunelerin yüksek çözünürlüklü mikroskoplarla eşzamanlı mekanik stimülasyonunu ve görüntülenmesini kolaylaştırır. Dahası, PDMS gibi biyouyumlu malzemelerin kullanımı ve sistemden sıvı akıtma yeteneği, bu cihazı medyaya bağımlı numunelerle uzun süreli deneyler yapabilmektedir. Bu yaklaşım aynı zamanda numuneleri mekanik olarak geren manuel montaj gereksinimini de ortadan kaldırır. Ayrıca, mikrokanallardan hızlı bir şekilde numune toplama yeteneği, geleneksel mekanik stimülasyon yaklaşımları kullanılarak elde edilemeyen büyük örneklem sayıları gerektiren -omik testler de dahil olmak üzere stimülasyon sonrası analizlere olanak tanır. Bu sistemin geometrisi, farklı biyolojik sistemlere kolayca ölçeklenebilir ve çok sayıda alanın, yüksek numune verimi, mekanik stimülasyon veya immobilizasyon ve otomatik hizalama dahil olmak üzere burada açıklanan işlevsel özelliklerden yararlanmasını sağlar.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Canlı sistemler, yaşamları boyunca çeşitli mekanik girdileri sürekli olarak deneyimlemekte ve bunlara yanıt vermektedir1. Mekanotransdüksiyon, gelişimsel bozukluklar, kas ve kemik kaybı ve mekanik ortamdan doğrudan veya dolaylı olarak etkilenen sinyal yolları yoluyla nöropatolojiler dahil olmak üzere birçok hastalıkla ilişkilendirilmiştir2. Bununla birlikte, mekanosensitif sinyal yolakları4'te mekanik stimülasyon3 ile düzenlenen genler ve proteinler büyük ölçüde bilinmemektedir5, mekanik düzenleme mekanizmalarının aydınlatılmasını ve patolojik mekanotransdüksiyonla ilişkili hastalıklar için moleküler hedeflerin belirlenmesini engellemektedir 6,7 . Mekanobiyoloji çalışmalarının ilgili fizyolojik süreçlere yansıtılmasında sınırlayıcı bir faktör, bozulmamış çok hücreli organizmalar yerine geleneksel kültür çanaklarına sahip bireysel hücrelerin kullanılmasıdır. Drosophila melanogaster (meyve sineği) gibi model organizmalar, hayvan gelişiminde rol oynayan genlerin, sinyal yollarının ve proteinlerin anlaşılmasına büyük katkıda bulunmuştur 8,9,10. Bununla birlikte, mekanobiyoloji araştırmalarında Drosophila ve diğer çok hücreli model organizmaların kullanılması, deneysel araçlarla ilgili zorluklarla engellenmiştir. Çeşitli uyaranları hazırlamak, sıralamak, görüntülemek veya uygulamak için kullanılan geleneksel teknikler çoğunlukla manuel manipülasyon gerektirir; Bu yaklaşımlar zaman alıcıdır, uzmanlık gerektirir, değişkenlik getirir ve deneysel tasarımı ve örneklem büyüklüğünü sınırlar11. Son mikroteknolojik gelişmeler, çok yüksek verim ve yüksek kontrollü deneysel parametrelere sahip yeni biyolojik tahlillerin etkinleştirilmesi için harika bir kaynaktır12,13,14.

Bu makalede, yüzlerce Drosophila embriyosuna tek eksenli sıkıştırma şeklinde mekanik stimülasyonu hizalamak, hareketsiz hale getirmek ve hassas bir şekilde uygulamak için geliştirilmiş bir mikroakışkan cihazın geliştirilmesi anlatılmaktadır15 (Şekil 1). Mikroakışkan sistemin bir cam kapak kayışı ile entegrasyonu, stimülasyon sırasında numunelerin yüksek çözünürlüklü konfokal görüntülenmesini sağladı. Mikroakışkan cihaz ayrıca -omik tahlillerin çalıştırılması için stimülasyondan sonra embriyoların hızlı bir şekilde toplanmasını sağladı (Şekil 2). Bu cihazın tasarım hususlarının yanı sıra yumuşak litografi ve deneysel karakterizasyon kullanılarak yapılan imalatın açıklamaları burada açıklanmaktadır. Böyle bir cihazın silikon gofret kalıbını yapmak, yüksek en-boy oranlı (AR) hendeklere (AR >5) sahip geniş alanlar üzerinde kalın fotodirencin (kalınlık >200 μm) düzgün bir kaplamasını gerektirdiğinden, bu yöntem geleneksel fotolitografik kalıp imalat protokolünü önemli ölçüde değiştirdi. Bu şekilde, bu yöntem fotodirencin taşınmasını, yapışmasını, kaplanmasını, desenlenmesini ve geliştirilmesini kolaylaştırdı. Ek olarak, potansiyel tuzaklar ve çözümleri tartışılmaktadır. Son olarak, bu tasarım ve üretim stratejisinin çok yönlülüğü, Drosophila yumurta odaları ve beyin organoidleri16 gibi diğer çok hücreli sistemler kullanılarak gösterilmiştir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Silikon gofret kalıbının hazırlanması

  1. Silikon gofreti (bakınız Malzeme Tablosu) önce asetonla, sonra izopropil alkolle (IPA) temizleyin.
  2. Silikon gofreti, dehidrasyon fırını için 30 dakika boyunca 250 °C'lik bir sıcak plakaya yerleştirin (Şekil 3A).
  3. Silikon gofreti buhar asal fırında hekzametildiilazan (HDMS) ile kaplayın (bkz. Malzeme Tablosu) (proses sıcaklığı: 150 °C, proses basıncı: 2 Torr, işlem süresi: 5 dakika, HDMS hacmi: 5 μL) (Şekil 3B).
  4. Viskozitesini azaltmak için bir şişe SU-8 2100 fotorezistini ( Malzeme Tablosuna bakınız) 60 °C'lik bir fırında 15 dakika bekletin.
    NOT: Fırında ısıtıldıktan sonra, fotodirencin viskozitesi azalır. Alçaltılmış viskoziteye sahip fotodirençler daha kolay işlenebilir ve gofret üzerine daha doğru bir şekilde dökülebilir.
  5. Silikon gofreti 60 °C'lik bir sıcak plakaya yerleştirin ve fotodirenç yüzeyin çoğunu kaplayana kadar gofretin her bir inç için ısıtılmış fotodirencin 1 mL'sini dökün (Şekil 3C).
  6. Fotodirenç kaplı silikon gofreti bir spin kaplayıcıya aktarın (bkz.
  7. Ön spini önce 30 s için 250 rpm'de, daha sonra her ikisi de 100 rpm/s ivmelenme ile başka bir 30 s için 350 rpm'de uygulayın (Şekil 3D).
  8. Fazla fotodirenci silikon gofretin kenarlarından temiz oda çubuğu kullanarak çıkarın.
  9. Önce 100 rpm/s ivmelenme ile 15 s için 500 rpm'de, daha sonra 300 rpm/s ivmelenme ile 30 s için 1450 rpm'de bir spin uygulayın (Şekil 3E).
  10. Kenar boncuğunu temiz oda çubuğuyla çıkarın.
  11. Silikon gofreti 50 °C'lik bir sıcak plakaya yerleştirin ve kusurları gidermek ve düzgün kaplamayı teşvik etmek için gofret üzerine aseton püskürtün (Şekil 3F).
  12. Sıcak plakanın sıcaklığını 2 ° C / dak oranında yavaşça 95 ° C'ye yükseltin.
  13. Silikon gofreti 95 °C'de 50 dakika boyunca yumuşak bir şekilde pişirin (Şekil 3G).
  14. Sıcak plakayı oda sıcaklığına 2°C/dak hızında yavaşça soğutun.
  15. Silikon gofreti bir maske hizalayıcısına yerleştirin ( Malzeme Tablosuna bakın) ve fotomaskeyi üzerine yerleştirin (fotomaske geometrisi için lütfen Ek Şekil 1'e bakın).
  16. Silikon gofreti, temas maskesi hizalayıcısını kullanarak fotomaske aracılığıyla 350 mJ/cm2 UV ışığına (10 s için 35 mW/cm2 ) maruz bırakın (Şekil 3H).
  17. Gofreti 5 dakika boyunca 50 ° C'de, 65 ° C'de 5 dakika daha ve son olarak 80 ° C'de 20 dakika daha sıcak bir plakaya yerleştirerek silikon gofret üzerine ardışık pozlama sonrası fırınlar uygulayın (Şekil 3I).
  18. Silikon gofreti 2 °C/dak oranında oda sıcaklığına yavaşça soğutun.
  19. Bir beherin içine silikon gofretten biraz daha küçük çaplı manyetik bir karıştırıcı yerleştirin. Silikon gofreti baş aşağı çevirin ve kabın üzerine yerleştirin.
  20. Beheri daha büyük başka bir kabın içine yerleştirin ve daha büyük beheri yeni bir geliştirici çözümüyle doldurun (bkz. Silikon gofreti, karıştırıcı açıkken 30 dakika boyunca geliştiriciye batırılmış halde bırakın (Şekil 3J).
  21. Silikon gofreti, 40 kHz'de 1 saat boyunca taze geliştirici ile doldurulmuş bir ultrasonik banyo sonikatörüne aktarın (Şekil 3K).
  22. Son silikon gofret kalıbını elde etmek için silikon gofreti bir IPA çözeltisi ile iyice yıkayın (Şekil 3L).

2. Mikroakışkan çipin imalatı

  1. Silikon gofret kalıbını, yakındaki küçük bir tartım teknesinde 10 damla (~ 500 μL) Trikloro (1H, 1H, 2H, 2H-perflorooktil) silan (PFOCTS, Malzeme Tablosuna bakınız) ile birlikte bir kurutucuya yerleştirin.
  2. Kurutucuyu 30 dakika boyunca yaklaşık 200 Torr'da bir vakum pompasına bağlayın.
  3. Kurutucu vanayı kapatın ve PFOCTS kaplama için vakum pompasını gece boyunca ayırın.
  4. PDMS bazını kürleme maddesi ile karıştırarak önceden kürlenmiş polidimetilsiloksan (PDMS) çözeltisini hazırlayın (bkz.
  5. Karışımı bir santrifüje yerleştirerek gazdan arındırın (oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 500 x g).
    NOT: Bu santrifüjleme, kabarcıkların üst yüzeye geçmesine ve sonuç olarak kısa sürede çıkarılmasına izin verir.
  6. Gazdan arındırılmış PDMS çözeltisini silikon gofret kalıbına dökün.
  7. Kalıp yüzeyinde sıkışmış hava kabarcıklarını gidermek için tekrar gazdan arındırın.
  8. PDMS'yi 60 °C'lik bir fırında 1 saat 50 dakika kürleyin (Şekil 3M).
  9. Mikroakışkan çip geometrisine karşılık gelen kürlenmiş PDMS bölgesinin sınırlarını kesmek için bir neşter kullanın (Şekil 3N).
  10. PDMS parçasını soyun ve bir kesme paspası üzerine baş aşağı yerleştirin.
  11. PDMS parçasını son şekline kesmek için bir tıraş bıçağı kullanın (Şekil 3O).
  12. PDMS üzerindeki giriş ve çıkış deliklerini biyopsi zımbalama (bkz. Malzeme Tablosu) veya künt uçlu bir iğne (Şekil 3P) kullanarak delin.
    1. Embriyo giriş deliği için 4 mm çapında bir zımba kullanın.
    2. Embriyo çıkış delikleri için 1,3 mm çapında bir zımba kullanın.
    3. Gaz giriş deliği için 2 mm'lik bir zımba kullanın.
  13. PDMS'nin desenli yüzeyinde kalabilecek partikülleri çıkarmak için bir parça viski bandı kullanın.
  14. 24 mm x 60 mm dikdörtgen cam sürgüyü önce asetonla, sonra IPA ile temizleyin.
  15. Cam yüzeyi, filtrelenmiş bir hava kaynağına bağlı bir hava tabancasıyla kurulayın.
  16. Cam kızağa 2 saat boyunca 250 °C'lik bir sıcak plakaya yerleştirerek bir dehidrasyon fırını uygulayın (Şekil 3Q).
  17. Yüzey kontaminasyonunu önlemek için cam sürgüyü bir beherle örtün.
  18. PDMS'yi desenli tarafı yukarı bakacak şekilde yerleştirin ve kurutulmuş cam bir plazma temizleyiciye kayar (bkz.
  19. PDMS'yi ve cam kaydırağı 30 saniye boyunca 18 W'ta oksijen plazması ile tedavi edin.
  20. PDMS'yi, kovalent yapıştırma yoluyla mikrokanalları kapatmak için desenli yüzeyi cam slayda bakacak şekilde cam slaytın üzerine yerleştirin (Şekil 3R).
  21. Tam konformasyonel temas sağlamak üzere PDMS parçasını cam kızağa nazikçe itmek için cımbız kullanın.
  22. Yapıştırmanın son gücüne ulaşmasını sağlamak için tamamlanmış mikroakışkan çipi gece boyunca oda sıcaklığında saklayın.

3. Meyve sineği embriyolarının hazırlanması

  1. Oregon-R yetişkin sineklerinin elma suyu agar plakalarına (% 1.5 agar,% 25 elma suyu,% 2.5 sakaroz) yumurta bırakmasına izin verin ve verilen deney için yumurtlamadan sonra plakaları istenen gelişim zamanında toplayın.
    NOT: Mevcut deneyler için, plakalar hücreselleştirme aşaması17'deki embriyoları hazırlamak ve sıralamak için 140 dakikada toplanmıştır.
  2. Agar'ı embriyo yumurta yıkama ile doldurun (0.12 M NaCl,% 0.04 Triton-X 100) ve embriyoları agardan çıkarmak için bir boya fırçasıyla hafifçe çalkalayın.
  3. Embriyoları, ara sıra karıştırarak, 90 s için% 50'lik bir ağartıcı çözeltisine aktarın. Embriyoları bir doku eleğinden süzün ve ağartıcı çözeltisini suyla iyice yıkayın.
  4. Embriyoları, embriyoları tamamen örtmek için yeterli embriyo yumurta yıkama ile 90 mm'lik bir cam Petri kabına aktarın.
  5. Embriyoları diseksiyon mikroskobunda transillumination ile inceleyin ve mikroakışkan cihaza yüklenmek üzere istenen gelişim aşamasındaki embriyoları seçin.
    NOT: Bu uygulamada hücreselleştirme aşamasındaki embriyolar seçilmiştir. Doğru gelişim aşaması seçiminin nasıl sağlanacağına dair ayrıntılı açıklamalar, Drosophila17 için laboratuvar el kitabında bulunabilir.

4. Mikroakışkan çip kullanılarak meyve sineği embriyolarına mekanik stimülasyon uygulanması

  1. Yedi embriyo mikrokanalının tümünü, ana embriyo giriş portundan 0.4 μm filtrelenmiş IPA ile doldurarak astarlayın.
  2. IPA'yı 0,4 μm filtrelenmiş deiyonize (DI) su ile değiştirin.
  3. DI suyunu embriyo yumurta yıkama çözeltisi ile değiştirin.
  4. Bir cam pipet kullanarak cam Petri kabından yaklaşık 100 önceden seçilmiş embriyo toplayın.
  5. Embriyoları embriyo giriş portuna pipetle yerleştirin (Şekil 4A).
  6. Embriyo mikrokanallarını açmak için taşınabilir bir vakum pompası kullanarak gaz girişine yaklaşık 3 PSI negatif basınç (yani vakum) uygulayın.
  7. Embriyoların otomatik olarak hizalanması ve embriyo mikrokanallarına yerleşmesi için mikroakışkan çipi aşağı doğru eğin (Şekil 4B).
  8. Embriyo mikrokanal girişleri aynı anda giren birden fazla embriyo tarafından tıkanırsa, tıkanmayı temizlemek için mikroakışkan çipi yukarı ve sonra tekrar aşağı doğru eğin.
  9. Gerekli verime dayanarak, embriyo mikrokanallarına 300 kadar embriyo sokuldu.
  10. Embriyo yüklemesi tamamlandıktan sonra, embriyoları hareketsiz hale getirmek için vakumu çıkarın.
  11. Mikroakışkan çipi yatay konuma geri eğin (Şekil 4C).
  12. 3 PSI sıkıştırma uygulamak için gaz girişine bir basınç göstergesi ile taşınabilir bir pozitif basınç kaynağı (bkz. Malzeme Tablosu) bağlayın (Şekil 4D).
  13. Tutarlı bir sıkıştırma seviyesinin uygulandığından emin olmak için basınç göstergesini sürekli kontrol edin.
  14. Mekanik olarak uyarılan embriyolar üzerinde canlı görüntüleme deneyleri yapılacaksa, mikroakışkan çipi, basınç kaynağına bağlı gaz girişi ile standart bir mikroskop sahne cam slayt tutucusuna yerleştirin.
  15. Sıkıştırma deneyi tamamlandıktan sonra, embriyolar aşağı akış analizi için toplanabilir. Bunu yapmak için, önce embriyoları serbest bırakmak için vakumu gaz girişine uygulayın.
  16. Ardından, embriyoların embriyo giriş portuna doğru hareket etmesi için mikroakışkan çipi yukarı doğru eğin (Şekil 4E).
  17. Bir cam pipet kullanarak embriyoları mikroakışkan çipten toplayın.
    NOT: Toplandıktan sonra, sıkıştırmanın embriyonik gelişim ve canlılık üzerindeki etkileri, meyve sineklerinin yetişkinliğe kadar büyütülmesiyle araştırılabilir. Mikroakışkan cihazın yüksek verimli işleme kapasitesi, embriyoların çok sayıda numune gerektiren aşağı akış omik tabanlı tahlillerde kullanılmasını da sağlar (Şekil 2).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikroakışkan sistem, deforme olabilen PDMS yan duvarları ile ayrılmış iki alt bölmeye ayrılmıştır. İlk bölme, Drosophila embriyolarının tanıtıldığı, otomatik olarak hizalandığı, sıralandığı ve sıkıştırıldığı sıvı sistemdir. İkinci bölme, sıkıştırma kanallarının her iki tarafındaki gaz basıncının, sıkıştırma kanallarının etkin genişliğini hassas bir şekilde kontrol etmek için çıkmaz mikro kanallar aracılığıyla kontrol edildiği bir gaz sistemidir. Mikroakışkan cihaz, mikroakışkan cihazın ilgili boyutları ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Makale, yüzlerce Drosophila embriyosuna mekanik stimülasyonu otomatik olarak hizalamak, hareketsiz hale getirmek ve hassas bir şekilde uygulamak için mikroakışkan bir cihazın geliştirilmesini açıklamaktadır. Mikroakışkan sistemin ince bir cam kapak kayması ile entegrasyonu, stimülasyon sırasında embriyoların yüksek çözünürlüklü konfokal mikroskopi ile görüntülenmesini sağlamıştır. Mikroakışkan cihaz ayrıca, aşağı akış biyolojik tahlillerinin çalıştırılması için stimülasyondan hemen sonra embriyoların toplanmasın...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların bu makalede açıklanan ürünler üzerinde hiçbir finansal çıkarları yoktur ve açıklayacak başka bir şeyleri yoktur.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma Ulusal Bilim Vakfı (CMMI-1946456), Hava Kuvvetleri Bilimsel Araştırma Ofisi (FA9550-18-1-0262) ve Ulusal Sağlık Enstitüsü (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
100 mL üç köşeli delikli plastik beherler, 60 mm Petri kapları ileFisher14-955-111BHava delikli perferate
100 mm P B < 100> 0-100 500um SSP Test Sınıfı Si GofretÜniversitesi Gofret452
Biyopsi yumruklarıTed Pella15110
Çamaşır SuyuMarkaya özel değil
Maskesi HizalayıcıQuintelQ4000 MA
" x 36"
GeliştiriciKayaku Advance MaterialsSU-8 2000
Doğrudan Yazma LitografHeidelbergMLA100
Diseksiyon mikroskobuİletilen ışık ile ticari olarak mevcut herhangi bir diseksiyon mikroskobu
Cam petri kabıFisherFB0875713A
Cam slaytWarner Instruments64-0710  (CS-24/60)
HMDS Vapor Prime FırınEvet MühendislikEVET-3TA
NaClMarkaya özel değil
FırınLabnetI5110A
Boya FırçasıMarkaya özel değil
PDMSDow CorningSylgard 184
PhotoresistMicroChemSU-8 2100
Plazma temizleyiciHarrick PlazmaPDC-32G
Taşınabilir basınç kaynağıhygger En SessizHGD946
Basınç göstergesiCole-ParmerEW-68950-25
Spin KaplayıcıLaurellWS-650-8B
Trikloro (1H, 1H, 2H, 2H-perflorooktil) silan (PFOCTS)Sigma-Aldrich448931-10G
Triton-X 100FisherAAA16046AP
BoruSaint-Gobain02-587-1A
Ultrasonik TemizleyiciCole-ParmerUX-08895-05
Vakum PompasıCole-ParmerEW-07164-87
Künt iğne seti CML Supply 901 Kontakt Kesme matı Dahle Vantage 10670 boyut: 24

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, J. H. -C., Thampatty, B. P. An introductory review of cell mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).
  2. Ingber, D. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction. Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).
  3. Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering. Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).
  4. Bellin, R. M., et al. Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).
  5. Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34(2020).
  6. Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).
  7. Maurer, M., Lammerding, J. The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).
  8. Jennings, B. H. Drosophila-A versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  9. Konno, M., et al. State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine. Diagnostics. 10 (6), 392(2020).
  10. Morgan, T. H. Sex limited inheritance in Drosophila. Science. 32 (812), 120-122 (1910).
  11. Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly. Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).
  12. Jayamohan, H., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. Molecular Diagnostics. Patrinos, G., et al. , Academic Press. Cambridge, MA. 197-217 (2017).
  13. Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology. Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).
  14. Mohammed, D., et al. Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162(2019).
  15. Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics. Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).
  16. Kim, Y. T., et al. Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility. Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).
  17. Ashburner, M. Drosophila. A Laboratory Handbook. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Long Island, NY. (1989).
  18. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491(2010).
  19. Lee, H., et al. A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006(2011).
  20. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  21. Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. Polycarbonate heat molding for soft lithography. Small. 16 (16), 2000241(2020).
  22. Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos. Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic CompressionMechanical StimulationDrosophila EmbryosHigh Throughput MicrofluidicsEmbryo ImmobilizationLive ImagingPDMS MicrochannelsPneumatic ActuationDevelopmental MechanobiologyProteomics Analysis

Related Articles