Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Glioblastoma multiforme'un Translasyonel Ortotopik Modelleri

4.3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/64482

⸱

17 Şubat 2023

 ,  , 
1Center for Advanced Preclinical Research, Frederick National Laboratory for Cancer Research, National Cancer Institute

Bu makalede

Özet

Burada, genetiği değiştirilmiş fare modeli tümörlerinden türetilen hücrelerin intrakraniyal enjeksiyonu ile kurulan GBM için klinik öncesi bir ortotopik fare modelini tarif ediyoruz. Bu model, insan GBM'sinin hastalık özelliklerini gösterir. Translasyonel çalışmalar için, fare beyin tümörü in vivo MRG ve histopatoloji ile izlenir.

Özet

İnsan glioblastoma multiforme (GBM) için genetik olarak tasarlanmış fare (GEM) modelleri, beyin tümörlerinin gelişimini ve ilerlemesini anlamak için kritik öneme sahiptir. Ksenogreft tümörlerinden farklı olarak, GEM'lerde, tümörler immünokompetan bir farede doğal mikro ortamda ortaya çıkar. Bununla birlikte, GBM GEM'lerin preklinik tedavi çalışmalarında kullanımı, uzun tümör gecikmeleri, neoplazm frekansındaki heterojenite ve ileri dereceli tümör gelişiminin zamanlaması nedeniyle zordur. İntrakraniyal ortotopik enjeksiyon yoluyla indüklenen fareler, preklinik çalışmalar için daha kolay izlenebilirdir ve GEM tümörlerinin özelliklerini korur. Neoplastik hücreler tarafından doğrusal nekroz odakları ve insan GBM'sine benzer yoğun vaskülarizasyon gösteren GBM tümörleri geliştiren Rb, Kras ve p53 anormallikleri (TRP) içeren bir GEM modelinden türetilen ortotopik bir beyin tümörü modeli oluşturduk. GEM GBM tümörlerinden türetilen hücreler, vahşi tip, suşla eşleşen alıcı farelere intrakraniyal olarak enjekte edilir ve derece IV tümörleri çoğaltır, bu nedenle GEM farelerinde uzun tümör gecikme süresini atlar ve klinik öncesi çalışmalar için büyük ve tekrarlanabilir kohortların oluşturulmasına izin verir. GBM için TRP GEM modelinin yüksek proliferatif, invaziv ve vasküler özellikleri ortotopik tümörlerde özetlenmiştir ve histopatoloji belirteçleri insan GBM alt gruplarını yansıtmaktadır. Tümör büyümesi seri MRG taramaları ile izlenir. İmmünkompetan modellerde intrakraniyal tümörlerin invaziv doğası nedeniyle, burada özetlenen enjeksiyon prosedürünü dikkatli bir şekilde takip etmek, ekstrakraniyal tümör büyümesini önlemek için esastır.

Giriş

Glioblastoma (GBM; grade IV glioma) en sık görülen ve malign beyin tümörüdür ve mevcut tedaviler etkisizdir ve medyan sağkalım 15 ay1 ile sonuçlanır. Beyin tümörü büyümesi ve patogenezinde rol oynayan karmaşık sinyal yollarını temsil eden güvenilir ve doğru preklinik modeller, GBM için yeni terapötik rejimlerin değerlendirilmesindeki ilerlemeyi hızlandırmak için gereklidir. İnsan beyni tümörü hücre hatlarının bağışıklık sistemi baskılanmış farelerde deri altından implante edildiği fare modelleri, beyin tümörlerinin doğal bağışıklık ortamını yansıtmaz ve terapötiklerin kan-beyin bariyerini geçme yeteneğini değerlendirmek için kullanılamaz2. İdeal olarak, klinik öncesi fare modelleri, çevredeki parankim3'e yüksek düzeyde invazivlik de dahil olmak üzere insan GBM histopatolojisini de yakından yeniden üretmelidir. Genetiği değiştirilmiş fare (GEM) modelleri, sağlam bir bağışıklık sistemi bağlamında tümörler geliştirse de, karmaşık üreme şemaları sıklıkla gereklidir ve tümörler yavaş ve tutarsız bir şekilde gelişebilir4. GEM kaynaklı allogreft modelleri, tümör taşıyan farelerin büyük kohortlarının daha kısa sürede ihtiyaç duyulduğu klinik öncesi terapötik çalışmalar için daha uygundur.

Önceki bir raporda, doğrudan GEM tümörlerinden türetilen ortotopik bir GBM fare modelini tanımladık. GEM'deki tümörigenez, glial fibriler asidik proteini (GFAP) eksprese eden hücre popülasyonlarındaki (öncelikle astrositler) genetik olaylarla başlatılır ve GBM'ye ilerlemeyle sonuçlanır. Bu TRP GEM'ler, GFAP güdümlü Cre rekombinazına maruz kaldıktan sonra T121'i eksprese eden bir TgGZT121 transgeni (T) barındırır. T121 protein ekspresyonu, Rb (Rb1, p107 ve p103) protein aktivitesinin baskılanmasına neden olur. GFAP güdümlü Cre transgeninin (GFAP-CreERT2) birlikte ekspresyonu, tamoksifen ile indüksiyondan sonra yetişkin astrositlere ekspresyonu hedefler. TRP fareleri ayrıca Cre'ye bağımlı bir mutant Kras (KrasG12D; R) alel, reseptör tirozin kinaz yolunun aktivasyonunu temsil eder ve Pten (P)5,6 kaybı için heterozigottur. Reseptör tirozin kinaz (RTK), PI3K ve RB ağlarındaki eş zamanlı gen anormallikleri GBM patogenezinin %74'ünde rol oynar7. Bu nedenle, insan GBM'sinde değiştirilen birincil sinyal yolakları, TRP farelerindeki, özellikle de RTK'ların paylaşılan aşağı akış hedeflerinin aktive edildiği GBM tümörlerindeki mühendislik mutasyonları ile temsil edilir5.

GEM kaynaklı sinjenik ortotopik model, GBM'de anormal yolları hedefleyen kanser terapötiklerini değerlendirmek için bir platform olarak kullanılmak üzere, invazivlik ve alt tip biyobelirteçlerin varlığı da dahil olmak üzere insan beyin tümörlerinin özelliklerini özetleyen bir model olarak doğrulanmıştır. Hücreler, TRP beyinlerinden toplanan tümörlerden kültürlendi ve kortekste intrakraniyal enjeksiyon için stereotaktik ekipman kullanılarak, suşla eşleşen farelerin beynine yeniden implante edildi. Bu preklinik ortotopik fare modeli, yüksek mitotik orana sahip, yüksek hücresel, invaziv, pleomorfik GBM tümörleri geliştirdi ve insan GBM'sinde gözlendiği gibi, neoplastik hücreler ve yoğun vaskülarizasyon ile doğrusal nekroz odakları sergiledi. Tümör hacimleri ve büyümesi in vivo manyetik rezonans görüntüleme (MRG) ile ölçüldü.

Bu yazıda, TRP tümörlerini örnek olarak kullanarak, birincil GBM hücrelerinin veya hücre hatlarının vahşi tip fare beynine intrakraniyal enjeksiyonu için en uygun tekniği tanımladık. Aynı protokol, bağışıklık sistemi baskılanmış fareler ve diğer GBM hücre hatları için uyarlanabilir. Enjeksiyon bölgesinde yetersiz hücre hazırlığı veya hücre sızıntısı gibi yaygın tuzaklardan kaçınmak ve modelin tekrarlanabilirliğini ve güvenilirliğini sağlamak için stereotaktik ekipmanı doğru kullanmak için çok önemli ipuçları verilmiştir. Translasyonel amaçlar için, modeli canlı hayvanlarda beyin tümörü büyümesinin MRG tespiti, histolojik karakterizasyon ile doğruluyoruz ve tümör taşıyan farelerde bir tedavi örneği sunuyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Burada açıklanan çalışma protokolü, Frederick Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi'ndeki NCI tarafından onaylanmıştır. NCI-Frederick, AAALAC International tarafından akredite edilmiştir ve Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için Halk Sağlığı Hizmeti Politikasını izlemektedir. Hayvan bakımı, "Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu"nda özetlenen prosedürlere uygun olarak sağlanmıştır (Ulusal Araştırma Konseyi, 2011; Ulusal Akademiler Yayınları, Washington D.C.)

1. Enjeksiyon için hücrelerin hazırlanması

NOT: Bu model için kullanılan fare beyin tümörü primer hücreleri (MBR'ler), El Meskini ve ark.5'te açıklandığı gibi, başlangıçta tamoksifen kaynaklı TRP GEM farelerinden izole edilmiştir. Hücre preparasyonu ile ilgili detaylar bu referansta bulunabilir.

  1. Bir biyogüvenlik kabininde steril teknik kullanarak aşağıdaki adımları uygulayın.
  2. Kültür primer beyin tümörü hücreleri üstel büyüme fazına ulaşana kadar in vitro .
  3. Hücreleri% 0.25 tripsin içinde toplayın ve ayrıldıktan sonra, tripsini etkisiz hale getirmek için onları büyüme ortamı ile seyreltin.
  4. Hücreleri 400 x g'da santrifüjleme ile pelet haline getirin ve serumsuz ortamlarla yıkayın. Saymadan önce bir kez tekrarlayın.
  5. Hücreleri el ile veya otomatik bir hücre sayacıyla sayın. Hücreleri, 2 μL'lik son enjeksiyon hacmine dayanarak, istenen konsantrasyonda, 1x fosfat tamponlu salin (PBS) içinde% 5 steril metilselüloz içinde yeniden askıya alın. İstenilen hücre konsantrasyonu, hücre hattına ve beyin tümörü modeline bağlı olarak değişebilir. GBM GEM TRP hücreleri için, 25 x 106 hücre/ml'lik bir çözeltinin 2 μL'sini veya 50.000 hücreyi enjekte ediyoruz.

2. Fare gerginliği

  1. Beyin tümörü hücrelerinin suş arka planına uyan uygun bir fare suşu yetiştirin veya satın alın. TRP hücreleri için, tümör hücresi alıcıları olarak 9 haftalık B6D2F1 / J fareleri (C57BL / 6J [B6] dişileri ve DBA / 2J [D2] erkekleri arasındaki bir haçtan) kullanın.

3. Ameliyat alanının ayarlanması

NOT: Tüm cerrahi adımlar temiz, sterilize edilmiş bir ortamda aseptik teknik kullanılarak gerçekleştirilir. Keseler ve maske de dahil olmak üzere kişisel koruyucu ekipmanlar cerrah tarafından giyilmelidir. Cerrahi aletler kullanımdan önce ısıl sterilize edilmelidir.

  1. Yüzey koruyucuları stereotaksik aparatın altına ve çalışma yüzeyine yerleştirin.
  2. Vinil boruyu anestezi makinesinden stereotaksik cihazın gaz anestezi platformunun IN portuna ve başka bir tüpü OUT portuna takın.
  3. Dijital ekranı bir güç kaynağına ve cihaza bağlayın.
  4. Mikro pompa kontrolörünü (Şekil 1A) bir güç kaynağına bağlayın ve mikro pompayı (Şekil 1A) cihazın manipülatör koluna takın (ayrıca üretici talimatlarına bakın).
  5. 2.000 nL hacim enjeksiyonu için mikro pompayı 5,6 nL/sn'ye ayarlayın.
  6. Sıcak boncuk sterilizatörünü açın.
  7. Fare ısıtma yastığını sıcaklık kontrol cihazına takın ve bir güç kaynağına bağlayın. Plakayı sahne platformuna yerleştirin. Plaka sıcaklığını 37 °C'ye ayarlayın.
  8. 30 G hassasiyetli bir şırıngayı geri yükleyin, kabarcıklara karışmamaya dikkat edin. Pistonu takın ve iğneyi takın. İğneyi yalnızca göbeğinden tuttuğunuzdan emin olun. Metilselüloz hücre karışımının bir damlası iğneden geçene kadar pistonu bastırın. İğnenin kenarlarını dikkatlice silerek veya çalışma yüzeyine steril bir gazlı bez pedi yerleştirip lekeleyerek iğneyi% 70'lik bir alkol hazırlama pedi ile temizleyin. İğneyi bükmemeye veya kırmamaya dikkat edin.
  9. Hassas şırıngayı mikro pompaya takın ve fareyi sahneye yerleştirmeden önce şırınga iğnesinin yer değiştirmesini önlemek için manipülatör kolunu sahneden uzağa döndürün.

4. Fareyi ameliyat için hazırlama

  1. Fareyi, izofluran buharlaştırıcı% 2,5'e ayarlanmış olarak veya kurumsal yönergelere göre indüksiyon odasına yerleştirerek uyuşturun. Burun konisine izofluran akışını açın.
  2. Fareyi stereotaksik aparatlara aktarın ve üst dişler burun konisi desteğine yerleştirilerek burun konisine sabitleyin (Şekil 1B, 9). Sabitlemek için burun konisi üzerindeki düğmeyi sıkın (Şekil 1B). Refleksi kontrol etmek için bir parmak sıkışması yaparak uygun bir anestezi seviyesi sağlayın.
    1. Yeterli oksijenlenmeyi sağlamak için kulakları, ayakları ve mukoza zarlarını renk (pembe) açısından izleyin. Ayrıca, solunum hızını izleyin (bir artış veya azalma, izofluran seviyelerini ayarlama ihtiyacını gösterebilir).
  3. Kulak çubuklarını (Şekil 1B) her iki kulağa da takın ve kafayı sabitlemek için düğmeyi sıkın.
  4. Fare anestezi altındayken gözleri yağlamak için göz merhemi uygulayın.
  5. Yeterli aseptik koşulları sağlamak için farenin kafasındaki kılları planlanan insizyondan yaklaşık% 150 daha büyük bir alana çıkarmak için kavisli forseps kullanın.
  6. Deri altından 0.5-1 mg/kg buprenorfin SR analjezi enjekte edin veya protokol onaylı başka bir analjezik kullanın.
  7. İç sıcaklığı izlemek ve anesteziye bağlı hipotermiyi önlemek için fare rektal probunu konumlandırın. Farenin vücut sıcaklığını 36,5 ila 38,5 °C arasında tutun.
  8. Cerrahi alanı, cerrahi bir ovma ve etanol arasında üç kez dönüşümlü olarak, dışa doğru daireler kullanarak sterilize edin.
  9. Cildi gergin çekmek için forseps kullanarak, neşter bıçağı ile gözlerin arasından başlayarak yaklaşık 1 cm'lik bir kesi yapın. Bregma insizyondan görülebilmelidir.
    NOT: Uygun steril teknik için, cerrahi bölgeye yalnızca sterilize edilmiş aletlerin uçlarıyla dokunun ve alet uçlarını yalnızca steril bir yüzeye (otoklavlanmış bir alet paketinin içi gibi) yerleştirin.
  10. Fazla bağ dokusunu kazımak için pamuk uçlu aplikatörün ahşap ucunu ve ardından kuruması için başka bir aplikatörün pamuk ucunu kullanın.

5. Hücre enjeksiyonu

  1. Manipülatör kolunu şırınga ataşmanı ile farenin üzerine geri döndürün ve sabitlemek için düğmeyi sıkın. Şırınga montajını bregma üzerinde hareket ettirmek için yatay düzlemdeki X ve Y düğmelerini kullanın. Bregma pozisyonunu onaylamak için Z düğmesini kullanarak iğneyi indirin. Dijital okuma konsolunu sıfıra ayarlayın.
  2. İğneyi istenen konuma taşımak için X ve Y düğmelerini ve ilgili dijital okumayı kullanın. Kortikal korteks lokalizasyonu için uygun koordinatlar 3 mm posterior, bregmaya 2 mm lateral sağ ve dura mater 2 mm derinliğindedir. İğneyi kafatasının yüzeyine taşımak için Z düğmesini kullanın.
  3. Ekli 25 G iğneli 1 mL'lik bir şırınga kullanarak kafatasındaki bir deliği delin. İğnenin eğimini 30 G hassasiyetli şırınga ve iğneye doğru yerleştirin ve manipülatör kolunu dikkatlice yana doğru döndürün. Başparmağınızı ve parmağınızı kullanarak, iğne ucu kafatası kapağını delene kadar iğneyi hafifçe basınçla yavaşça ileri geri yuvarlayın.
  4. İğne deliğinden herhangi bir kanı uzaklaştırmak için pamuk uçlu bir aplikatör kullanın. Manipülatör kolunu, deliğin üzerindeki yüklü hassas şırınga iğnesi ile uygun konuma getirin. İğneyi beyin durasına indirmek için Z düğmesini kullanarak iğnenin ucunu delikle hizalayın ve dijital okuma konsolunu sıfıra ayarlayın.
  5. Z düğmesini kullanarak iğneyi 1 mm indirin ve 1 dakika bekleyin. İstenilen derinliğe ulaşılana kadar tekrarlayın (belirtildiği gibi 2 mm).
    NOT: İğne, çevredeki beyin dokusuna ek hasarı ve hücre çözeltisinin geri akışını önlemek için yavaşça indirilir.
  6. Mikro pompayı çalıştırın ve ardından 2 μL enjekte edildiğinde pompanın durduğundan emin olmak için izleyin. Bu işlem belirtilen hızda yaklaşık 6 dakika sürmelidir. Ardından, iğneyi hareket ettirmeden önce 1 dakika bekleyin.

6. İğnenin çıkarılması ve yaranın kapatılması

  1. İğneyi 1 mm kaldırın ve 1 dakika bekleyin. İğne kafatasından tamamen kurtulana kadar tekrarlayın.
  2. Gerekirse, enjeksiyon bölgesinden herhangi bir kanı uzaklaştırmak için pamuk uçlu bir aplikatör kullanın.
  3. Pamuk uçlu bir aplikatörün ahşap ucunu kullanarak, küçük bir parça kemik mumu (~ 1 mm) alın ve bir koni haline getirin. Balmumu deliğe iterek kafatasındaki açıklığa yerleştirin.
  4. Bir boncuk sterilizatörü kullanarak forsepsleri ısıtın ve kafatasında kalan balmumu eritmek ve pürüzsüzleştirmek için kullanın.
  5. Kesinin içine kabaca iki damla bupivakain (anestezik) çözeltisi yerleştirin ve cildin kenarlarını bir araya getirmek için forseps kullanın.
  6. Cildi gergin bir şekilde çekin ve cildi kapatmak için bir veya iki yara klipsi yerleştirin.
  7. Fareyi temiz bir kurtarma kafesine, taslaksız bir alandaki bir ısıtma yastığına yerleştirin ve fareyi yakından gözlemleyin. Farenin normal muhafazaya dönmeden önce normal aktiviteye devam ederek anesteziden tamamen uyanmasına izin verin.
  8. Cerrahi prosedürü takiben fareyi günlük olarak kontrol edin ve kurumsal yönergelere göre ağrı yönetimini uygulayın.
    1. Analjezi için buprenorfin SR (Adım 4.6) kullanılırsa, sürekli salınımlı formül 72 saat sürer. Enjeksiyonu sadece 72 saat sonra görünür ağrı veya rahatsızlık varsa tekrarlayın. Doğru yapıldığında, fareler intrakraniyal enjeksiyonlardan iyi iyileşir ve ek analjeziye gerek yoktur.
    2. Zımbaları ameliyattan 7-10 gün sonra çıkarın.
  9. Canlı hayvan görüntüleme (MRG) ile tümör büyümesini izleyin.
    1. İnsancıl uç noktalara ulaşıldığında fareleri ötenazi yapın (yani, hayvan vücut ağırlığını% 20 kaybederse veya hipotermik hale gelirse).
    2. Bu beyin tümörlerinin invaziv doğası nedeniyle, fareleri düzensiz yürüyüş, kısmi felç, eğirme veya baş eğme gibi nörolojik semptomlar için gözlemleyin. İleri tümör büyümesinin bu klinik belirtilerinden herhangi biri gözlenirse bir fareyi ötenazi yapın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Beyin tümörü hücreleri ile enjekte edilen fareler, nöbetler, ataksi veya kilo kaybı gibi tümör büyüme belirtileri için günlük olarak izlenmelidir. Beyin tümörü büyümesi düzenli aralıklarla MRI taraması ile de izlenebilir. Haftalık MRG taramaları, beyinde artan tümör yükünün ve tümör hacim ölçümlerinin görselleştirilmesini sağlar (Şekil 1C). Özellikle, TRP tümörleri agresif büyüme gösterir ve 3D tümör hacimleri, intrakraniyal enjeksiyondan sonraki 2 ila 3 hafta içinde MRG ile ölçülebilir (ort...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

GBM'de yeni terapötik hedeflerin ve yeni tedavi stratejilerinin değerlendirilmesi için preklinik modeller gereklidir. GBM için genetiği değiştirilmiş fare modelleri, otokton bölgede tümör oluşumu avantajına sahiptir, ancak genellikle uzun bir gecikme süresi ve öngörülemeyen tümör büyümesi ile13. GEM modeli tümörler 4-5 aylık bir gecikme gösterir ve görüntüleme, işe alım ve tedavi için ideal zaman aralığı bireysel fareler arasında değişkendir. Ortotopik model, 4-5 haftalık iyi kurulmuş ve izlenebil...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Mükemmel teknik yardım için Sayın Alan E. Kolaga'ya ve cerrahi teknikleri geliştirdiği için Sayın Michelle L. Gumprecht'e minnettarız. Patoloji analizi için Dr. Philip L. Martin'e ve MRI taramaları için Frederick Ulusal Laboratuvarı Küçük Hayvan Görüntüleme Programı'ndan Bayan Lilia Ileva ve Dr. Joseph Kalen'e teşekkür ederiz.

Bu proje tamamen veya kısmen, HHSN261201500003I sayılı Sözleşme kapsamında Ulusal Kanser Enstitüsü, Ulusal Sağlık Enstitüleri'nden Federal fonlarla finanse edilmiştir. Bu yayının içeriği, Sağlık ve İnsani Hizmetler Bakanlığı'nın görüşlerini veya politikalarını yansıtmak zorunda değildir ve ticari isimlerin, ticari ürünlerin veya kuruluşların belirtilmesi ABD Hükümeti tarafından onaylandığı anlamına gelmez.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1X PBS'de %5 metilselüloz, otoklavlanmışMillipore SigmaM7027
1 mL Tüberkülin Şırınga, kayma ucuBD309659
6" Pamuk Uçlu AplikatörlerPuritanS-18991
Ayarlanabilir sahne platformuDavid Kopf InstrumentsModel 901
Aerosol Bariyer UçlarıFisher Scientific02-707-33
Alkol Hazırlama Pedleri Steril, Büyük - 2,5 x 3 İnçPDIC69900
B6D2  fare suşu (C57Bl/6J x DBA/2J)Jackson LaboratoryJax #10006
Kemik BalmumuCerrahi Uzmanlıkları901
Bupivakain %0.25HenrySchein6023287
BuprenorfinSRZooPharmn/a
Şeffaf Vinil Boru 1 / 8ID X 3 / 16ODUDPT10004001
CVS Kayganlaştırıcı Göz MerhemiCVS Eczane247881
Tek Kullanımlık Neşterler, # 10 bıçakNeşter Miltex16-63810
Oksijen bağlantılı ve anestezi kutulu gaz anestezi makinesiSomni Scientificn/aAraştırmacı tesis
standart ekipman
kullanabilir Gaz fareler için anestezi platformuDavid Kopf InstrumentsModel 923-B
GraphPad PrizmaGraphpad Prizma          9          sürüm 9.4.1
Hamilton 30 g iğne, ½ ", küçük göbek, nokta pst 3HamiltonÖzel Sipariş
Hamilton hassas mikrolitre şırınga, 1701 RN, iğne yok 10 ve mikro; LHamilton7653-01
Boncuklu sıcak boncuk sterilizatörüGüzel Bilim Araçları18000-45
Invitrogen Kontes 3 Otomatik Hücre SayacıFisher ScientificAMQAX2000
IsoFluranePiramal Critical Care29404
İzopropil Alkol Hazırlama PedleriPDIC69900
ITK_SNAP (Sürüm 36.X, 2011- mevcut)Pennsylvania Üniversitesi'ndeki Penn Görüntü Hesaplama ve Bilim Laboratuvarı (PICSL) ve Utah
KOPF Dijital okuma konsollu Küçük Hayvan Stereotaksik AletiDavid Kopf InstrumentsModel 940
Masterflex Bağlantı Elemanı, PVDF, Düz, Hortum Dikenli Redüktör, 1/4" ID x 1/8" IDMasterflexHV-30616-16
Fare Isıtma PlakasıDavid Kopf AletleriPH HP-4M
Fare Rektal ProbuDavid Kopf AletleriPH RET-3-ISO
Nalgene Super Versi-Dry Yüzey KoruyucularThermoFisher Scientific74000-00
P20 pipetGilsonF123600
Povidone İyot Cerrahi OvmaDynarex1415
Refleks 9 mm Yara Klipsi AplikatörüGüzel Bilim Aletleri12031-09
Refleks 9 mm Yara Klipsi SökücüGüzel Bilim Aletleri12033-00
Refleks 9 mm Yara KlipsleriGüzel Bilim Aletleri12032-09
Semken forseps, kavisliGüzel Bilim Aletleri11009-13
Sıcaklık Kontrol CihazıDavid Kopf Instruments PHTCAT-2LV
Tripsin-EDTA (% 0.25)ThermoFisher Scientific25200056
25g iğneli Tüberkülin Şırıngası, kayma ucuBD309626
UltraMicroPump 3, Micro2T Kontrol Cihazı ileDünya Hassas Aletler ModeliUMP3T
Üniversitesi'ndeki Bilimsel Hesaplama ve Görüntüleme Enstitüsü (SCI)

Kaynaklar

  1. Tamimi, A. F., Juweid, M. Epidemiology and Outcome of Glioblastoma. Glioblastoma. , (2017).
  2. Robertson, F. L., Marques-Torrejon, M. A., Morrison, G. M., Pollard, S. M. Experimental models and tools to tackle glioblastoma. Disease Models & Mechanisms. 12 (9), (2019).
  3. Wen, P. Y., Kesari, S. Malignant gliomas in adults. The New England Journal of Medicine. 359 (5), 492-507 (2008).
  4. Haddad, A. F., et al. Mouse models of glioblastoma for the evaluation of novel therapeutic strategies. Neuro-Oncology Advances. 3 (1), (2021).
  5. El Meskini, R., et al. A preclinical orthotopic model for glioblastoma recapitulates key features of human tumors and demonstrates sensitivity to a combination of MEK and PI3K pathway inhibitors. Disease Models & Mechanisms. 8 (1), 45-56 (2015).
  6. Song, Y., et al. Evolutionary etiology of high-grade astrocytomas. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (44), 17933-17938 (2013).
  7. Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive genomic characterization defines human glioblastoma genes and core pathways. Nature. 455 (7216), 1061-1068 (2008).
  8. Motomura, K., et al. Immunohistochemical analysis-based proteomic subclassification of newly diagnosed glioblastomas. Cancer Science. 103 (10), 1871-1879 (2012).
  9. Choyke, P. L., Dwyer, A. J., Knopp, M. V. Functional tumor imaging with dynamic contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 17 (5), 509-520 (2003).
  10. Raza, S. M., et al. Identification of necrosis-associated genes in glioblastoma by cDNA microarray analysis. Clinical Cancer Research. 10, 212-221 (2004).
  11. Raza, S. M., et al. Necrosis and glioblastoma: a friend or a foe? A review and a hypothesis. Neurosurgery. 51 (1), 2-12 (2002).
  12. Hambardzumyan, D., Bergers, G. Glioblastoma: defining tumor niches. Trends in Cancer. 1 (4), 252-265 (2015).
  13. Kijima, N., Kanemura, Y. Glioblastoma. Mouse Models of Glioblastoma. , Exon Publications. (2017).
  14. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PloS One. 9 (4), 94919(2014).
  15. Jin, F., Jin-Lee, H. J., Johnson, A. J. Mouse Models of Experimental Glioblastoma. Gliomas. , Exon Publications. (2021).
  16. Zalles, M., Towner, R. A. Pre-Clinical Models and Potential Novel Therapies for Glioblastomas. Gliomas. , Exon Publications. 1-13 (2021).
  17. Wierzbicki, K., et al. Targeting and therapeutic monitoring of H3K27M-mutant glioma. Current Oncology Reports. 22 (2), 19(2020).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Ortotopik Glioblastoma Modeliİntrakraniyal EnjeksiyonGenetik Olarak Modifiye Edilmiş FarelerBeyin Tümörü ModelleriStereotaktik CerrahiTümör Hücresi EnjeksiyonuMRI Tümör İzlemeİmmünokompetan Fare ModeliTümör Histopatolojisi
Glioblastoma multiforme'un Translasyonel Ortotopik Modelleri
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.