Yöntem makalesi

Gözenekli Ortamlarda Biyotıkanıklığı İncelemek için Mikroakışkan Bir Platform

2.4K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/64689

⸱

13 Ekim 2022

 ,  ,  , 
1Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, Institute of Environmental Engineering, ETH Zurich, 2Department Water Resources and Drinking Water, Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology

Bu makalede

Özet

Mevcut protokol, yüksek çözünürlüklü mikroskopi görüntülemeyi eşzamanlı basınç farkı ölçümleriyle birleştirerek yarı-2D gözenekli ortamlarda biyofilm gelişimini incelemek için mikroakışkan bir platformu tanımlamaktadır. Platform, gözenekli ortamlardaki gözenek boyutunun ve sıvı akış hızlarının biyotıkanma üzerindeki etkisini ölçer.

Özet

Bakteriyel biyofilmler, topraklar ve filtrasyon membranları dahil olmak üzere çeşitli çevresel ve endüstriyel gözenekli ortamlarda bulunur. Biyofilmler belirli akış koşulları altında büyür ve gözenekleri tıkayabilir, böylece yerel sıvı akışını yeniden yönlendirebilir. Biyofilmlerin gözenekleri tıkama yeteneği, biyotıkanma olarak adlandırılır, gözenekli ortamın yerel geçirgenliği üzerinde muazzam bir etkiye sahip olabilir, sistemde bir basınç birikimi yaratabilir ve içinden geçen kütle akışını etkileyebilir. Farklı fiziksel koşullar altında (örneğin, farklı akış hızlarında ve gözenek boyutlarında) biyofilm büyümesi ve sıvı akışı arasındaki etkileşimi anlamak için, bu çalışmada, biyofilm gelişimini dışarıdan dayatılan, kontrollü fiziksel koşullar altında bir mikroskop kullanarak görselleştirmek için mikroakışkan bir platform geliştirilmiştir. Gözenekli ortamdaki biyofilm kaynaklı basınç birikimi, basınç sensörleri kullanılarak aynı anda ölçülebilir ve daha sonra biyofilmin yüzey kaplaması ile ilişkilendirilebilir. Sunulan platform, akış koşulları altında gözenekli ortamlarda biyofilmlerin neden olduğu biyotıkanıklığı araştırmak için sistematik bir yaklaşım için bir temel oluşturur ve çevresel izolatları veya çok türlü biyofilmleri incelemek için uyarlanabilir.

Giriş

Biyofilmler - ekstra-polimerik maddelerin (EPS) kendiliğinden salgılanan bir matrisine gömülü bakteri kolonileri - topraklar ve akiferler1 gibi doğal gözenekli ortamlarda ve biyoremediasyon2, su filtrasyonu3 ve tıbbi cihazlar4 gibi teknik ve tıbbi uygulamalarda her yerde bulunur. Biyofilm matrisi, polisakkaritler, protein lifleri ve hücre dışı DNA 5,6'dan oluşur ve mikroorganizmalara, besin maddelerinin mevcudiyetine ve çevresel koşullara güçlü bir şekilde bağlıdır7. Oysa matrisin işlevleri evrenseldir; Biyofilm yapısının iskelesini oluşturur, mikrobiyal topluluğu mekanik ve kimyasal streslerden korur ve biyofilmlerin reolojik özelliklerinden büyük ölçüde sorumludur5.

Gözenekli ortamlarda, biyofilmlerin büyümesi gözenekleri tıkayabilir ve sözde biyotıkanıklığa neden olabilir. Biyofilm gelişimi, gözenekli ortamın iki sütununu ayıran mesafe olarak tanımlanansıvı akışı ve gözenek boyutu 8,9,10 ile kontrol edilir. Hem gözenek boyutu hem de sıvı akışı, besin taşınımını ve yerel kesme kuvvetlerini kontrol eder. Buna karşılık, büyüyen biyofilm gözenekleri tıkar, sıvının hız dağılımını etkiler 11,12,13, kütle taşımacılığı ve gözenekli ortamın hidrolik iletkenliği 14,15. Hidrolik iletkenlikteki değişiklikler, kapalı sistemlerdeki artan basınçla yansıtılır16,17,18,19. Biyofilm geliştirme ve biyotıkanma konusundaki mevcut mikroakışkan çalışmalar, homojen geometriler16,20 (yani tekil gözenek boyutu ile) veya heterojen gözenekli ortam 12,21,22'deki akış hızlarının etkisini incelemeye odaklanmaktadır. Bununla birlikte, akış hızlarının ve gözenek boyutunun biyofilm gelişimi üzerindeki etkilerini ve biyotıkanmış gözenekli ortamda ortaya çıkan basınç değişikliklerini çözmek için, farklı gözenekli ortam geometrilerinin ve çevresel koşulların paralel olarak incelenmesine izin veren oldukça kontrol edilebilir ve çok yönlü bir deneysel platform gereklidir.

Bu çalışma, basınç ölçümlerini gözenekli ortam içinde gelişen biyofilmin eşzamanlı görüntülenmesi ile birleştiren mikroakışkan bir platform sunmaktadır. Kanal geometrisi tasarımındaki gaz geçirgenliği, biyo-uyumluluk ve esnekliği nedeniyle, polidimetilsiloksandan (PDMS) yapılmış mikroakışkan bir cihaz, gözenekli ortamlarda biyofilm gelişimini incelemek için uygun bir araçtır. Mikroakışkanlar, mikrobiyal habitatların çevresini taklit etmek için fiziksel ve kimyasal koşulların (örneğin, sıvı akışı ve besin konsantrasyonu) yüksek hassasiyetle kontrol edilmesini sağlar23. Ayrıca, mikroakışkan cihazlar optik mikroskop kullanılarak mikrometrik çözünürlükle kolayca görüntülenebilir ve çevrimiçi ölçümlerle (örneğin, yerel basınç) birleştirilebilir.

Bu çalışmada, deneyler, kontrollü empoze edilen akış koşulları altında homojen gözenekli bir ortam analoğundaki gözenek boyutunun etkisini incelemeye odaklanmaktadır. Bir kültür ortamının akışı bir şırınga pompası kullanılarak uygulanır ve mikroakışkan kanaldaki basınç farkı basınç sensörleriyle aynı anda ölçülür. Biyofilm gelişimi, mikroakışkan kanalda Bacillus subtilis'in planktonik bir kültürünün tohumlanmasıyla başlatılır. Gelişen biyofilmin düzenli olarak görüntülenmesi ve görüntü analizi, çeşitli deneysel koşullar altında yüzey kapsamı hakkında gözenek ölçeğinde çözülmüş bilgilerin elde edilmesini sağlar. Basınç değişiminin ilişkili bilgileri ve biyotıkanıklığın derecesi, biyotıkanmış gözenekli ortamların geçirgenlik tahminleri için çok önemli girdiler sağlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Silikon gofret hazırlama

  1. Mikroakışkan kanalın geometrilerini bilgisayar destekli tasarım (CAD; bkz. Malzeme Tablosu) yazılımında tasarlayın ve fotomaskeyi oluşturmak için şeffaf bir film üzerine yazdırın (Şekil 1A).
  2. Ana kalıbı aşağıdaki adımları izleyerek yumuşak litografi (temiz oda koşullarında) ile imal edin.
    1. Silikon gofreti 200 °C'de 2 saat pişirin.
    2. Gofreti bir spin-coater'ın ortasına yerleştirin ve gofret üzerine SU8 3050 fotorezistini ( bakınız Malzeme Tablosu) dökün. 10 s/100 rpm rampa süresi ile 40 s için 1.700 rpm'de spin coat.
      NOT: Spin kaplama parametreleri, SU8 3050 için 100 μm'lik bir hedef kalınlık elde edecek şekilde ayarlanmıştır.
    3. Sıkma kaplama işleminden sonra, silikon gofreti 600 s için 65 ° C'de ve 2.700 s için 95 ° C'de yumuşak bir şekilde pişirin. Gofreti gece boyunca oda sıcaklığında soğumaya bırakın.
      NOT: Gece soğutması, SU8'in gofrete yapışmasını arttırır.
    4. Fotomaskeyi (adım 1.1) gofret üzerine yerleştirin ve 250 mJ /cm2 pozlama enerjisinde ve 350 nm dalga boyunda UV ışığına maruz bırakın.
    5. Pozlamadan sonra, maruz kalan substratı 60 s için 65 ° C'de ve 300 s için 95 ° C'de pişirin.
    6. Ana kalıbı elde etmek için silikon gofreti mrDev600 geliştiricisi ile doldurulmuş bir beher kabına batırarak geliştirin (bkz. Polimerize edilmemiş direnci yıkamak için beheri 1.800 s boyunca yavaşça sallayın. Daha sonra, silikon gofret üzerine izopropanol püskürterek ve havayla kurutarak yıkayın.
    7. Silikon gofreti 200 °C'de 1.800 s boyunca sert bir şekilde pişirin.
  3. Ana kalıbı, bir vakum kurutucuda 40 dakika boyunca kalıbın yanındaki bir cam slayt üzerine yerleştirilen 20 μL Trikloro (1H, 1H, 2H, 2H-perflorooktil) silan buhar birikimi yoluyla silanize edin (bakınız Malzeme Tablosuna bakınız) ve 100 mbar'lık bir gösterge basıncı oluşturur.

2. Mikroakışkan cihazın imalatı

NOT: Burada açıklanan imalat prosedürü, bir mikroakışkan kanala sahip bir mikroakışkan cihaz içindir. Bununla birlikte, aynı yöntem, paralel olarak birden fazla mikroakışkan kanala sahip bir mikroakışkan cihaz üretmek için de uygulanabilir.

  1. Bir PDMS karışımı hazırlamak için elastomeri çapraz bağlayıcısıyla 10:1 oranında karıştırın ( bkz. Karışımı düzgün bir şekilde karışana ve kapalı hava kabarcıkları nedeniyle opak hale gelene kadar karıştırın.
  2. Karışımı bir vakum kurutucuda gazdan arındırın, sıkışmış hava kabarcıkları giderilene ve şeffaf görünene kadar 100 mbar'lık bir gösterge basıncı oluşturun. Gazdan arındırma için gereken süre tipik olarak 30 dakikadır.
  3. Ana kalıbı (adım 1) bir hücre kültürü kabına yerleştirin (bkz. Son kalınlığı 5 mm olan kanallar üretmek için ana kalıba 20 g PDMS karışımı dökün.
  4. Ana kalıbı 70 °C'de 2 saat pişirin.
  5. Kürlenmiş PDMS'yi bir bıçak kullanarak mikroakışkan kanalın etrafında (yaklaşık 3 mm'lik bir mesafede) kesin ve ardından PDMS mikroakışkan kanalını ana kalıptan çıkarın.
  6. Mikroakışkan kanalların giriş ve çıkışını oluşturmak için, uçlarında biyopsi zımbasıyla (çapı 1,5 mm) delikler açın (üçgenlerin tepesi, bkz. Şekil 1A). Basınç sensörünü daha sonra takmak için giriş üçgeninin ortasına bir delik daha açın.
  7. Bir cam slaytı ve mikroakışkan kanalı ticari olarak temin edilebilen% 1'lik bir deterjan çözeltisi ile ( Malzeme Tablosuna bakınız) 5 dakika yıkayın, ardından deiyonize suyla durulayın. Daha sonra, PDMS mikroakışkan kanalını ve cam slaytı izopropanol ile yıkayın. Ardından, deiyonize suyla tekrar durulayın. PDMS mikroakışkan kanalını ve cam sürgüyü basınçlı hava ile 1 bar'da 1 dakika kurutun.
    NOT: Yapıştırmanın etkili olabilmesi için PDMS'nin gözenekli yapısının tamamen kuru olması gerekir.
  8. Cam sürgüyü ve mikroakışkan kanalı bir plazma temizleyiciye yerleştirin (bkz. Malzeme Tablosu) ve yapıştırılacak yüzeylerin yukarı baktığından emin olun. Plazma temizleyiciyi açın ve mikroakışkan kanalı ve cam sürgüyü 1 dakika boyunca 1 SL / s (saatte standart litre) hava akışında hava plazması ile tedavi edin. Mikroakışkan kanalı, temizleyiciden çıkardıktan hemen sonra birbirleriyle temas ettirerek cam sürgüye bağlayın.
    NOT: İşlem görmüş yüzeylere dokunmadığınızdan emin olun, çünkü bu yapıştırmayı etkileyebilir. Birden fazla mikroakışkan kanala sahip bir mikroakışkan cihaz üretirken, mikroakışkan kanalları aynı anda açığa çıkarın ve tek bir adımda bağlayın.
  9. Bağlı mikroakışkan cihazı en az 15 dakika boyunca 80 ° C'lik bir sıcak plakaya yerleştirin.
  10. Mikroakışkan cihazı, deney başlayana kadar temiz bir hücre kültürü kabında saklayın.

3. Bakteriyel süspansiyonun hazırlanması

  1. Deneyin başlamasından 20 saat önce, 15 mL'lik bir kültür tüpünde dondurulmuş bir gliserol stoğundan 3 mL besin suyu no. 3 kültür ortamını (bkz. Gece boyunca 30 ° C ve 200 rpm'de (16 saat boyunca) çalkalayan bir inkübatörde inkübe edin.
  2. 15 mL'lik bir kültür tüpünde 3 mL taze kültür ortamına (1:1.000 seyreltme) 3 μL gece kültürü ekleyerek deneyin başlamasından 4 saat önce gece kültüründen bir alt kültür yapın. 600 nm'de (OD600) 0,1'lik bir optik yoğunluk elde etmek için alt kültürü 200 rpm'de 30 ° C'de 3,5-4 saat boyunca çalkalayan bir inkübatörde inkübe edin.

4. Biyofilm büyüme deneyi

  1. 25 ° C'lik sabit bir sıcaklık sağlamak için deneyden 3 saat önce mikroskobun kutu inkübatörünü açın. Şırınga pompasını ve basınç sensörlerini monte edin (bkz.
  2. Giriş ve çıkış borusunu mikroakışkan cihaza bağlayın. Boru ile şırınga arasındaki bağlantıyı sağlamak için giriş borusuna doğrudan bir iğne (dış çapı 0,6 mm olan) yerleştirin.
  3. Mikroakışkan cihazı, 30 mL deiyonize suyu ve 30 mL kültür ortamını vakumlu bir kurutucuya yerleştirin ve en az 1 saat boyunca gazlarını giderin. Ardından, kültür ortamını ve deiyonize suyu yavaşça iki ayrı 30 mL şırıngaya çekin.
    NOT: Bu adım, kültür ortamıyla yıkanırken kanalda kabarcık oluşumunu önlemek için çok önemlidir.
  4. Mikroakışkan cihazı mikroskopa monte edin ve çıkış borusunu bir atık kabına yerleştirin.
    1. Deiyonize su ile doldurulmuş şırıngayı mikroakışkan boru aracılığıyla mikroakışkan kanala bağlayın ve basınç sensörü çıkışından çıkana kadar suyu yavaşça enjekte edin. Basınç sensörünü suyla doldurun ve mikroakışkan kanalı ve basınç sensörünü birbirine bağlayan borudaki tüm kabarcıkları yıkayın. Basınç sensörünün çıkışını, basınç sensörüne ayrılmış vidalarla kapatın.
      NOT: Açıklanan doldurma prosedürü, mikroakışkan kanalların girişindeki basınç değişikliklerinin hassas bir şekilde kaydedilmesini sağlar. Birden fazla mikroakışkan kanalla bir deneme çalıştırırken, tüm kanallarda eşit akış koşulları sağlamak için her kanalı ayrı bir şırıngaya bağlayın.
  5. Mikroakışkan kanalın geri kalanını deiyonize suyla doldurun.
  6. Kültür ortamı şırıngasına 1,2 μm'lik bir filtre (bkz. Malzeme Tablosu) yerleştirin. Ardından, su şırıngasını çıkarın ve kültür ortamı şırıngasını giriş mikroakışkan borusuna dikkatlice bağlayın. Şırıngayı şırınga pompasına monte edin ve kanalı 1 saat boyunca 2 mL / s akış hızında kültür ortamıyla yıkayın.
    NOT: Filtre, yükleme sırasında bakteri hücrelerinin şırıngaya girmesini önler. Mikroakışkan kanalın kültür ortamı ile yıkanması, gözenekli yapıdaki kalan kabarcıkları giderecektir.
  7. Deney sırasında şırınga pompasını istenen akış hızına (burada 1 mL / s) ayarlayın ve basınç sensörlerinin basınç okumasını sıfıra ayarlayın.
    NOT: İlk basınç okumasını sıfıra ayarlayarak, yalnızca deney sırasında biyofilm gelişiminin neden olduğu basınç farkı ölçülecektir.
  8. 1,5 mL'lik bir santrifüj şişesinde 0,1'lik bir OD600'de bakteri kültürünün 1 mL'sini pipetleyin. Çıkış tüpünü santrifüj şişesine yerleştirerek bakteri kültürünü mikroakışkan kanala yükleyin. Tüplerin çıkışından herhangi bir potansiyel hava kabarcığını çıkarmak için 5 dakika bekledikten sonra, mikroakışkan kanal bakteri kültürü ile dolana kadar 1 mL / s akış hızında 150 μL bakteri çözeltisini geri çekin.
  9. Kültür ortamı şırınga filtresini dikkatlice çıkarın ve çıkışı atık kabına yerleştirin. Bakteriyel hücreleri, gözenekli ortamda yüzey yapışmalarına izin vermek için mikroakışkan kanalda 3 saat boyunca sıfır akış koşullarında bırakın.
    NOT: Bakteri hücrelerini 3 saat boyunca sıfır akış koşullarında bırakmak, iyi oksijenlenmiş bir bakteri kültürü sağlarken kullanılan bakteri suşunun bağlanması için optimize edilmiştir. Diğer bakteri suşları az ya da çok zaman gerektirebilir.
  10. Deneyi başlatmak için, şırınga pompasını istenen akış hızına (burada 1 mL / s) ayarlayarak akışı başlatın ve basınç okumasını 1 Hz'de başlatın.
  11. İstenilen zaman aralığında, optik konfigürasyonda ve büyütmede büyüyen biyofilmin görüntülerini elde edin.
    NOT: Bu çalışmada, gözenekli ortamın tüm alanını kapsayan 18 pozisyonda parlak alan modunda 4x büyütmede görüntüler 24 saat boyunca her 6 dakikada bir elde edilmiştir.

5. Görüntü analizi

  1. Görüntü analiz yazılımı (bkz. Malzeme Tablosu) ve bir dikiş algoritması24 kullanarak 18 konumdan görüntüleri dikerek kaydedilen görüntü dizilerinden tüm gözenekli ortamı yeniden oluşturun.
  2. Dikişli görüntü dizilerini tekil görüntü dizisi olarak kaydedin.
    NOT: Dosyalar çok büyükse, bu noktada, görüntüler yeniden ölçeklendirilebilir ve daha fazla işlem için makul bir boyuta bağlanabilir.
  3. Analizden çıkarmak için gözenekli ortamın sütunlarının bir maskesini oluşturun.
  4. Görüntülerin arka planını, t = 0 h'de çekilen görüntüyle arka planlarına bölerek çıkarın (Şekil 2A) ve görüntüleri biyofilmi segmentlere ayırmak için uygun bir eşikte ikili hale getirin (Şekil 2B).
  5. Biyofilmin doygunluğunu, biyofilmin kapladığı alanı (biyofilme atfedilen piksel sayısı) gözenekli alanın boşluk alanına kıyasla hesaplayarak hesaplayın (Şekil 3).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu çalışmada, gözenekli ortamlarda biyofilm oluşumunu sistematik olarak incelemek için farklı gözenek boyutlarına sahip üç paralel mikroakışkan kanala sahip bir mikroakışkan cihaz kullanılmıştır (Şekil 1). Biyofilm oluşum süreci parlak alan mikroskobu kullanılarak görselleştirildi. Bakteri hücreleri ve biyofilm görüntülerde daha koyu pikseller olarak ortaya çıktı (Şekil 2). Ek olarak, kademeli bir tıkanma süreci gözlendi; 24 saatlik bir deney sırasında, başlangı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Basınç sensörleri ile birleştirilmiş mikroakışkan gözenekli ortam analogları, gözenekli ortamlarda biyofilm gelişimini incelemek için uygun bir araç sağlar. Mikroakışkan gözenekli ortamın tasarımındaki çok yönlülük, özellikle çap, düzensiz şekiller ve gözenek boyutu dahil olmak üzere sütunların düzenlenmesi, birçok geometrinin araştırılmasına izin verir. Bu geometriler, tek gözeneklerden, farklı doğal (örneğin topraklar) ve endüstriyel (örneğin, membranlar ve filtreler) gözenekli ortamları taklit eden son derece karmaşık...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Yazarlar, SNSF PRIMA hibe 179834 (E.S.'ye), ETH'den (RS'ye), ETH Zürih Araştırma Hibesinden (RS ve J.J.M.'ye) isteğe bağlı fonlamadan ve Eawag'dan (J.J.M.'ye) isteğe bağlı fonlamadan destek kabul etmektedir. Yazarlar, Şekil 1B'deki deney düzeneğini gösterdiği için Roberto Pioli'ye ve silikon gofret hazırlığı için Ela Burmeister'e teşekkür eder.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Acrodisc 25 mm Şırınga Filtresi, 1.2 & m Versapor MembranPall CorporationPN41901.2 & m filtreler
BD 10 mL Şırınga (Luer-Lock)BD300912kanalı deiyonize su ile doldurmak için kullanılır
Kutu İnkübatörÖmrü Görüntüleme HizmetleriBiyofilm büyüme deneyi sırasında sabit bir sıcaklığa sahip olmak için kullanılır
Hücre yoğunluk ölçer CO8000WPA biyodalgaOD ölçer
Santrifüj şişesiEppendorf301200861,5 mL
CETONI Base 120CETONI GmbHşırınga pompası
CorelCADmikroakışkan kanal geometrilerini tasarlamak için kullanılanCorelDRAW
Kültür tüpleri (14 mL, steril)greiner bio-oneKültür tüpleri
Kurutma fırını, VENTI-LineVWRPDMS'yi kürlemek için fırın
HandyMigrosDeterjan çözeltisi
Sıcak Plazmaişleminden sonra PDMS-cam bağını sertleştirmek içinVRW
ImageJFIJI Görüntü analiz yazılımı
Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick)Eppendorfİnkübatör
İzopropanol (> %99,8)Sigma Aldrich67-63-0
Masterflex transfer borusuMasterflexHV-06419-050,020'' ID, 0,06'' OD
Mikro Kaydıraklar, Düz, 75 x 60 mmCorning2947-75X50Cam kaydıraklar
Mikroakışkan basınç sensörü (1 bar)ElveflowBasınç sensörleri
Miltex Biopsy zımba, çap 1,5 mmMikroakışkan kanalın giriş ve çıkış deliklerini yapmak içinIntegra
mrDev600 geliştiriciMicroresist
Nikon Eclipse Ti2Nikon Instruments
Mikroskop Besin suyu n° 3Sigma Aldrich
Omnifix Şırınga, Luer-Lockile B.Braun, farklı hacimlerde şırıngalar
, Plazma odası, ZeptoDiener ElektronikZEPTO-1 PDMS'yi ve cam slaytı plazma yapıştırmak için kullanılır
Hassas mendiller (Kimtech Science)Kimberly ClarkKCP-7552cam sürgüyü kurutmak için
Elastomerçapraz bağlama maddesi oranını tartmak için kullanılanVWR-CH611-2605
Silikon gofret (10 cm)Silicon Materials Inc. N//Fos < 100> 1-10 & omega; cm
Spincoater, Sıkma modülü SM150Sawatec
SU8 3050 PhotoresistKayakuam
Sü ss MA6 Maske hizalayıcıKrom-cam maskeyi hizalamak için kullanılanSUSS MicroTec Grubu
Sylgard 184Dow Corningsilikon elastomer kiti; kürleme maddesi
Techni Etch Cr01TechnicTechnic Doku
kültürü kabı 150TPP93150
Trikloro (1H, 1H, 2H, 2H perflorooktil) silanSigma Aldrich Sigma Aldrichsilisan gofreti silanize etmek için kullanılır
Veeco Dektak 6 MVeecoProfilometre
, yazılımı sıcaklık kontrollü plaka Puncher, ölçek

Kaynaklar

  1. Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
  2. Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
  3. Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
  4. Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221(2022).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nature Reviews Microbiology. 8 (9), 623-633 (2010).
  6. Davey, M. E., O'Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
  7. Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
  8. Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197(2017).
  9. Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
  10. Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
  11. Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
  12. Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107(2012).
  13. Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
  14. Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
  15. Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
  16. Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
  17. Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116(2018).
  18. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  19. Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
  20. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  21. Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316(2019).
  22. Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536(2021).
  23. Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
  24. Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
  25. Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
  26. Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
  27. Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
  28. Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
  29. Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
  30. Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
  31. Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Biofilm B y mesiAk H zG zenek BoyutuBas n Sens rleriAyd nl k Alan MikroskobisiY zey Kaplama Oranr nga Pompas

İlgili makaleler