Yöntem makalesi

Akciğer Kaynaklı Örneklerden Mikrovasküler ve Makrovasküler Endotel Hücre İzolasyonu ve Saflaştırma

DOI:

10.3791/64885

⸱

3 Şubat 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical, Oral and Biotechnological Sciences, “G. d’Annunzio” University of Chieti-Pescara, 2Center on Advanced Studies and Technology (CAST), “G. d’Annunzio” University of Chieti-Pescara, 3Department of Medicine and Aging Sciences, University “G. d’Annunzio” of Chieti-Pescara, 4U.O. di Chirurgia Toracica e dei Trapianti di Polmone, Fondazione IRCCS Ca’ Granda - Ospedale Maggiore Policlinico di Milano, 5Dipartimento di Fisiopatologia Medico-Chirurgica e dei Trapianti, Università degli Studi di Milano, 6Department of Pharmaceutical Sciences, Università degli Studi di Milano, 7Unit of Cell and Molecular Biology in Cardiovascular Diseases, Centro Cardiologico Monzino IRCCS

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zor olmasına rağmen, pulmoner endotel hücrelerinin izolasyonu, akciğer iltihabı ile ilgili çalışmalar için gereklidir. Bu protokol, makrovasküler ve mikrovasküler endotel hücrelerinin yüksek verimli, yüksek saflıkta izolasyonu için bir prosedürü tanımlamaktadır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sağlıklı ve hastalıklı doku ve organlardan izole edilen hücrelerin mevcudiyeti, kişiselleştirilmiş tıp yaklaşımları için kilit bir unsurdur. Biyobankalar, biyomedikal araştırmalar için geniş bir birincil ve ölümsüzleştirilmiş hücre koleksiyonu sağlayabilse de, bunlar tüm deneysel ihtiyaçları, özellikle de belirli hastalıklar veya genotiplerle ilgili olanları kapsamaz. Vasküler endotel hücreleri (ECs), immün inflamatuar reaksiyonun anahtar bileşenleridir ve bu nedenle çeşitli hastalıkların patogenezinde merkezi bir rol oynamaktadır. Özellikle, farklı bölgelerden gelen EC'ler farklı biyokimyasal ve fonksiyonel özellikler göstererek, güvenilir deneyler tasarlamak için spesifik EC tiplerinin (yani makrovasküler, mikrovasküler, arteriyel ve venöz) kullanılabilirliğini gerekli kılar. Burada, pulmoner arter ve akciğer parankiminden yüksek verimli, neredeyse saf insan makrovasküler ve mikrovasküler endotel hücreleri elde etmek için basit prosedürler ayrıntılı olarak gösterilmiştir. Bu metodoloji, ticari kaynaklardan bağımsızlık elde etmek ve henüz mevcut olmayan EC fenotiplerini / genotiplerini elde etmek için herhangi bir laboratuvar tarafından nispeten düşük bir maliyetle kolayca çoğaltılabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vasküler endotel, kan damarlarının iç yüzeyini kaplar. Kan pıhtılaşmasının, vasküler tonusun ve immün-inflamatuar yanıtların düzenlenmesinde anahtar rol oynar 1,2,3,4. İnsan örneklerinden izole edilen endotel hücrelerinin (ECs) kültürü araştırma amaçları için gerekli olmasına rağmen, farklı kan damarlarından (arterler, damarlar, kılcal damarlar) gelen EC'lerin spesifik işlevleri olduğu belirtilmelidir. Bunlar, vasküler endotel patofizyolojisi ile ilgili çalışmalarda kolayca bulunabilen ve yaygın olarak kullanılan insan umbilikal ven endotel hücreleri (HUVEC) tarafından tam olarak özetlenemez 5,6. Örneğin, insan akciğer mikrovasküler endotel hücreleri (HLMVEC'ler), lökosit alımını ve birikimini kontrol ederek akciğer iltihabında anahtar rol oynamaktadır 4,7. Bu nedenle, akciğer iltihabını yüksek doğrulukla çoğaltmayı amaçlayan deneysel bir ortam, HLMVEC'leri içermelidir. Öte yandan, EC disfonksiyonu çeşitli patolojilerde görülebilir; Bu nedenle, hastadan alınan ECs, hastalığın güvenilir bir in vitro modelini oluşturmak için esastır. Örneğin, kistik fibrozdan (KF) etkilenen kişilerin eksplante akciğerlerinden diseke edilen ECs fragmanlarının pulmoner arterden (HPAEC'ler) izole edilmesi, bu hastalıkta endotel disfonksiyonunun mekanizmalarını ortaya çıkarmamızı sağlamıştır 8,9.

Bu nedenle, hastalık durumlarında da EC'lerin farklı kaynaklardan / organlardan izolasyonunu optimize etmeyi amaçlayan protokoller, araştırmacılara, özellikle bu araçlar ticari olarak mevcut olmadığında, değerli araştırma araçları sağlamak için gereklidir. HLMVEC ve HPAEC izolasyon protokolleri daha önce 10,11,12,13,14,15,16,17,18,19 olarak bildirilmiştir. Her durumda, akciğer örneklerinin enzimatik sindirimi, geçici seçici ortam ve manyetik boncuklar veya sitometrik tabanlı hücre sıralama kullanılarak saflaştırılan karışık hücre popülasyonları ile sonuçlandı. Bu protokollerin daha fazla optimizasyonu, EC izolasyonundaki iki ana konuyu ele almalıdır: (1) EC replikatif yaşlanmasını en aza indirmek için mümkün olan en erken kültür pasajlarında çözülmesi gereken hücre ve doku kontaminasyonu20; ve (2) birincil EC izolatlarının düşük verimi.

Bu çalışma, HLMVEC'lerin ve HPAEC'lerin yüksek verimli, yüksek saflıkta izolasyonu için yeni bir protokolü açıklamaktadır. Bu prosedür kolayca uygulanabilir ve birkaç adımda neredeyse saf makrovasküler ve mikrovasküler ECs verir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma onaylandı ve protokol, Chieti-Pescara Üniversitesi (#237_2018bis) insan araştırma etik komitesinin yönergelerini izledi. Şekil 1, endotel hücrelerinin pulmoner parankim veya pulmoner arter segmentlerinden (1-3 cm uzunluğunda) pnömotoraks veya lobektomi gibi çeşitli nedenlerle göğüs cerrahisi geçiren tanımlanmamış insan deneklerden (yazılı rıza ile) izolasyonunu göstermektedir. Bu son durumda, cerrahlar ayrıca bir pulmoner arter segmenti topladılar. Özellikle, cerrahlara kansersiz örnekler toplamaları için doğru bir şekilde talimat verildi. Sunulan protokol, mümkün olan en yüksek verimi ve saflığı elde etmek için optimize edilmiştir.

1. Deneysel hazırlık

  1. Kollajenaz sulandırma
    1. Kollajenaz tozunu CaCl 2 ve MgCl2 (PBS−−, bakınız Malzeme Tablosu) olmadan fosfat tamponlu salin içinde2 mg/mL konsantrasyonda çözün ve çözeltiyi 0,22 μm gözenek filtresi kullanarak filtreleyin.
    2. 5 mL alikot hazırlayın ve bunları -20 ° C'de saklayın. Alikotları kullanımdan önce çözün ve 37 ° C'ye ısıtın.
  2. Plaka kaplama
    1. Plaka kaplama için, kültür plakasına pipet% 1.5 jelatin çözeltisi veya 50 μg / mL fibronektin (bakınız Malzeme Tablosu) (6 delikli bir plakanın her bir kuyucuğunun yüzeyini kaplamak için 500 μL yeterlidir) ve 37 ° C'de 1 saat boyunca inkübe edin.
    2. Kuluçkadan sonra, fazla jelatini çıkarın ve kuyucukları PBS−− ile yıkayın. PBS'yi aspire edin ve plakanın steril bir başlıkta kurumasını bekleyin.
      NOT: Jelatinin sulandırılması için,% 1.5'lik bir çözelti oluşturmak için tozu suda çözün, daha sonra otoklavlayın ve 4 ° C'de saklayın. % 1.5'teki jelatin, 4 ° C'de sıvı değildir; Bu nedenle, plaka kaplamadan önce ısıtılmalıdır. Alternatif olarak, hücre kültürleri için uygun herhangi bir ticari jelatin çözeltisi plaka kaplaması için kullanılabilir.

2. Numune hazırlama

  1. Akciğer parankimleri
    1. Toplanan numuneleri PBS−− içeren 50 mL'lik bir tüpe batırarak yıkayın.
    2. Numuneleri steril bir Petri kabına aktarın ve cerrahi makas (optimum boyut: >2 cm) kullanarak numuneyi her biri yaklaşık 3-4 mm'lik küçük parçalar halinde manuel olarak doğrayın.
  2. Arter segmenti/segmentleri
    1. Toplanan numuneleri PBS−− içeren 50 mL'lik bir tüpe batırarak yıkayın.
    2. Doğrama yapmadan steril bir Petri kabına aktarın, çünkü parçalanma arter segmentinin enine kesitinin yüzey alanını artıracak ve böylece EC olmayanları izole etme olasılığını artıracaktır.

3. Enzimatik sindirim

  1. Doğranmış akciğer parankimini veya pulmoner arter segmentini / s'yi PBS−− ile iki kez yıkayın. Bu adım, kalan kanın büyük bir bölümünü çıkaracaktır.
  2. Numuneleri 15 mL'lik tüplere yerleştirin ve 37 ° C'de 10 dakika boyunca 5 mL tip 2 kollajenaz ( Malzeme Tablosuna bakınız) ve% 5 CO2 ile inkübe edin. Bu inkübasyon sırasında, hücre dışı matrisin bozulması tek hücreleri ve hücre agregalarını serbest bırakır.

4. Sindirilmiş hücrelerin geri kazanılması

  1. 50 mL'lik bir toplama tüpünün üstüne steril bir çelik/metal süzgeç (yani, ~ 1 mm ağ boyutunda bir çay süzgeci) yerleştirin.
  2. Tüm içeriği 15 mL tüpten süzgecin üzerine dökün, sindirilmiş dokuya bir spatula ile hafifçe masaj yapın ve toplama tüpü dolana kadar numuneyi PBS ile durulayın.
    NOT: Bu adım, milimetre ölçeğinde büyük doku parçalarını ortadan kaldıracak ve sonraki filtreleme adımlarının daha fazla verimliliğini sağlayacaktır.

5. Filtreleme ile EC olmayan giderim

  1. Adım 4.2'de toplanan çıkışı 70 μm ağ boyutunda bir hücre süzgeci kullanarak filtreleyin ve çıkışı yeni bir 50 mL tüpte toplayın.
  2. Ardından, 40 μm ağ boyutuna sahip bir hücre süzgeci kullanın ve çıkışı taze bir 50 mL tüpte toplayın. Bu tüpü "tüp 1" olarak etiketleyin.
    NOT: Adım 5.1 ve adım 5.2'deki bu filtrelemeler, genellikle karışık hücre popülasyonlarından oluşan büyük hücre agregalarını kaldıracaktır.

6. Hücre kümelerinin çökelmesi ve hücre tohumlaması

  1. Hücre kümelerini çökeltmek için numuneleri oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 30 x g'de santrifüj edin.
  2. Süpernatantı steril bir pipet kullanarak dikkatlice çıkarın (dökmeyin) ve taze bir 50 mL tüpe ("tüp 2") yerleştirin.
  3. Peletleri "tüp 1" de askıya alın ve tüpü PBS−− ile 50 mL'ye kadar doldurun. 50 mL'ye kadar "tüp 2" yi PBS−− ile doldurun.
    NOT: Bu adımdan itibaren, her iki tüp de aynı şekilde tedavi edilir.
  4. Numuneleri oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj edin.
  5. Peletleri 2 mL büyüme ortamı ile askıya alın (bakınız Malzeme Tablosu) ve süspansiyonu önceden kaplanmış 6 delikli bir plakanın iki ayrı kuyucuğuna tohumlayın (adım 1.2).
    NOT: Bu adımdan itibaren, sıralama için makul sayıda hücre elde etmek için hücreleri her 2 günde bir büyüme ortamıyla (numune büyüklüğüne bağlı olarak yaklaşık 1 hafta) birleşime ulaşana kadar besleyin.

7. Hücre genişlemesi

  1. Artık kan hücrelerini çıkarmak için hücreleri CaCl 2 ve MgCl 2 (PBS ++, Malzeme Tablosuna bakınız) ile2 mL PBS ile yıkayın (PBS ++ kullanmak hücre ayrılmasını önlemek için önemlidir).
  2. PBS++'ı çıkarın ve taze kültür ortamı ekleyin.
  3. Hücreler akıcılığa ulaşana kadar adım 7.1 ve adım 7.2'yi tekrarlayın (örnek boyutuna bağlı olarak yaklaşık 1 hafta).

8. Hücre sıralama

  1. 500 μL tripsin-EDTA (% 0.05, bakınız Malzeme Tablosu) kullanarak hücreleri ayırın, santrifüj yapın ve peleti 190 μL PBS−− ile yeniden askıya alın.
  2. 10 μL floresan konjuge anti-insan CD31-FITC antikoru ekleyin (1:20 seyreltme, Malzeme Tablosuna bakınız) ve hücre süspansiyonunu 4 ° C'de 30 dakika boyunca inkübe edin.
  3. Hücreleri 10 mL PBS−− kullanarak yıkayın, oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj yapın ve peletleri 300 μL PBS−− içinde tekrar askıya alın.
  4. CD31 pozitif (CD31+) hücreleri, 100 μm'lik bir nozul kullanarak floresanla aktive edilmiş hücre sıralama (FACS) ile izole edin ve toplayın ve bunları bir tüpte toplayın.
    1. Geçit stratejisine göre, önce yan saçılma alanı parametreleri olan SSC-A ve FSC-A'yı kullanarak hücre morfolojisini tanımlayın. Ardından, FSC-Alan/FSC-Yükseklik veya SSC-Alan/SSC-Yükseklik nokta grafiğini kullanarak tek hücreleri seçin, işaretli numunedeki pozitif hücreleri lekesiz kontrol örneğine karşı tanımlayın ve floresan hücreleri toplama tüpü21'e yönlendirin.
  5. Hücre süspansiyonunu oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj edin ve peleti 6 delikli bir plakanın önceden kaplanmış kuyucuklarında tohumlamak için 2 mL büyüme ortamında askıya alın.

9. Sıralama sonrası genişletme

  1. Hücre sıralamasından iki gün sonra, şartlandırılmış ortamı taze büyüme ortamı ile değiştirin.
  2. Hücre genişlemesi için adım 7.1 ve adım 7.2'yi her 2 günde bir yineleyin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

HLMEC izolasyonu
HLMVEC'lerin izolasyonu sırasındaki asıl sorun, mikroskobik kılcal damarlar stromal dokudan kolayca ayrılamadığı için kirletici hücrelerin varlığıdır. Bu nedenle, izolasyon sürecinin en erken aşamalarında mümkün olan en yüksek saflığa ulaşmak, kültür geçişlerini ve dolayısıyla hücre yaşlanmasını azaltmak için çok önemlidir. Benzer şekilde, optimal bir izolasyon protokolü, saf HLMVEC'lerin mümkün olan en yüksek verimini vermelidir. Bu hedeflere ulaşmak için, daha önce açıklanan 10,11,1...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vasküler endotel hücrelerinin insan patofizyolojisinde oynadığı çoklu roller, bu hücreleri in vitro patogenetik ve farmakolojik çalışmalar için vazgeçilmez bir araç haline getirmektedir. Farklı vasküler bölgelerden/organlardan gelen EC'ler kendine özgü özellikler ve işlevler gösterdiğinden, ilgili organdan sağlıklı ve hastalıklı ECs'lerin mevcudiyeti araştırma amaçları için ideal olacaktır. Örneğin, HLMVEC'ler akciğer iltihabı ile ilgili çalışmalar için gereklidir; Bu nedenle, bu hücrelerin yüksek verimli, yükse...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar, araştırmanın potansiyel bir çıkar çatışması olarak yorumlanabilecek herhangi bir ticari veya finansal ilişki olmadan yürütüldüğünü beyan etmektedir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, İtalya Üniversite ve Araştırma Bakanlığı'ndan (eski% 60 2021 ve 2022) R. P.'ye ve İtalyan Kistik Fibroz Vakfı'ndan (FFC # 23 / 2014) ve İtalya Sağlık Bakanlığı'ndan (L548 / 93) MR'ye verilen hibelerle desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0.05 tripsin-EDTA 1XGIBCO25300-054Hücreleri kültür plakalarından ayırmak için kullanılır
Anti CD31 Antikoru, klon WM59DakoM0823İmmünositokimyada CD-31 boyaması için kullanılır. Kullanılan seyreltme: 1:50
Anti vWF AntikoruThermo Fisher ScientificMA5-14029İmmünositokimyada von Willebrand faktör boyaması için kullanılır. Çalışma seyreltme: 1:100
Otoklavlanabilir cerrahi makasHerhangi BirNumuneleri doğramak için kullanılır
Hücre süzgeçleri 40 & mikro; mCorning431750İkinci filtrasyon sırasında kullanılan
Hücre süzgeçleri 70 & mCorning431751İlk filtrasyon sırasında
Kollajenaz, Tip 2WorthingtonLS004177enzimatik sindirim için kullanılan Tip 2 Kollajenaz kullanılır. Çalışma konsantrasyonu: 2 mg / mL
Konjuge anti CD31 AntikoruBD Biosciences555445Hücre sıralaması için kullanılır (1:20 seyreltme)
Dulbecco′ s Fosfat Tamponlu Salin (PBS) ile  CaCl2 ve MgCl2Sigma-AldrichD8662Orta değişimden önce hücre yıkama için kullanılır
Dulbecco′ CaCl 2 < / sub> ve MgCl < sub > <2 / sub > içermeyen Fosfat Tamponlu SalinSigma-AldrichD8537Tripsinizasyondan önce cerrahi numuneleri ve hücreleri yıkamak için kullanılır
Endotel Hücre Büyüme Ortamı MVPromoCellC-22020HLMVEC büyüme ortamı
FibronektinSigma-AldrichF0895İnsan plazmasından fibronektin plaka kaplaması için kullanılır. Çalışma konsantrasyonu: 50 & g/mL
Domuz derisinden elde edilen jelatin, tip ASigma-AldrichG2500Plaka kaplaması için kullanılır
Tip A jelatinSigma-Aldrichg-2500Domuz derisinden elde edilen jelatin, plaka kaplaması için kullanılır. Çalışma konsantrasyonu:% 1.5

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Muller, W. A. Leukocyte-endothelial-cell interactions in leukocyte transmigration and the inflammatory response. Trends in Immunology. 24 (6), 326-333 (2003).
  2. Sumpio, B. E., Timothy Riley, J., Dardik, A. Cells in focus: Endothelial cell. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 34 (12), 1508-1512 (2002).
  3. Lüscher, T. F., Tanner, F. C. Endothelial regulation of vascular tone and growth. American Journal of Hypertension. 6, 283-293 (1993).
  4. Marki, A., Esko, J. D., Pries, A. R., Ley, K. Role of the endothelial surface layer in neutrophil recruitment. Journal of Leukocyte Biology. 98 (4), 503-515 (2015).
  5. Crampton, S. P., Davis, J., Hughes, C. C. W. Isolation of human umbilical vein endothelial cells (HUVEC). Journal of Visualized Experiments. (3), e183(2007).
  6. Ganguly, A., Zhang, H., Sharma, R., Parsons, S., Patel, K. D. Isolation of human umbilical vein endothelial cells and their use in the study of neutrophil transmigration under flow conditions. Journal of Visualized Experiments. (66), e4032(2012).
  7. Dejana, E., Corada, M., Lampugnani, M. G. Endothelial cell-to-cell junctions. FASEB Journal. 9 (10), 910-918 (1995).
  8. Plebani, R., et al. Establishment and long-term culture of human cystic fibrosis endothelial cells. Laboratory Investigation. 97 (11), 1375-1384 (2017).
  9. Totani, L., et al. Mechanisms of endothelial cell dysfunction in cystic fibrosis. Biochimica Et Biophysica Acta. Molecular Basis of Disease. 1863 (12), 3243-3253 (2017).
  10. Gaskill, C., Majka, S. M. A high-yield isolation and enrichment strategy for human lung microvascular endothelial cells. Pulmonary Circulation. 7 (1), 108-116 (2017).
  11. Hewett, P. W. Isolation and culture of human endothelial cells from micro- and macro-vessels. Methods in Molecular Biology. 1430, 61(2016).
  12. van Beijnum, J. R., Rousch, M., Castermans, K., vander Linden, E., Griffioen, A. W. Isolation of endothelial cells from fresh tissues. Nature Protocols. 3 (6), 1085-1091 (2008).
  13. Comhair, S. A. A., et al. Human primary lung endothelial cells in culture. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 46 (6), 723-730 (2012).
  14. Visner, G. A., et al. Isolation and maintenance of human pulmonary artery endothelial cells in culture isolated from transplant donors. The American Journal of Physiology. 267, 406-413 (1994).
  15. Mackay, L. S., et al. Isolation and characterisation of human pulmonary microvascular endothelial cells from patients with severe emphysema. Respiratory Research. 14 (1), 23(2013).
  16. Ventetuolo, C. E., et al. Culture of pulmonary artery endothelial cells from pulmonary artery catheter balloon tips: considerations for use in pulmonary vascular disease. The European Respiratory Journal. 55 (3), 1901313(2020).
  17. Wang, J., Niu, N., Xu, S., Jin, Z. G. A simple protocol for isolating mouse lung endothelial cells. Scientific Reports. 9 (1), 1458(2019).
  18. Wong, E., Nguyen, N., Hellman, J. Isolation of primary mouse lung endothelial cells. Journal of Visualized Experiments. (177), e63253(2021).
  19. Kraan, J., et al. Endothelial CD276 (B7-H3) expression is increased in human malignancies and distinguishes between normal and tumour-derived circulating endothelial cells. British Journal of Cancer. 111 (1), 149-156 (2014).
  20. Khan, S. Y., et al. Premature senescence of endothelial cells upon chronic exposure to TNFα can be prevented by N-acetyl cysteine and plumericin. Scientific Reports. 7 (1), 39501(2017).
  21. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). European Journal of Immunology. 49 (10), 1457(2019).
  22. Miron, R. J., Chai, J., Fujioka-Kobayashi, M., Sculean, A., Zhang, Y. Evaluation of 24 protocols for the production of platelet-rich fibrin. BMC Oral Health. 20 (1), 310(2020).
  23. Lenting, P. J., Christophe, O. D., Denis, C. V. von Willebrand factor biosynthesis, secretion, and clearance: Connecting the far ends. Blood. 125 (13), 2019-2028 (2015).
  24. Thompson, S., Chesher, D. Lot-to-lot variation. The Clinical Biochemist Reviews. 39 (2), 51-60 (2018).
  25. Plebani, R., et al. Modeling pulmonary cystic fibrosis in a human lung airway-on-a-chip. Journal of Cystic Fibrosis. 21 (4), 606-615 (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Akci er Endotel H creleriMikrovask ler Endotel H creleriMakrovask ler Endotel H creleriPulmoner Arter H creleriKollajenaz SindirimiH cre Safla t rmaH cre S zgeci FiltrasyonuSantrif j Y ntemiEndotel H cre Markerlar

İlgili makaleler