Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Uzun Süreli Dolaşım Durması Sonrası Ekstrakorporeal Kardiyopulmoner Resüsitasyonun Pediatrik Hayvan Modeli

2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/65266

⸱

26 Mayıs 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Sant Joan de Déu Research Institute, 2Vanderbilt University School of Medicine, Vanderbilt University, 3Department of Pediatric Critical Care Medicine, Sant Joan de Déu Hospital, 4BCNatal-Barcelona Center for Maternal Fetal and Neonatal Medicine, Sant Joan de Déu Hospital, 5Department of Pediatric Cardiology, Sant Joan de Déu Hospital, 6Department of Critical Care Medicine, University of Pittsburgh

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, ciddi beyin hasarı ve CPB'ye ikincil diğer komplikasyonları incelemek için bir araç olarak dolaşım ve kalp durması ile bir yenidoğan domuz kardiyopulmoner baypas (CPB) modelini tanımlar.

Özet

Konjenital kalp hastalığı (KKH) en sık görülen konjenital malformasyondur ve dünya çapında yılda yaklaşık bir milyon doğum etkilenmektedir. Bu hastalığın kapsamlı bir şekilde araştırılması, uygun ve onaylanmış hayvan modelleri gerektirir. Domuz yavruları, benzer anatomileri ve fizyolojileri nedeniyle translasyonel araştırmalar için yaygın olarak kullanılır. Bu çalışma, ciddi beyin hasarı ve kalp cerrahisinin diğer komplikasyonlarını incelemek için bir araç olarak dolaşım ve kardiyak arrest (CA) ile kardiyopulmoner baypasın (CPB) yenidoğan domuz yavrusu modelini tanımlamayı ve doğrulamayı amaçladı. Bu çalışma, bir malzeme listesi eklemenin yanı sıra, diğer araştırmacıların bu protokolü planlaması ve yürütmesi için bir yol haritası sağlar. Deneyimli uygulayıcılar birkaç deneme yaptıktan sonra, modelin temsili sonuçları, küçük domuz yavrusu boyutuna ve varyant damar anatomisine atfedilen başarısızlıklarla birlikte% 92'lik bir başarı oranı gösterdi. Ayrıca model, uygulayıcıların CA'da değişen süreler, sıcaklık değişiklikleri ve farmakolojik müdahaleler dahil olmak üzere çok çeşitli deneysel koşullar arasından seçim yapmalarına izin verdi. Özetle, bu yöntem çoğu hastane ortamında kolayca bulunabilen, güvenilir ve tekrarlanabilir materyalleri kullanır ve kalp ameliyatı geçiren çocuklarda translasyonel araştırmaları geliştirmek için yaygın olarak kullanılabilir.

Giriş

Konjenital kalp hastalığı (KKH) en yaygın konjenital malformasyondur ve dünya çapında yılda yaklaşık bir milyon doğum etkilenmektedir1. Kardiyotorasik cerrahi (KTS) ve yoğun bakım tedavisindeki modern gelişmeler mortalite oranlarını iyileştirmiş olsa da, komorbiditeler son derece yaygın olmaya devam etmektedir 2,3,4,5. Bilişsel ve motor bozuklukların yanı sıra öğrenme güçlükleri de dahil olmak üzere nörogelişimsel anormallikler bu hastaların yaklaşık %25-50'sinde bildirilmiştir 6,7,8. Yaşamın ilk günlerinde, özellikle dolaşım ve kardiyak arrest (CA) gerektiren cerrahi ameliyatların morbiditeyi arttırdığı gösterilmiştir9. Ameliyat sırasındaki hemodinamik değişiklikler, gelişmekte olan hassas yenidoğan beyni üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir. Deneysel modeller, bu anormalliklerin kökenini daha iyi anlamak ve bu hastaların prognozlarını iyileştirmek için nöroprotektif stratejileri araştırmak için gereklidir.

Bu popülasyonu incelemek için hayvan modellerinin kullanımı geniş çapta belgelenmiştir 5,10,11,12,13,14. Özellikle, domuz yavruları, kardiyak anatomi (Şekil 1), genom ve fizyolojideki yakın yaklaşımların yanı sıra diğer hayvan modellerine kıyasla nispeten daha büyük boyutları göz önüne alındığında mükemmel bir seçenek sunar15 (Şekil 2). Hem kardiyopulmoner baypas (CPB) hem de CA'nın etkilerini incelemek için domuz yavrusu modellerinin kullanımı daha önce açıklanmıştır. Bu deneysel hayvan modelleri, hemodinamik değişiklikleri ve ilişkili son doku organ komplikasyonlarını incelemek için yararlıdır 14,16,17,18,19,20. Bu modeller, araştırmacıların çeşitli deneysel koşullar için esneklikle kontrollü bir ortamda insan koşullarını incelemelerine izin vermek için geliştirilmiştir. Çoğu çalışma, ileri cerrahi beceriler gerektiren, daha yüksek kaynak kullanımı gerektiren ve uzun süreli sağkalımı sağlamayı zorlaştıran bir teknik olan merkezi kanülasyonun kullanımını bildirmektedir. Önceki çalışmalar, CPB 12,15'in incelenmesinde domuz yavrularının kullanımını belgelemiş olsa da, çok azı periferik kanülasyon tekniğini önermiştir.

Bu yeni periferik kanülasyon tekniği, yayınlanmış diğer çalışmalarla karşılaştırıldığında daha kolay, daha az agresif ve daha uygulanabilirdir19. Ayrıca, bu tekniğin yenidoğanlarda ve küçük hayvanlarda doğrulanması yenidir ve KKH ve ilişkili komorbiditelerini incelemek için bir hayvan modeli kullanmakla ilgilenen tüm araştırmacılar tarafından kullanılmak üzere düşünülmelidir. Hayvan modeli deneyleri yürütme konusunda deneyimli malzeme, kaynak ve personel ile donatılmış bir laboratuvara erişimi olan kişiler için özellikle uygundur.

Özetle, bu çalışmanın temel amacı, CA ile CPB'nin bir neonatal domuz yavrusu modelini tanımlamak ve doğrulamaktır. Protokol, CPB cerrahisinin ciddi beyin hasarını ve diğer olası komplikasyonlarını, değişen deneysel koşullarla kontrollü bir ortamda incelemeyi amaçlamaktadır. Bu yöntem, çok çeşitli deneysel protokoller için kullanılabilecek genelleştirilebilir, güvenilir ve yüksek kaliteli bir model sağlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu prosedür, Katalonya Karşılaştırmalı Tıp ve Biyogörüntü Merkezi'nin (CEEA-CMCiB) Hayvan Deneyleri Etik Komitesi (CEEA) tarafından onaylanmıştır. Katalonya Hükümeti ayrıca deneysel protokolü (no. 11652), dosya kimlik numarası FUE-2022-02381434'ü ve kimlik QBXQ3RY3J'yi de onayladı. Denetim ve yardım sağlayan sertifikalı veteriner hekimler de dahil olmak üzere deneyimli uygulayıcılar tüm deneyleri gerçekleştirdi. Bu çalışma için 4-6 günlük, 2.5-3.5 kg ağırlığında domuz yavruları (Sus scrofa domestica) kullanıldı. İlgili önyargılardan kaçınmak için cinsiyet dağılımını dengelemek için bir girişimde bulunuldu.

1. Sedasyon, entübasyon ve erişim

  1. İntramüsküler Ketamin (20 mg / kg), deksmedetomidin (0.02 mg / kg) ve midazolam (0.3 mg / kg) ile sedasyon ve analjezi başlatın. Hayvan derinlemesine sakinleştirildikten sonra (premedikasyonun uygulanmasından 5 dakika sonra), bir burun maskesi (2 L / dak) ile% 100 O2 ile oksijenlendirin. Daha sonra, IV propofol (0.5 mg / kg) ile anestezi indükleyin (bkz.
  2. Domuz yavrusunu sırt yaslanma pozisyonuna getirin. Trakeanın doğrudan görselleştirilmesini kullanarak 2,5 mm manşetli endotrakeal tüp (Malzeme Tablosuna bakınız) kullanarak orotrakeal entübasyon gerçekleştirin.
    1. Akciğer tabanlarının doğrudan oskültasyonu yoluyla uygun endotrakeal tüp yerleşimini onaylayın.
  3. Mekanik ventilasyonu dakikada 30 nefes solunum hızı, 8-12 mL/kg tidal hacim ve 4 cmH2O ekspirasyon sonu basıncı sağlayacak şekilde ayarlayın.
  4. Protokol sırasında kalp atış hızı (HR), kan basıncı (BP) ve oksijen satürasyonu (spO2) ile anestezi derinliğini sürekli olarak izleyin. Ventilasyon ve sedasyon parametrelerini gerektiği gibi ayarlayın.
    NOT: Hayati değerler için ideal değerler 130-160 bpm'lik bir HR, 75-95/60-70 BP ve 85'> bir spO2'dir.
  5. % 1.5 sevofluran ve fentanil (25-200 μg / kg / dak) ile sedasyonu koruyun (Malzeme Tablosuna bakınız).
  6. Kateterleri femoral arter (3 Fr) ve ven (4 Fr) içine yerleştirmek için doğrudan görselleştirmeyi kullanın (bkz. Malzeme Tablosu).
    NOT: Bu kateterler ilaç uygulaması ve numune alımı için kullanılacaktır. Bu nedenle, erişimi sürdürmek önemlidir.

2. CPB devresi kurulumu ve hazırlama

  1. Aşağıdaki adımları izleyerek CPB devresini özelleştirin ve kurun (Şekil 3):
    1. Boruyu mümkün olduğunca kısaltın, ancak yine de hayvanın makineden ulaşması için yeterli mesafeye izin verin.
    2. Membran oksijenatöründen ( Malzeme Tablosuna bakın) dışarı akışı pompaya girişe bağlayan bir boru köprüsü oluşturun ve takın.
      NOT: Köprü, hayvanın CA'ları gerçekleştirilirken kanın makinede dolaşmaya devam etmesine izin vermek için hayati önem taşır.
  2. Tüm bağlantı noktaları kapatıldıktan sonra, devreyi 300 mL heparin-salin solüsyonu (1 L salin içine karıştırılmış 1.000 UI heparin) ve 300 mL taze donör domuz kanı ile doldurun, ardından 3.5 mEq sodyum bikarbonat, 350 UI heparin ve 450 mg kalsiyum glukonat (bkz.
    1. Kan, heparin-salin, sodyum bikarbonat ve kalsiyum glukonat karışımını tüm devre boyunca 2 dakika boyunca 0,3 L/dk hızında çalıştırarak devreyi "süpürün".

3. Cerrahi ve CPB başlangıcı

NOT: Ek Şekil 1 , kanül yerleştirilmesi için gerekli cerrahi malzemeleri göstermektedir.

  1. Kanülasyona hazırlanmak için sol iç juguler veni ve sağ karotid arteri açığa çıkarın (Şekil 4).
  2. Kanülasyon için Seldinger veya "tel üstü" tekniğikullanın 21.
    1. İlk olarak, sol iç juguler ven içine bir iğne kateteri yerleştirin. Bir kan parlaması görüntülendiğinde, kaba dikkatlice bir kılavuz tel yerleştirin ve telin yerinde kalmasını sağlayarak iğneyi çıkarın.
    2. Telin üzerine ve kabın içine bir dilatör geçirin, ardından dilatörü çıkarın.
    3. Tel hala yerindeyken, 8 Fr venöz kanülü geçirin ve yavaşça kabın içine ~ 4 cm ilerletin. Kanülün yerinde kaldığından emin olarak teli dikkatlice çıkarın.
    4. Sağ karotis artere 6 Fr pediatrik arteriyel kanül yerleştirmek için Seldinger tel tekniğini dilatasyon ile tekrarlayın ( Malzeme Tablosuna bakınız).
    5. Arteriyel kanülasyon sırasında, yeni yerleştirilen arteriyel kanül yoluyla bir bolus intravenöz heparin (50 IU / kg) uygulayın.
  3. Erişim sağlandıktan sonra, yanlışlıkla çıkarılmasını önlemek için her iki kanülü de 3-0 poli emilebilir sütürler ve bant kullanarak hayvana güvenli bir şekilde sabitleyin (Şekil 5).
  4. Kanülleri CPB devresine bağlayın ve devrede hava oluşmasını önlemek için bağlantı noktalarına heparinli tuzlu su eklendiğinden emin olun.
  5. İlk akışı 80-85 mL/kg/dk'ya ayarlayın ve yavaşça 150 mL/kg/dk'lık nihai akış hızına yükseltin.
    NOT: Hayvan, deneylerin gerektirdiği sürece CPB'de kalabilir. 1-3 adımlarının bir şeması Ek Şekil 2'de gösterilmiştir.

4. Dolaşım ve kalp durması (CA)

  1. CA'yı indüklemek için 9 mEq KCl uygulayın. Tam arresti değerlendirmek için hayati değerleri kullanın ve ekokardiyografi ile onaylayın. Gerektiğinde ek KCl uygulayın.
  2. Kalp durduktan sonra, dolaşım durmasını sağlamak için hayvanı devreden izole edin.
  3. 1.500 rpm'de dolaşan daha önce açıklanan köprüyü (adım 3.5) kullanarak CPB devre akışını koruyun.

5. Ekstrakorporeal kardiyopulmoner resüsitasyon (eCPR)

  1. Uygun CA koşulu (0 dakika, 30 dakika veya 60 dakika) elde edildiğinde, eCPR resüsitasyonuna başlayın.
  2. Domuz yavrusunu CPB devresine yeniden bağlayın.
  3. Periferik arteriyel erişim yoluyla 3 mL kalsiyum glukonat (2.25 mmol / 10 mL, 1: 2 seyreltilmiş) ve 6 mL sodyum bikarbonat (1 M, 1: 2 seyreltilmiş) uygulayın ve gerektiği kadar doz ekleyin.
    NOT: Gerekirse kardiyoversiyon veya inotropik ilaçlar (adrenalin veya dopamin) kullanılabilir.

6. Ameliyat sonrası bakım

  1. Resüsitasyon yapıldıktan sonra, stabiliteyi sağlamak için hayati değerleri 15 dakika izleyin.
    NOT: Yoğun bakım ünitesi döneminde ideal parametreler şunlardır: HR 100-150 bpm, BP 75-95/60-70 ve spO2 > 85.
  2. Hayvanları manyetik rezonans görüntüleme (MRI) için transfer edin.
    NOT: Görüntülemeden sonra, hayvanlar asla iyileşmedi ve histolojik analiz için beyin örnekleri elde etmek için intravenöz pentobarbital sodyum uygulaması yoluyla anestezi altındayken ötenazi yapıldı. Numune toplama stratejisi de dahil olmak üzere prosedürün deneysel kısmının bir zaman çizelgesi Ek Şekil 3'te görüntülenebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

6 aylık bir süre boyunca, tam protokol, pediatrik yoğun bakım doktorları, pediatrik kardiyologlar, veterinerler ve teknisyenlerden oluşan disiplinler arası bir ekip tarafından 12 kez gerçekleştirildi (Ek Şekil 2 ve Ek Şekil 3).

Şekil 1 ve Şekil 2

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Kardiyopulmoner baypas, yetişkinler, çocuklar ve yenidoğanlar için kalp cerrahisi sırasında yaygın olarak kullanılır. Kanı oksijenlendirmek ve pulmoner ve kardiyak stabilizasyon sağlamak için birlikte çalışan motorlu bir ekstrakorporeal devre ve membran oksijenatörüne dayanır. Önceki çalışmalar, KPB'nin hem hasta hem de eski sağlıklı hastalarda birçok organ sistemini (böbrek, serebral, pulmoner, kardiyak, gastrointestinal) olumsuz etkileyebileceğini göstermiştir 22,23,24.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu proje, Avrupa Birliği'nin Horizon 2020 araştırma ve inovasyon programı, 101017113 numaralı hibe sözleşmesi, Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) ve Vanderbilt Medical Scholars Programından fon almıştır. Jordi Grifols, María del Mar Arevalo, Juan Ricardo Gonzalez, Sara Capdevila, Josep Puig ve Gemma Cristina Monte Rubi dahil olmak üzere CMCiB'nin tüm personeline teşekkür ederiz. Ayrıca anatomik çizimlerdeki yardımları için Abril Culell Camprubí ve Dr. Sergi Cesar Díaz'a özel teşekkürlerimizi sunarız.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 1.5 sevofloranZoetis20070289
2.5 mm endotrakeal tüpHenry Schein988-1782
Periferik arter erişimi için 3 Fr kateterProdimed3872.1
Periferik venöz erişim için 4 Fr kateterProdimed3872.13
6 Fransız ECMO pediatrik arteriyel kanül Medtronic 77206
8 Fransız ECMO pediatrik venöz kanül Medtronic 68112
AdrenalinB Braun469801-1119
Adson forsepsAllgaier aletleri08-030-130Herhangi bir marka
BP manşetMindray
Buprenorfin (0.01 mg/kg)Richter Pharma#9004114000537
Kalsiyum glukonat (2.25 mmol/10 mL)B Braun570-12606194-1119
Deksmedetomidin (0.5-2.0 &mikro; g / kg / dak)Orion farmaGTN 064321000017253
Doletholvetokinol# 3605870004904
DopaminhikmaA044098010
Fentanil (25-200 & mikro; g / kg / dak)Kern Pharma756650.2H
Taze donör domuz kanı Tip OHerhangi biri 
Isı EşanjörüMaquet Gmbh & CoMCP70107.2130
Heparin (1350 UI)ROVI641641.1
Irwin ekartörAesculapBV104RHerhangi bir marka ikame edilebilir
Ketamin (20 mg / kg)Richter Pharma#9004114000452
YağlayıcıHerhangi bir orotrakeal yağlayıcı
Midazolam (0.3 mg / kg)Serra Pamies619627.4
Sivrisinek forsepsAesculapBH109RHerhangi bir marka ikame edilebilir
İğne forsepsAesculapBM016RHerhangi bir marka ikame edilebilir
Normal  tuzlu su (%0,9)B Braun Fisiovet5/469827/0610Herhangi bir marka ikame edilebilir
Boru için plastik kelepçelerAchim Schulz-LauterbachDBGMHerhangi bir marka ikame edilebilir
Potasyum klorür (9 mEq)B Braun3545156
Propofol (0,5 mg/kg)Zoetis579742.7
Quadrox Membran Oksijenatör Maquet Gmbh & CoBE-HMOSD 300000
Rektal termometreHerhangi bir
RotaFlow Konsolu ECMO sistemi Maquet Gmbh & CoMCP00703177Yenidoğan ECMO Sistemi
NeşterAesculapBB074RHerhangi bir marka ikame edilebilir
Sodyum bikarbonat (1 M)Fresenius Kabi634477.4 OH
Cerrahi makasTalmed Inox112Herhangi bir marka ikame edilebilir
Sütür (3/0 poli emilebilir)B Braun Novosyn (R)0068030N1Herhangi bir marka ikame edilebilir
ile değiştirilebilir

Kaynaklar

  1. vander Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
  2. Claessens, N. H. P., et al. Amplitude-integrated electroencephalography for early recognition of brain injury in neonates with critical congenital heart disease. Journal of Pediatrics. 202, 199-205 (2018).
  3. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  4. Bouma, B. J., Mulder, B. J. M. Changing landscape of congenital heart disease. Circulation Research. 120 (6), 908-922 (2017).
  5. Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 14 (2), 136-140 (2010).
  6. Sarrechia, I., et al. Neurocognitive development and behaviour in school-aged children after surgery for univentricular or biventricular congenital heart disease. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 167-174 (2016).
  7. Schlosser, L., et al. Neurocognitive functioning in young adults with congenital heart disease: insights from a case-control study. Cardiology in the Young. 32 (5), 694-701 (2022).
  8. Miller, S. P., et al. Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease. The New England Journal of Medicine. 357 (19), 1928-1938 (2007).
  9. Fang, A., Allen, K. Y., Marino, B. S., Brady, K. M. Neurologic outcomes after heart surgery. Paediatric Anaesthesia. 29 (11), 1086-1093 (2019).
  10. Carr, B. D., et al. Inflammatory effects of blood-air interface in a porcine cardiopulmonary bypass model. ASAIO Journal. 66 (1), 72-78 (2020).
  11. Drabek, T., et al. Emergency preservation and delayed resuscitation allows normal recovery after exsanguination cardiac arrest in rats: A feasibility trial. Critical Care Medicine. 35 (2), 532-537 (2007).
  12. Sheikh, A. M., et al. Proteomics of cerebral injury in a neonatal model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 132 (4), 820-828 (2006).
  13. Khailova, L., et al. Tissue alkaline phosphatase activity and expression in an experimental infant swine model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Journal of Inflammation. 17, 27(2020).
  14. Mavroudis, C. D., et al. Electroencephalographic response to deep hypothermic circulatory arrest in neonatal swine and humans. The Annals of Thoracic Surgery. 106 (6), 1841-1846 (2018).
  15. Gabriel, G. C., et al. Cardiovascular development and congenital heart disease modeling in the pig. Journal of the American Heart Association. 10 (14), 021631(2021).
  16. Dhari, Z., et al. Impact of cardiopulmonary bypass on neurogenesis and cortical maturation. Annals of Neurology. 90 (6), 913-926 (2021).
  17. Wittnich, C., Belanger, M. P., Wallen, W. J., Torrance, S. M., Juhasz, S. A Long-term stable normothermic cardiopulmonary bypass model in neonatal swine. The Journal of Surgery Research. 101 (2), 176-182 (2001).
  18. Lodge, A. J., et al. Regional blood flow during pulsatile cardiopulmonary bypass and after circulatory arrest in an infant model. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (5), 1243-1250 (1997).
  19. Davidson, J. A., et al. Alkaline phosphatase treatment of acute kidney injury in an infant piglet model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Scientific Reports. 9 (1), 14175(2019).
  20. Wang, X., et al. Ulinastatin protects against acute kidney injury in infant piglets model undergoing surgery on hypothermic low-flow cardiopulmonary bypass. PLoS One. 10 (12), e0144516(2015).
  21. Tegtmeyer, K., Brady, G., Lai, S., Hodo, R., Braner, D. Videos in clinical medicine: placement of an arterial line. The New England Journal of Medicine. 354 (15), 13(2006).
  22. Nteliopoulos, G., et al. Lung injury following cardiopulmonary bypass: a clinical update. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 20 (11), 871-880 (2022).
  23. Jufar, A. H., et al. Renal and cerebral hypoxia and inflammation during cardiopulmonary bypass. Comprehensive Physiology. 12 (1), 2799-2834 (2021).
  24. Nollert, G., Reichart, B. Cardiopulmonary bypass and cerebral injury in adults. Shock. 16 (1), 16-19 (2001).
  25. Tóth, Z., Györimolnár, I., Abrahám, H., Hevesi, A. Cannulation and cardiopulmonary bypass produce selective brain lesions in pigs. Asian Cardiovascular & Thoracic Annals. 14 (4), 273-278 (2006).
  26. Senra, D. F., et al. A rat model of acute lung injury induced by cardiopulmonary bypass. Shock. 16 (3), 223-226 (2001).
  27. Liu, M. D., Luo, P., Wang, Z. J., Fei, Z. Changes of serum Tau, GFAP, TNF-α and malonaldehyde after blast-related traumatic brain injury. Chinese Journal of Traumatology. 17 (6), 317-322 (2014).
  28. Kim, W. G., Moon, H. J., Won, T. H., Chee, H. K. Rabbit model of cardiopulmonary bypass. Perfusion. 14 (2), 101-105 (1999).
  29. Mei, B., et al. Acute adrenal cortex injury during cardiopulmonary bypass in a canine model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (2), 696-706 (2018).
  30. Cameron, D., Tam, V., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  31. Belanger, M., Wittnich, C., Torrance, S., Juhasz, S. Model of normothermic long-term cardiopulmonary bypass in swine weighing more than eighty kilograms. Comparative Medicine. 52 (2), 117-121 (2002).
  32. Münch, F., et al. Improved contractility with tepid modified full blood cardioplegia compared with cold crystalloid cardioplegia in a piglet model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 48 (2), 236-243 (2015).
  33. Tirilomis, T., Paz, D., Nolte, L., Schoendube, F. A. Modified aortic cannulation for cardiopulmonary bypass in neonatal piglet model. Journal of Cardiac Surgery. 23 (5), 503-504 (2008).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Kardiyopulmoner BypassKardiyak ArrestEkstrakorporeal ResüsitasyonKonjenital Kalp HastalığıDomuz Yavrusu ModeliPeriferik KanülasyonBeyin HasarıMekanik VentilasyonDifüzyon Tensör Görüntüleme
Uzun Süreli Dolaşım Durması Sonrası Ekstrakorporeal Kardiyopulmoner Resüsitasyonun Pediatrik Hayvan Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.