Burada, Drosophila juvenil beynindeki anten lobu sinaptik glomerüllerinin koku alma deneyimine bağlı yeniden şekillenmesini indükleme ve analiz etme yöntemlerini açıklıyoruz.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Erken Yaşamın Kritik Bir Döneminde Juvenil Beyin Koku Alma Duyusal Nöron Sinaptik Bağlantısının Deneyime Bağlı Yeniden Modellenmesi
* These authors contributed equally
Bu makalede
Özet
Özet
Erken yaşam koku alma duyusal deneyimi, Drosophila çocuk beyninde, deneyimsel olarak doza bağımlı, zamansal olarak kısıtlı ve yalnızca kısa, iyi tanımlanmış bir kritik dönemde geçici olarak geri dönüşümlü olan dramatik sinaptik glomerül yeniden şekillenmesine neden olur. Beyin devresi sinaptik bağlantı yeniden şekillenmesinin yönlülüğü, koku alma duyu nöronlarının yanıt veren reseptör sınıfına etki eden spesifik koku verici tarafından belirlenir. Genel olarak, her nöron sınıfı sadece tek bir koku reseptörünü eksprese eder ve tek bir koku alma sinaptik glomerulusunu innerve eder. Drosophila genetik modelinde, koku alma glomerüllerinin tam dizisi, koku verici duyarlılığı ve davranışsal çıktı ile tam olarak haritalanmıştır. Etil bütirat (EB) koku verici, VM7 glomerulusunu innerve eden Or42a reseptör nöronlarını aktive eder. Erken yaşam kritik döneminde, EB deneyimi, Or42a koku alma duyu nöronlarında doza bağlı sinaps eliminasyonunu yönlendirir. Dozlanmış EB koku maruziyetinin zamanlanmış periyotları, çocuk beyninde deneyime bağlı devre bağlantı budamasının araştırılmasına izin verir. Anten lob sinaptik glomerüllerinin konfokal mikroskopi görüntülemesi, sinaps sayısı ve innervasyon hacminin ölçülmesini sağlayan Or42a reseptörü güdümlü transgenik belirteçlerle yapılır. Gelişmiş Drosophila genetik araç seti, beyin devresinin yeniden şekillenmesine aracılık eden hücresel ve moleküler mekanizmaların sistematik olarak incelenmesini sağlar.
Giriş
Erken yaşamda genç beyin devrelerinin yeniden şekillenmesi, bir hayvanın doğduğu oldukça değişken, öngörülemeyen ortama uyacak şekilde büyük ölçekli sinaptik bağlantı değişiklikleri için son şansı temsil eder. En bol bulunan hayvan grubu olan böcekler, bu evrimsel olarak korunmuş, temel kritik dönem yeniden şekillenme mekanizmasını paylaşırlar1. Kritik dönemler, duyusal girdinin başlamasıyla açılır, bağlantıyı optimize etmek için tersine çevrilebilir devre değişiklikleri sergiler ve ardından stabilizasyon kuvvetleri daha fazla yeniden şekillenmeye direndiğinde kapanır2. Böcekler özellikle koku alma duyusal bilgisine bağımlıdır ve iyi tanımlanmış bir koku alma kritik periyodu gösterir. Drosophila, çocuk beynindeki bu deneyime bağlı kritik dönemi araştırmak için mükemmel bir genetik model sunar. Eklosyonu takip eden ilk birkaç gün boyunca koku deneyimi, bireysel olarak tanımlanan sinaptik glomerüllerde çarpıcı devre bağlantı değişikliklerine neden olur 3,4. Yeniden şekillenme yönü, spesifik giriş koku verici deneyimine bağlıdır. Bazı koku vericiler, eklosiyon sonrası (dpe)3,5,6,7 sonrası birkaç gün boyunca sinaptik glomerulus hacminde bir artışa neden olurken, diğer koku vericiler 0-2 dpe kritik dönemde sinapsların hızlı bir şekilde elimine edilmesine neden olarak innervasyon hacminin azalmasına neden olur 8,9,10. Spesifik olarak, etil bütirat (EB) koku verici deneyimi, Or42a koku alma reseptörü nöronlarının doza bağlı sinaptik budamasını yalnızca bu erken yaşam kritik döneminde8 yönlendirir. Sinaps eliminasyonu, kritik periyot içinde EB koku girdisini modüle ederek tamamen geri dönüşümlüdür, ancak kritik periyodun kapanmasını takiben kalıcı hale gelir. Bu koku alma deneyimine bağlı sinaptik budama, genç beyin devresinin yeniden şekillenmesinin altında yatan zamansal olarak kısıtlı mekanizmaları aydınlatmak için değerli bir deneysel sistem sağlar.
Burada, erken yaşam kritik döneminde Or42a reseptörü koku alma duyu nöronlarının EB deneyimine bağlı sinaptik budamasını indüklemek ve analiz etmek için kullanılan ayrıntılı bir protokol sunuyoruz. Anten lob VM7 glomerulusundaki Or42a sinaptik terminallerinin, doğrudan Or42a promotörüne (Or42a-mCD8::GFP)11 kaynaşmış veya Gal4/UAS ikili ifade sistemi (Or42a-Gal4 kullanan UAS-mCD8::GFP)12 kullanılarak, membrana bağlı bir mCD8::GFP işaretleyicisinin transgenik olarak sürülmesiyle spesifik olarak etiketlenebileceğini gösteriyoruz. Bireysel Or42a nöron sinapsları, bir dizi floresan etikete (örneğin, Bruchpilot::RFP)8 kaynaşmış presinaptik aktif bölge belirteçlerinin hedeflenmiş transgenik ekspresyonu veya ultrastrüktürel sinaps analizleri için elektron yoğun bir sinyal (örneğin, miniSOG-mCherry)8 kullanılarak benzer şekilde etiketlenebilir. OR42a sinaptik terminalleri, lazer taramalı konfokal mikroskopi ve transmisyon elektron mikroskobunun bir kombinasyonu ile görüntülenebilir. Or42a sinaptik glomerül budamasının EB dozuna bağımlı olduğunu ve zamanlanmış koku verici deneyiminin konsantrasyonuna ölçeklendiğini gösteriyoruz. Bir araç olarak kullanılan mineral yağda çözünen EB koku maddesinin yüzdesi, gelişimsel olarak evrelenmiş hayvanlarda koku maddesine maruz kalmanın zamanlanmış süresi gibi değişebilir. Son olarak, VM7 innervasyon floresan yoğunluğunu ve hacmini ölçerek sinaptik glomerül budamasının kapsamını analiz etmek için kullanılan yöntemleri gösteriyoruz. Sinaps sayısı ayrıca etiketli sinaptik punkta sayılarak ve transmisyon elektron mikroskobu8 kullanılarak sinaptik yapı parametreleri ölçülerek de ölçülebilir. Genel olarak, burada gösterilen protokol, genç kritik bir dönemde Drosophila koku alma devresi sinaptik bağlantı budamasına aracılık eden hem hücresel hem de moleküler mekanizmaların sistematik olarak diseksiyonunu sağlayan güçlü bir yaklaşımdır. Bu çalışmada açıklanan genel koku maruziyeti kurulumu, diğer kokular kullanılarak ve diğer glomerüller 3,7 kullanılarak önceki çalışmalarda kullanılmıştır.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Protokol
1. Koku maruziyeti
- İnce bir boya fırçası kullanarak, gelişimsel olarak evrelenmiş 40-50 hayvanı, standart mısır unu pekmezi yemi içeren 25 mm x 95 mm polistiren Drosophila şişelerine fazat koyu pupa (25 ° C'de 90+ saat sonra) olarak sıralayın (Şekil 1A).
- Sinekleri tutmak ve aynı zamanda iyi hava akışı sağlamak için Drosophila şişelerinin ucuna ince paslanmaz çelik tel örgü yerleştirin. Bantlanmış şeffaf film ile tel örgü kapakları Drosophila şişelerinin yan tarafına sabitleyin.
- 1,5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne, 1 mL %100 mineral yağ (araç kontrolü) yerleştirin veya istenen konsantrasyonu elde etmek için mineral yağda etil bütirat (EB) kokusunu çözün (örn., %15 (150 μL) veya %25 (250 μL)).
- Araç kontrol veya koku verici mikrosantrifüj tüplerini hava geçirmez 3700 mL Glasslock kabına dik olarak yerleştirin. Bant kullanarak, tüpleri Drosophila şişeleri ile birlikte koku odalarının ortasına güvenli bir şekilde sabitleyin (Şekil 1B).
- Aşamalı Drosophila pharate pupa şişelerini içeren kapalı araç kontrol ve EB koku verici odalarını, 12 saat/12 saat aydınlık/karanlık döngüsünde nemlendirilmiş (%70), sıcaklık kontrollü (25 °C) bir inkübatöre yerleştirin.
- 4 saatlik koku haznesi maruziyetinden sonra yeni kapatılan sinekleri çıkarın ve 20-25 sineği taze yapılmış koku verici içeren odalardaki taze Drosophila şişelerine hızla aktarın (Şekil 1A, B). Kapatılmamış pupaları atın.
- Sinekleri kapalı koku odalarında, inkübatörlerde toplam 24 saat bekletin. Daha uzun koku verici dozu için, sinekleri her 24 saatte bir yeni yapılmış koku verici odalarındaki yeni Drosophila şişelerine hızla aktarın.
- Gelişimsel olarak evrelenmiş sinekleri, acil beyin diseksiyonu ve immünositokimya işlemine hazırlık olarak 1 dakika boyunca% 70 etanol içeren bir tabağa batırarak uyuşturun.
2. Beyin diseksiyonu
- Şişeleri etiketleyerek araç kontrolü (yalnızca %100 mineral yağ) veya EB'ye maruz kalan (% EB) olarak işaretleyin ve bu tanımlamaları tüm beyin diseksiyonu ve sonraki işlem süresi boyunca koruyun. Her genotip/koku verici durumu için 10-20 hayvanı işleyin.
- Forseps kullanarak, anestezi uygulanmış tek bir sineği yeni yapılmış fosfat tamponlu salin (PBS) içeren küçük bir tabağa aktarın13. Sineği PBS'ye daldırın ve sinek tamamen suya batırılmış halde tam beyin diseksiyonuna devam edin.
- Her iki elinizde ince (# 5) keskinleştirilmiş forseps ile, sinek ventral tarafı yukarı gelecek şekilde yerleştirin ve bir forseps ile üst toraksı ve diğer forseps ile hortumun altındaki başı kavrayın. Beyne nüfuz etmemeye dikkat edin.
- İki elinizle zıt yönlerde hafifçe çekerek başı vücudun geri kalanından çıkarın. Baş, torakstan kolayca ayrılmalıdır; diseksiyon için izole edilmiş başlığı bırakın (Şekil 1C).
- Daha önce göğüs kafesi kavramak için kullanılan forsepsleri hortumun karşı tarafının altına kaydırın. Dış iskelet kütikülünü zıt yönlerde nazikçe çekmeye başlayın, böylece beyni ortaya çıkarmak için gözler arasında yırtılır.
- Çekerken, beyin optik lobları dış iskelet ile birlikte ayrılabilir. Bunu önlemek için, dış iskelet kütikülünü çıkarırken iki forseps ile yavaş, sabit bir çekme kullanın (Şekil 1C, orta).
- Dış iskelet kütikülünü baştan çıkarmaya devam edin. Dış iskeletin tüm parçalarının çıkarıldığından emin olun. Yağ gövdesi ve çıkıntılı trakea dahil olmak üzere beyne bağlı tüm dokuları çıkarın.
- Yapışmayı önlemek için P20 pipet ucunu PBS + %0,2 Triton-X 100 (PBST) ile durulayın. Diseksiyondan hemen sonra, beyinleri kapaklı bir tüpte sabitleme solüsyonuna (% 4 paraformaldehit (PFA) +% 4 sükroz) aktarın (Şekil 1C, D).
3. Beyin immünositokimyası
- Beyni, uçtan uca döndürme ile oda sıcaklığında (RT) 30 dakika sabitleyin. Beyinleri tüpte tutarken, pipetleyin ve tehlikeli sabitleyiciyi uygun şekilde atın. Sabit beyinleri PBS ile 3x hızlı bir şekilde yıkayın (Şekil 1D).
- Beyinler genellikle rotasyondan sonra tüplerin kapağına sıkışmış olarak bulunabilir. Tüm transferlerde sürekli bir tehlike olan kazara beyin kaybını önlemek için, sıvıları pipetlerken bir diseksiyon mikroskobu kullanın.
- Antikor etiketlemesine hazırlanırken, sabit beyinleri PBST +% 1 sığır serum albümini (BSA) +% 0.5 normal keçi serumu (NGS) ve sabit uçtan uca rotasyon ile RT'de 1 saat bloke edin (Şekil 1D).
- Bloğu çıkarın ve beyinleri PBST +% 0.2 BSA +% 0.1 NGS'de uygun şekilde seyreltilmiş seçilen primer antikor ile inkübe edin. Beyni gece boyunca (14-16 saat) 4 ° C'de sabit rotasyonla inkübe edin.
NOT: Kullanılan örnek antikorlar: sinaptik glomerülleri etiketlemek için sıçan anti-CadN (seyreltme 1:50)14 ve Or42a-mCD8::GFP'yi etiketlemek için tavuk anti-GFP (1:1000)8 (Şekil 1D). - Birincil antikoru pipetleyin. Beyinleri PBST ile her biri 3 dakika boyunca 20 kez yıkayın. PBST'de %0.2 BSA + %0.1 NGS ile seyreltilmiş ikincil antikorlarla beyinleri, sabit rotasyonla RT'de 2 saat boyunca inkübe edin.
NOT: Alternatif olarak, beyinleri gece boyunca (14-16 saat) 4 ° C'de kuluçkaya yatırın. PBST'deki antikorları% 0.2 BSA +% 0.1 NGS ile seyreltin; Burada kullanılan ikincil antikorlar: 488 keçi anti-tavuk (1:250) ve 546 keçi anti-sıçan (1:250). - İkincil antikorları pipetleyin. Beyinleri PBST ile her biri 3 dakika boyunca 20 kez yıkayın. Beyinleri PBS ile 20 dakika yıkayarak bitirin (Şekil 1D).
- Slayta birbirinden ~ 25 mm aralıklarla iki ince çift taraflı yapışkan bant şeridi ekleyerek cam mikroskop slaytlarını (25 mm x 25 mm) hazırlayın. Bu, beyinlerin ezilmesini önlemek için bir ara parça sağlar.
- Beyni monte etmek için iki bant şeridi arasına ~ 10-15 μL montaj ortamı pipetleyin. PBST ile önceden durulanmış bir P20 pipet ucu ile, etiketli beyinleri mikroskop lamına aktarın (Şekil 1E).
- Beyinler aktarıldıktan sonra, anten loblarının yukarı baktığından emin olarak hizalamak için ince bir boya fırçası kullanın. Anten loblarını içerecek olan kemerli kambura sahip tarafı arayın.
- Beyinler düzgün bir şekilde yönlendirildikten sonra, lamellerin bant üzerinde sağlam olduğundan emin olmak için onları bir cam lamel (No. 1.5H) ile örtün. Ardından, lamel kenarlarını ek montaj ortamı ile doldurun (Şekil 1E).
- Lamelin kenarlarını şeffaf oje ile kapatın. Slaytın iyice kurumasını bekleyin ve ardından sonraki görüntüleme için buzdolabında saklayın.
4. Konfokal görüntüleme
- Daha sonra kod çözme için slaydı kodlanmış bir etiketle işaretleyerek görüntülemeden önce tüm beyin slaytlarını hem genotip hem de deneyim koşullarına kör edin.
- 63x yağa daldırma objektifine sahip lazer taramalı konfokal mikroskop kullanın. Burada gösterilen tüm resimlerde bir Zeiss 510 META mikroskobu kullanıyoruz (Şekil 1F).
- Kullanılan floroforlar için uygun lazer çizgileri kullanın. Burada, anten lobu sinaptik glomerül ve Or42a koku alma duyusal nöron görüntülemesi için bir Argon 488 ve HeNe 543 lazer kullanın (Şekil 2).
- Her iki kanal için en uygun kazancı ve ofseti belirleyin, ideal olarak her iki kanal için kazancı <750 ve ofset ≈0 tutun. Bu, arka planı sınırlarken sinyal-gürültünün optimum olmasını sağlamak için yapılır.
- Görüntülemeyi beynin merkezine yerleştirin. Görüntüleme yapılırken VM7 glomerülleri, diseksiyon sırasında özofagusun çıkarılmasını takiben beynin ortasında kalan deliğe proksimalde yerleşir (Şekil 2A).
NOT: VM7 glomerülleri her zaman yemek borusunun açıklığına yakın olacaktır. Bununla birlikte, tam konum ve boyut, beyin diseksiyonu ve montaj farklılıklarına bağlı olarak biraz değişir, bu nedenle görüntüleme yaparken bunu göz önünde bulundurun. - Görüntüleme çözünürlüğünü ve optik dilim kalınlığını seçin. Burada, 0,37 μm'lik bir Z-yığını dilim kalınlığına sahip 1024 x 1024 çözünürlük kullanılır.
- VM7 glomerüllerinin tam Or42a nöron innervasyonunun yakalanmasını sağlamak için anten lobu boyunca tüm bir konfokal Z-yığını projeksiyonunu alın.
5. Sinaptik ölçümler
- Genotip/durum körü görüntüyü Fiji'ye (1.54f) yükleyin. Image > Color (Renk) > Split Channel (Kanalları Böl) seçeneğini tıklatarak lazer çizgi kanallarını bölün.
- Or42a koku alma duyu kanalında, floresansın nerede başladığını ve bittiğini belirleyerek, Z yığınının tamamı boyunca kaydırarak hangi dilimlerin Or42a innervasyonunu içerdiğini belirleyin.
- Görüntü > Yığınları > Z Projesi > Dilimleri Topla'ya tıklayarak ve istenen aralığı girerek yalnızca Or42a nöron innervasyonu içeren dilimleri içeren bir toplam dilim projeksiyonu oluşturun.
- Fiji'de, VM7 glomerulusundaki Or42a nöron innervasyonunun ana hatlarını izlemek için üst çubuktaki Kement aracına tıklayın ve her bir beyin tarafı glomerulusunu bağımsız olarak tedavi edin (Şekil 3).
- VM7 sinaptik glomerulus innervasyon hacmini elde etmek için çevreyi Z-yığın dilimlerinin sayısı ve her dilimin kalınlığı ile çarpın. Sinaps sayısını ölçmek için, maksimum bul aracı, belirtilen 8,15 bölgesindeki sinaps punktasını saymak için maksimum yığınları bul makrosu ile birlikte kullanılabilir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Sonuçlar
Şekil 1 , koku alma deneyimine bağlı kritik dönem, koku verici maruziyeti ve beyin görüntüleme yöntemleri için iş akışını göstermektedir. Protokol, eklosiyondan hemen önce fazat koyu pupaların yaş eşleştirmesi ile başlar (Şekil 1A). Pupalar 4 saat boyunca koku verici odalara yerleştirilir ve daha sonra yeni kapatılmış yetişkinler ya araç kontrolünde ya da dozlanmış EB koku verici odalarında taze şişelere dönüştürülür (Şekil 1B). Kok...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Burada sunulan koku verici maruziyeti ve beyin görüntüleme protokolü, erken yaşamda kritik bir dönemde deneyime bağlı koku alma duyusal nöron sinaptik glomerül budamasını güvenilir bir şekilde indüklemek ve ölçmek için kullanılabilir. Koku alma devresinin yeniden şekillenmesini araştırmak için bu tedavi paradigmasını kullanan daha önceki çalışmalar, eklosiyondan 2. gün sonra koku maruziyetinebaşladı 3,4,5
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Yazarlar hiçbir rekabet çıkarı beyan etmezler.
Teşekkürler
Diğer Broadie Lab üyelerine değerli katkıları için teşekkür ederiz. Figürler BioRender.com kullanılarak oluşturulmuştur. Bu çalışma, Ulusal Sağlık Enstitüsü hibeleri MH084989 ve K.B.'ye NS131557 desteklenmiştir.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| Kokuya Maruz Kalma İçin | |||
| Drosophila flakonlar | Genesee Scientific | 32-110 | |
| Etil bütirat | Sigma Aldrich | E15701 | |
| Mikrosantrifüj tüpleri | Fisher Bilimsel | 05-408-129 | |
| Mineral yağ | Sigma Aldrich | M3516 | |
| Koku odaları | Glasslock | ||
| Boya fırçaları | Winsor & Newton | Serisi 233 | |
| Parafilm | Thermofisher | S37440 | |
| Hasır | Scienceware | 378460000 | |
| Beyin Diseksiyonu | |||
| Etanol, 190 kanıt | Decon Labs | 2801 | %70'e Seyreltilmiş |
| Forseps | Güzel Bilim Araçları | 11251-30 | Dumont # 5 |
| Paraformaldehit | Elektron Mikroskobu Bilimleri | 157-8 | %4'e seyreltilmiş |
| Petri kapları | Fisher Scientific | 08-757-100B | |
| Fosfat tamponlu salin | Thermo Fisher Scientific | 70011-044 | 1x |
| Sucrose | Fisher Scientific'e | BP220-1 | |
| Sylgard Elektron | Mikroskobu Bilimleri | 24236-10 | |
| Triton-X 100 | Fisher Scientific | BP151-100 | |
| Beyin İmmünositokimyası< / güçlü > | |||
| 488 keçi anti-tavuk | Invitrogen | A11039 | |
| 546 keçi anti-sıçan | Invitrogen | A11081 | |
| Sığır serum albümini | Sigma Aldrich | A9647 | |
| Tavuk anti-GFP | Abcam | 13970 | |
| Lameller | Avantor | 48366-067 | 25 x 25 mm |
| Çift taraflı bant | Scotch | 34-8724-5228-8 | |
| Fluoromount-G | Elektron Mikroskobu Bilimleri | 17984-25 | |
| Mikroskop slaytları | Fisher Scientific | 12-544-2 | 75 x 25 mm |
| Oje | Sally Hansen | 109 | Xtreme Aşınma, Görünmez |
| Normal keçi serumu | Sigma Aldrich | G9023 | |
| Sıçan anti-CadN | Gelişimsel Çalışmalar Hibridoma Bankası | AB_528121 | |
| Konfokal/Analiz | |||
| Herhangi bir bilgisayar/dizüstü bilgisayar | |||
| Konfokal mikroskop | Carl Zeiss | Zeiss 510 META | |
| Fiji yazılımı | Fiji | Sürüm 2.14.0/1.54f |
Kaynaklar
- English, S., Barreaux, A. M. The evolution of sensitive periods in development: insights from insects. Curr Opinion Behav Sci. 36, 71-78 (2020).
- Fabian, B., Sachse, S. Experience-dependent plasticity in the olfactory system of Drosophila melanogaster and other insects. Fron Cell Neurosci. 17, 1130091(2023).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ferrús, A. Odor exposure causes central adaptation and morphological changes in selected olfactory glomeruli in Drosophila. J Neurosci. 21 (16), 6274-6282 (2001).
- Devaud, J. M., Acebes, A., Ramaswami, M., Ferrús, A. Structural and functional changes in the olfactory pathway of adult Drosophila take place at a critical age. J Neurobiol. 56 (1), 13-23 (2003).
- Sachse, S., et al. Activity-dependent plasticity in an olfactory circuit. Neuron. 56 (5), 838-850 (2007).
- Das, S., et al. Plasticity of local GABAergic interneurons drives olfactory habituation. Pro Natl Acad Sci U S A. 108 (36), E646-E654 (2011).
- Kidd, S., Struhl, G., Lieber, T. Notch is required in adult Drosophila sensory neurons for morphological and functional plasticity of the olfactory circuit. PLoS Genet. 11 (5), e1005244(2015).
- Golovin, R. M., Vest, J., Vita, D. J., Broadie, K. Activity-dependent remodeling of Drosophila olfactory sensory neuron brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 39 (16), 2995-3012 (2019).
- Golovin, R. M., Vest, J., Broadie, K. Neuron-specific FMRP roles in experience-dependent remodeling of olfactory brain innervation during an early-life critical period. J Neurosci. 41 (6), 1218-1241 (2021).
- Chodankar, A., Sadanandappa, M. K., Raghavan, K. V., Ramaswami, M. Glomerulus-selective regulation of a critical period for interneuron plasticity in the drosophila antennal lobe. J Neurosci. 40 (29), 5549-5560 (2020).
- Stephan, D., et al. Drosophila Psidin regulates olfactory neuron number and axon targeting through two distinct molecular mechanisms. J Neurosci. 32 (46), 16080(2012).
- Doll, C. A., Broadie, K. Activity-dependent FMRP requirements in development of the neural circuitry of learning and memory. Development. 142 (7), 1346-1356 (2015).
- Tito, A. J., Cheema, S., Jiang, M., Zhang, S. A simple one-step dissection protocol for whole-mount preparation of adult Drosophila brains. J Vis Exp. (118), e55128(2016).
- Okumura, M., Kato, T., Miura, M., Chihara, T. Hierarchical axon targeting of Drosophila olfactory receptor neurons specified by the proneural transcription factors Atonal and Amos. Genes to Cells. 21 (1), 53-64 (2016).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Vita, D. J., Meier, C. J., Broadie, K. Neuronal fragile X mental retardation protein activates glial insulin receptor mediated PDF-Tri neuron developmental clearance. Nat Comm. 12 (1), 1160(2021).
- Gugel, Z. V., Maurais, E. G., Hong, E. J. Chronic exposure to odors at naturally occurring concentrations triggers limited plasticity in early stages of Drosophila olfactory processing. eLife. 12, 85443(2023).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
