Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Hafif Travmatik Beyin Hasarı Olan Bir Fare Modelinde Kan-Beyin Bariyeri Bozulmasının Değerlendirilmesi

1.9K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/66653

⸱

18 Ekim 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, National Defense Medical College, 2Department of Pharmacology, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

Bu makalede

Özet

Farelere farklı zaman noktalarında iki floresan boya uygulanarak kan-beyin bariyeri (BBB) bozulmasına bağlı boya ekstravazasyonunu görselleştirmek için bir yöntem geliştirilmiştir. Gliserolün kriyoprotektan olarak kullanılması, aynı numune üzerinde immünohistokimyayı kolaylaştırdı.

Özet

Floresan boyalar, kan-beyin bariyeri (BBB) bozulması nedeniyle meydana gelen boya ekstravazasyonunun derecesini belirlemek için kullanılır. Bu boyalarla etiketleme, kandaki boya konsantrasyonu, beyin damarlarının geçirgenliği, boya ekstravazasyon süresi ve bozunma ve difüzyon nedeniyle dokudaki boya konsantrasyonunun azalması gibi çeşitli faktörlerden etkilenen karmaşık bir işlemdir. Hafif travmatik beyin hasarı modelinde, patlamaya bağlı şok dalgalarına (BSW'ler) maruz kalma, sınırlı bir zaman penceresi içinde BBB bozulmasını tetikler. BBB parçalanmasının kesin sırasını belirlemek için, Evans mavisi ve floresein izotiyosiyanat-dekstran, BSW maruziyetine göre çeşitli zaman noktalarında farelere intravasküler ve intrakardiyal olarak enjekte edildi. Boya floresansının beyin dilimlerindeki dağılımı daha sonra kaydedildi. İki boya arasındaki dağılım ve yoğunluktaki farklılıklar, BBB parçalanmasının uzay-zamansal sırasını ortaya çıkardı. Beyin dilimlerinin immün boyanması, astrositik ve mikroglial yanıtların BBB yıkım bölgeleri ile ilişkili olduğunu gösterdi. Bu protokol, farklı BBB arıza modellerini içeren çalışmalarda uygulama için geniş bir potansiyele sahiptir.

Giriş

Kan-beyin bariyeri (BBB) bozulması ve işlev bozukluğuna sistemik inflamasyon, enfeksiyonlar, otoimmün hastalıklar, yaralanmalar ve nörodejeneratif hastalıklar neden olur1. Patlamaya bağlı şok dalgalarına (BSW'ler) maruz kalmaktan kaynaklanan hafif travmatik beyin hasarında (mTBI), BSW'lerin yoğunluğu ile BBB parçalanmasına bağlı floresan boya sızıntısı miktarı arasında önemli bir korelasyon gözlenmiştir 2,3,4. mTBI'da BBB parçalanmasının dikkate değer bir özelliği, BSW'lere maruz kaldıktan hemen sonra veya birkaç saat içinde başlaması ve genellikle gecikmiş, kronik nörolojik bozuklukların ortaya çıkmasından önce yaklaşık bir hafta süren geçici bir süreç olmasıdır 3,5,6,7. Ayrıntılar belirsizliğini korusa da, BBB dökümü uzun süreli patolojik kaskadının bir parçasıdır ve ayrıca mTBI6'da prognostik bir faktör olarak hizmet edebilir. Bu nedenle, beyindeki BBB bozulmasının uzamsal ve zamansal dağılımlarını anlamak önemlidir.

Floresan boyalar, BBB parçalanmasının derecesini belirlemek için kullanılır 3,8. Boyaların kan konsantrasyonu ve BBB parçalanmasının büyüklüğü ve kapsamı zamanla değiştiğinden, boya ekstravazasyonunun görüntülerini yorumlarken dikkatli olunmalıdır. Örneğin, boya ekstravazasyonunun olmaması, mutlaka BBB parçalanmasının olmadığını göstermez. Boyanın kan konsantrasyonundaki bir artıştan önce veya sonra BBB parçalanması tespit edilemez. Boya, BBB arızasının meydana geldiği yerde başarılı bir şekilde birikmiş olsa bile, arıza durduktan sonra zamanla kaybolmuş olabilir. Genel olarak, suda çözünür ve biyolojik olarak inert maddeler idrarlahızla atılır 9. Bu nedenle, BBB parçalanmasının belirli bir zamanda meydana gelip gelmediğini belirlemek için, en güvenilir sonuçlar, hayvanı sabitlemeden hemen önce kısa bir süre için kan dolaşımına bir floresan boya uygulandığında elde edilir. Belirli bir moleküler ağırlığa sahip ticari olarak temin edilebilen floresein izotiyosiyanat (FITC)-dekstran bu şekilde kullanılmalıdır.

Evans mavisi, serum albümini için güçlü bir afiniteye sahip, yaygın olarak tanınan bir mavi azo boyadır. Boya, biyolojik sistemlerde yeşil ışıkla uyarıldığında kırmızı floresan sergiler2. İnert doğası nedeniyle, Evans mavi-serum albümin kompleksi kanda 2 saate kadar kalır, bu da onu en azından bu süre boyunca tehlikeye atılmış bir BBB'ye sahip bölgeleri etiketlemek için yararlı bir 69 kDa izleyici yapar10,11. Bu nedenle, Evans blue9'un farmakokinetiği ve toksisitesini çevreleyen potansiyel belirsizlikleri dikkate almak önemlidir. Bununla birlikte, yakın zamanda yapılan bir araştırma, Evans mavisinin BBB'nin olmadığı veya bozulduğu alanlarda birikmeye devam ettiğini gösterdi7. Bu özellik, Evans Blue'nun BBB arızasının geçmişini kaydetmesini sağlarken, FITC-dextran, BSW maruziyetinden sonra belirli bir zaman noktasında BBB arızasını kaydetmek için kullanıldı. Evans mavisi intravenöz veya intraperitoneal10 uygulanabilmesine rağmen, zamana duyarlı deneyler için intravenöz uygulama tercih edilir. Bu çalışma, BSW'ye maruz kaldıktan sonra BBB bozulmasının uzay-zamansal dağılımını tespit etmek için Evans mavisi ve FITC-dekstran kullanımını göstermeyi amaçladı.

İkinci olarak, çalışma, BBB parçalanmasının floresansını gözlemledikten ve immünohistokimyasal prosedürlere uygun daha ince dilimler hazırladıktan sonra beyin dilimlerini dondurmak için bir teknik sundu. Gliserolün bir montaj ortamı ve kriyoprotektan olarak kullanılması, immünohistokimya sürecini basitleştirir. BBB parçalanmasının görüntüleri immünohistokimyadan elde edilenlerle karşılaştırılarak, BBB parçalanmasının uzay-zamansal dağılımı aynı örneğin doku yanıtı ile ilişkilendirilebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneyler, Ulusal Savunma Tıp Koleji (Tokorozawa, Japonya) tarafından belirlenen hayvan deneyleri için etik kurallara uygun olarak gerçekleştirildi. Çalışma protokolü, Ulusal Savunma Tıp Koleji'ndeki Hayvan Araştırmaları Komitesi tarafından onaylandı (onay no. 23011-1). Bu çalışmada 8 haftalık ve 19-23 g ağırlığındaki erkek C57BL/6J fareler kullanıldı. Şekil 1'de gösterildiği gibi, tek bir BSW maruziyetine bağlı olarak çeşitli zaman noktalarında tek bir Evans mavisi enjeksiyonu ve FITC-dekstran perfüzyonu gerçekleştirildi. Kullanılan reaktiflerin ve ekipmanın ayrıntıları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Anestezi

NOT: Bu, medetomidin miktarını orijinaline kıyasla 2,5 kat artıran modifiye edilmiş bir protokoldür12. Medetomidin hidroklorür, midazolam ve butorphanol için dozajlar sırasıyla 0.75 mg / kg, 4 mg / kg ve 5 mg / kg idi.

  1. Fizyolojik tuzlu su içinde medetomidin hidroklorür (75 μg/mL), midazolam (400 μg/mL) ve butorphanol (500 μg/mL) karışımı hazırlayın.
  2. Fareyi uyuşturmak için karışımı intraperitoneal olarak uygulayın (10 μL / g)13.
  3. Yaklaşık 5-10 dakika sonra, kuyruk sıkışması ve pedal çekme reflekslerinin olmadığını gözlemleyerek yeterli anesteziyi doğrulayın.
  4. Anestezinin etkilerinden kurtulana kadar fareyi sıcak tutun.

2. BSW'ye maruz kalma

NOT: Bu çalışmada kurum içi bir şok tüpü kullanılmıştır14.

  1. Fareyi adım 1'de anlatıldığı gibi uyuşturun.
  2. Fareyi şok tüpünün çıkış ucundan 5 cm uzağa yerleştirin ve vücut ekseninin tüpün eksenine paralel olduğundan ancak tüpün ekseniyle hizalanmadığından emin olun.
  3. Kafaya 25 kPa'lık bir tepe aşırı basıncı ile tek bir BSW maruziyeti sağlayın.
    NOT: Anestezinin etkilerinden kurtulana kadar fareyi sıcak tutun. Tedavi edilen farenin durumunu düzenli olarak izleyin. Beslenme veya içme güçlüğü, kamburluk veya iyileşme belirtisi olmadan uzun süreli anormal görünüm gibi sıkıntı belirtileri gözlenirse, fareye ötenazi yapın ve deneyi erken sonlandırın. Glial yanıtı potansiyel olarak etkileyebileceğinden analjezik uygulamaktan kaçının.

3. Kuyruk damarına Evans mavisi enjeksiyonu

NOT: Evans mavisi solüsyonu anestezi olmadan intravenöz olarak uygulanmalıdır. Anestezi varlığında, boya genellikle vücuda yeterince nüfuz etmez, muhtemelen kan basıncının ve vücut sıcaklığının düşmesi nedeniyle13. Evans mavisi 100 mg / kg'lık bir dozda uygulandı.

  1. Evans mavisi solüsyonunu (tuzlu suda %4 w/v) bir mikrotüpte hazırlayın, ardından girdap yapın ve kullanmadan önce karanlıkta saklayın.
  2. Solüsyonu kuyruk damarına enjekte edin (2,5 μL/g)13.

4. FITC-dekstran çözeltisi ile transkardiyal perfüzyon ve fiksasyon

  1. 1 U / mL'lik bir konsantrasyon elde etmek için fosfat tamponlu saline (PBS) heparin ekleyin, daha sonra 3 mg / mL'lik bir konsantrasyon elde etmek için heparinize PBS'ye FITC-dekstran ekleyin.
  2. Kullanmadan önce FITC-dekstran tozunu tamamen çözün. Bunu yapmak için, çözeltiyi 30 dakika veya daha uzun süre hafifçe çalkalayın. Kullanmadan önce, çözünmemiş FITC-dekstran tozu olup olmadığını dikkatlice kontrol edin. Herhangi bir kalıntı varsa, tamamen eriyene kadar çalkalamaya devam edin.
  3. Fareyi adım 1'de anlatıldığı gibi uyuşturun.
  4. Peristaltik bir pompa15,16 kullanarak standart perfüzyon fiksasyon protokolüne devam edin. İlk olarak, FITC-dekstran içeren heparinize PBS ile 4.0 mL / dk hızında 2 dakika perfüz. Daha sonra,% 10 formalin nötr tampon çözeltisi veya% 4 paraformaldehit-PBS ile 4.0 mL / dk oranında 2 dakika, ardından 3.5 mL / dk hızında 8 dakika perfüz.
  5. Cerrahi makas ve cımbız kullanarak beyni dikkatlice çıkarın15,16. Diseksiyondan sonra, beyni gece boyunca aynı fiksatifte (ör.% 10 formalin nötr tampon çözeltisi veya% 4 paraformaldehit-PBS) 4 ° C'de.
  6. Ertesi gün, sabitleyiciyi PBS ile değiştirin.

5. Beyin dokusu işleme

NOT: Perfüzyon fiksasyonu tamamlansa bile, Evans mavisi ve FITC-dekstran tampona dağılabilir. Bu nedenle, adım 6.8'e kadar olan prosedürler perfüzyon fiksasyonundan sonraki bir hafta içinde tamamlanmalıdır. Ek olarak, numuneyi ışığa maruz bırakmaktan kaçının.

  1. Her oyukta fosfat tamponunda (PB; pH 7.4) 500 μL% 20 gliserol içeren 24 oyuklu bir plaka hazırlayın.
  2. Bir beyin dilimleyici kullanarak, beyni koronal olarak her biri 1 mm kalınlığında 12 dilim halinde kesin.
  3. Her dilimi 24 oyuklu plakanın ilgili kuyucuğuna aktarın ve en az 2 saat boyunca 4 ° C'de saklayın.
  4. Çözeltiyi %50 gliserol-PB ile değiştirin ve en az 2 saat boyunca 4 ° C'de saklayın.
  5. Son olarak, çözeltiyi% 100 gliserol ile değiştirin. Anında mikroskobik gözlem için, dilimlerin oda sıcaklığında en az 2 saat bekletilmesine izin verin veya 4 °C'de saklayın. Dilimler şimdi yarı saydam olacak ve mikroskobik gözlem için hazır olacak.

6. Boya ekstravazasyonunun floresan ölçümü

NOT: Floresan etiketleme verimliliği fareden fareye değişir. Bu nedenle, floresan yoğunluğunun normalleştirilmesi gerekir. Floresan değerleri, gigantosellüler retiküler çekirdek (GRN) içindeki değerlere göre ifade edilir, çünkü bu bölge BSW tedavisinden minimum düzeyde etkilenir.

  1. 35 mm'lik cam tabanlı bir tabağın dibine 500 μL gliserol ekleyin.
  2. Dilimi gliserol çözeltisine aktarın ve yüzeyini bir örtü camı ile kaplayın.
  3. Kapak camının kenarındaki fazla gliserol'ü çıkarın.
  4. Floresan mikroskobu altında dilimin floresan yoğunluğunu ölçün.
  5. Mikroskobik ölçümden sonra dilimi kuyuya geri koyun.
  6. 12 dilimin tümü için ölçümü tekrarlayın.
  7. Her kuyucuğa 500 μL PB ekleyin ve 24 oyuklu plakayı gece boyunca 4 °C'de saklayın; ertesi gün dilimler %50 gliserol-PB ile doyurulacaktır.
  8. Solüsyonu %30 gliserol-PB ile değiştirin ve en az 2 saat 4 °C'de saklayın.
  9. 7. adımdaki prosedürleri birkaç hafta içinde gerçekleştirin.

7. Kriyoseksiyon ve immünohistokimya

  1. Kuyu 1'e 1000 μL eşit hacimlerde doku dondurma ortamı ve% 30 gliserol-PB karışımı ekleyerek 24 oyuklu bir plaka hazırlayın. Daha sonra, kuyu 2'ye 1000 μL doku dondurma ortamı ekleyin.
  2. Dilimi 1 numaralı kuyuya aktarın ve plakayı 4 °C'de 1 saat çalkalayın.
  3. Dilimi kuyu 2'ye aktarın ve plakayı 4 °C'de 1 saat çalkalayın.
  4. Dilimi bükmemeye dikkat ederek kuru buz kullanarak dilimi izopentan ile hızlı bir şekilde dondurun. Dilimleri kriyoseksiyona kadar -80 °C'de saklayın.
  5. Dilimi 6 μm kalınlığa kadar kriyoseksiyon. Mikroskop lamı üzerinde kuruduktan sonra kesitleri -80 °C'de saklayın.
  6. Antijen alımı17 için, bölümleri 10 mM sodyum sitrat (pH 6.0) içine daldırın, bir kez 100 °C'ye ısıtın ve ardından 1 saat boyunca 98 °C'de tutun.
  7. Bölümleri damıtılmış suda iyice yıkayın. Kesitler artık immünohistokimyasal boyama için hazırdır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Şekil 1A , 25 kPa'lık bir tepe aşırı basıncı ile BSW'nin başlangıcına göre boya enjeksiyonunun zaman seyrini göstermektedir. 'Post' protokolünde, Evans blue solüsyonu, BSW maruziyetinden 6 saat, 1 gün, 3 gün ve 7 gün sonra gerçekleştirilen FITC-dekstran perfüzyonundan 2 saat önce intravasküler olarak uygulandı. 'Ön' protokolde, BSW maruziyetinden hemen önce Evans mavisi çözeltisi enjekte edildi. 'Post' protokolünde, Evans mavisi konsantrasyonunun perfüzyon fiksasyonundan yaklaşık 2 saat önce...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Tek bir beyinde BBB parçalanmasının kesin uzay-zamansal dağılımını doğru bir şekilde görselleştirmek için Evans mavisi ve FITC-dekstran kullanan yeni bir çift etiketleme tekniği kullanıldı. Düşük yoğunluklu BSW modelinde, incelenen beyinlerde boya ekstravazasyonunun kapsamı, yeri ve derecesinde gözle görülür değişiklikler gözlenmiştir (Şekil 2 ve Şekil 3). Boyalar arası uyumsuzluklar, BBB bozulmasının BSW maruziyetinden yaklaşık...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Kriyoseksiyon tekniği için Mayumi Watanabe'ye teşekkür ederiz. Bu çalışma, Japonya Savunma Bakanlığı'ndan Askeri Tıp Üzerine İleri Araştırma hibesi ile desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 10 Formalin Nötr Tampon ÇözeltisiFUJIFILM Wako Chemicals062-01661
Anti GFAP, TavşanDAKO-AgilentIR524
Anti Iba1, TavşanFUJIFILM Wako Kimyasalları019-19741
Tavuk Anti-Fare IgG (H + L) Çapraz Adsorbe Edilmiş İkincil Antikor, Alexa Fluor 488Thermo Fisher ScientificA-21200
Kriyo DağıMuto Saf Kimyasallar33351doku dondurma ortamı
DomitorOrion Corporationmedetomidin
Eşek anti-Tavşan IgG (H + L) Yüksek Çapraz Adsorbe İkincil Antikor, Alexa Fluor 546Thermo Fisher ScientificA10040
Evans MaviSigma-Aldrich E2129
Falcon 24 kuyulu Polistiren Şeffaf Düz Tabanlı İşlem Görmemiş Hücre Kültürü Plakası, Kapaklı, Ayrı Ayrı Sarılmış, Steril, 50/KutuCORNING351147
Floresein izotiyosiyanat– dekstran ortalama mol ağırlık 40.000Sigma-Aldrich FD40SFITC-dextran
Cam Taban Kabı 27mm (No.1 Cam)AGC TECHNO GLASS3910-03535 mm cam alt çanak
IX83 Ters MikroskopOLYMPUS
MAS Hidrofilik Yapışma Mikroskobu SlaytlarıMatsunami CamMAS-04
Matsunami  Kapak Camı (No.1)  18 x 18mmMatsunami CamC018181
Midazolam Enjeksiyonu 10mg [SANDOZ]Sandoz
Paraformaldehit EMPROVE ESSENTIAL DACMerck Millipore1.04005.1000
Peristaltik PompaATTOSJ-1211 II-H
KEMIRGEN BEYİN MATRİSİ
Yetişkin Fare, 30 g, Koronal		ASI INSTRUMENTSRBM-2000Cbeyin dilimleyici
VetorphaleMeiji Hayvan SağlığıVETLI5butorphanol

Kaynaklar

  1. Sweeney, M. D., Zhao, Z., Montagne, A., Nelson, A. R., Zlokovic, B. V. Blood-brain barrier: From physiology to disease and back. Physiol Rev. 99 (1), 21-78 (2019).
  2. Kabu, S., et al. Blast-associated shock waves result in increased brain vascular leakage and elevated ros levels in a rat model of traumatic brain injury. PLoS One. 10 (5), e0127971(2015).
  3. Kuriakose, M., Rama Rao, K. V., Younger, D., Chandra, N. Temporal and spatial effects of blast overpressure on blood-brain barrier permeability in traumatic brain injury. Sci Rep. 8 (1), 8681(2018).
  4. Yeoh, S., Bell, E. D., Monson, K. L. Distribution of blood-brain barrier disruption in primary blast injury. Ann Biomed Eng. 41 (10), 2206-2214 (2013).
  5. Readnower, R. D., et al. Increase in blood-brain barrier permeability, oxidative stress, and activated microglia in a rat model of blast-induced traumatic brain injury. J Neurosci Res. 88 (16), 3530-3539 (2010).
  6. Shetty, A. K., Mishra, V., Kodali, M., Hattiangady, B. Blood-brain barrier dysfunction and delayed neurological deficits in mild traumatic brain injury induced by blast shock waves. Front Cell Neurosci. 8, 232(2014).
  7. Nishii, K., et al. Evans blue and fluorescein isothiocyanate-dextran double labeling reveals the precise sequence of vascular leakage and glial responses after exposure to mild-level blast-associated shock waves. J Neurotrauma. 40 (11-12), 1228-1242 (2023).
  8. Hoffmann, A., et al. High and low molecular weight fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextrans to assess blood-brain barrier disruption: Technical considerations. Transl Stroke Res. 2 (1), 106-111 (2011).
  9. Saunders, N. R., Dziegielewska, K. M., Møllgård, K., Habgood, M. D. Markers for blood-brain barrier integrity: How appropriate is Evans blue in the twenty-first century and what are the alternatives. Front Neurosci. 9, 385(2015).
  10. Manaenko, A., Chen, H., Kammer, J., Zhang, J. H., Tang, J. Comparison Evans blue injection routes: Intravenous versus intraperitoneal, for measurement of blood-brain barrier in a mice hemorrhage model. J Neurosci Methods. 195 (2), 206-210 (2011).
  11. Yen, L. F., Wei, V. C., Kuo, E. Y., Lai, T. W. Distinct patterns of cerebral extravasation by Evans blue and sodium fluorescein in rats. PLoS One. 8 (7), e68595(2013).
  12. Kawai, S., Takagi, Y., Kaneko, S., Kurosawa, T. Effect of three types of mixed anesthetic agents alternate to ketamine in mice. Exp Anim. 60 (5), 481-487 (2011).
  13. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. J Vis Exp. 67, e2771(2012).
  14. Satoh, Y., et al. Molecular hydrogen prevents social deficits and depression-like behaviors induced by low-intensity blast in mice. J Neuropathol Exp Neurol. 77 (9), 827-836 (2018).
  15. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. 65, e3564(2012).
  16. Selever, J., Kong, J. Q., Arenkiel, B. R. A rapid approach to high-resolution fluorescence imaging in semi-thick brain slices. J Vis Exp. 53, e2807(2011).
  17. Jiao, Y., et al. A simple and sensitive antigen retrieval method for free-floating and slide-mounted tissue sections. J Neurosci Methods. 93 (2), 149-162 (1999).
  18. Nagaraja, T. N., Keenan, K. A., Fenstermacher, J. D., Knight, R. A. Acute leakage patterns of fluorescent plasma flow markers after transient focal cerebral ischemia suggest large openings in blood-brain barrier. Microcirculation. 15 (1), 1-14 (2010).
  19. Xu, Y., et al. Quantifying blood-brain-barrier leakage using a combination of Evans blue and high molecular weight fitc-dextran. J Neurosci Methods. 325, 108349(2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Blast Şok Dalgası ModeliEvans Blue İşaretlemeFITC-Dekstran EnjeksiyonuFloresan MikroskopiBeyin Kesit HazırlamaİmmünohistokimyaReaktif AstrositlerMikroglial Aktivasyon
Hafif Travmatik Beyin Hasarı Olan Bir Fare Modelinde Kan-Beyin Bariyeri Bozulmasının Değerlendirilmesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.