Yöntem makalesi

Retinayı değerlendirmek için sıçan ve fare gözbebeklerinin histolojik slaytlarının hazırlanması ve analizi

4K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/66663

⸱

23 Ağustos 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Chair and Department of Experimental and Clinical Physiology, Laboratory of Centre for Preclinical Research, Medical University of Warsaw, 2Department of Pathology, Medical University of Warsaw

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu el yazması, kemirgen gözbebeklerinden slaytların histolojik olarak hazırlanması için bir protokol sunmaktadır. Önerilen yöntemle, iç retina ışık mikroskobu altında kolayca görüntülenebilir ve değerlendirilebilir. Prosedür, farelerin ve sıçanların gözbebekleri için sunulmuştur.

Özet

Kemirgen göz küresi, glokom, hipertansif retinopati ve daha pek çok oftalmik hastalığın patomekanizmalarını araştırmak için güçlü bir araçtır. Klinik öncesi deneyler, araştırmacıların yeni ilaçların etkinliğini incelemelerini, yeni tedavi yöntemleri geliştirmelerini veya hastalığın başlangıcında veya ilerlemesinde rol oynayan yeni patomekanizmaları aramalarını sağlar. Histolojik bir inceleme, yürütülen deneylerin etkilerini değerlendirmek için gerekli birçok bilgiyi sağlar ve dejenerasyon, doku yeniden şekillenmesi, infiltrasyon ve diğer birçok patolojiyi ortaya çıkarabilir. Klinik araştırmalarda, histolojik inceleme için uygun göz dokusu elde etme şansı nadiren vardır, bu nedenle araştırmacılar kemirgenlerden gözbebeklerinin incelenmesinin sunduğu fırsattan yararlanmalıdır. Bu makale, kemirgen göz kürelerinin kesitlerinin histolojik hazırlığı için bir protokol sunmaktadır. Prosedür farelerin ve sıçanların göz küreleri için sunulmuştur ve aşağıdaki adımları içerir: (i) göz küresinin toplanması, (ii) göz küresinin daha ileri analizler için saklanması, (iii) dokunun parafin içinde işlenmesi, (iv) slaytların hazırlanması, (v) hematoksilen ve eozin ile boyama, (vi) dokunun ışık mikroskobu altında değerlendirilmesi. Önerilen yöntem ile retina kolayca görselleştirilebilir ve ayrıntılı olarak değerlendirilebilir.

Giriş

Göz küresi, görme organını oluşturan küre benzeri bir yapıdır. Göz küresinin içi iki bölüme ayrılabilir: kornea, iris, siliyer cisim, lens, ön kamara ve arka odayı içeren ön segment ve vitröz gövde, retina, koroid, sklera, optik sinir başını içeren arka segment. Ön kamara, kornea ile iris 1,2 arasında yer alır. İris, merkezinde göz bebeği adı verilen bir açıklığı olan dairesel bir yapıdır. Kornea ve irisin birleştiği yerde, özel bir trabekül sisteminin sulu mizahı göz küresinden venöz sisteme boşalttığı drenaj açısı vardır. Arka oda, iris, siliyer cisim ve lensin yanı sıra lensi yerinde tutan askı bağları ile bağlanır. Lensin arkasında, göz küresinin en büyük yapısı olan vitreus gövdesi bulunur. Vitreus gövdesi retinaya yapışır ve pozisyonunu stabilize eder. Retina koroid ve sklera ile çevrilidir1. Göz küresinin anatomisi Şekil 1'de özetlenmiştir.

Göz küresi duvarı üç katmandan oluşur. En dış katman, göz küresini yaralanmalardan koruyan ve şeklini koruyan skleradır. Göz küresinin ön kutbunda, sklera şeffaf bir korneaya dönüşür. Skleranın altında, birincil işlevi göz yapılarını beslemek olan uvea adı verilen vasküler bir yapı vardır. Uvea koroidi oluşturur ve ön kutup içinde siliyer cisim ve iris1. En iç katman, nöronlar, glial hücreler ve pigment epitel hücrelerinden oluşan, gözün oldukça özel bir yapısı olan retinadır. Retinal nöronlar, fotoreseptör hücrelerini (çubuklar ve koniler), yatay hücreleri, bipolar hücreleri, amakrin hücrelerini ve retinal ganglion hücrelerini (RGC'ler) içerir. Bu hücreler karmaşık katmanlar halinde düzenlenmiştir ve rolleri ışık uyaranlarını almak ve işlemektir 2,3. Retinanın glial hücreleri, retinanın tüm katmanlarında bulunan Müller hücrelerini, astrositleri ve mikrogliaları içerir. Glial hücrelerin birçok işlevi arasında nöronların beslenmesi, kan-retina bariyerinin desteklenmesi, retinanın katmanlı yapısını korumak için nöronların yapısal desteği, nöronların metabolizmasının düzenlenmesi, nöronların işleyişini, büyümesini ve hayatta kalmasını düzenleyen biyolojik olarak aktif proteinlerin salgılanması ve retina içindeki immünolojik süreçlerin düzenlenmesiyer alır 4. Pigment epitel hücreleri, retinanın en dış tabakasını oluşturur ve koroid ile fotoreseptörler arasında bir bariyer görevi görür. Bu hücreler, atık ürünlerin ve besin maddelerinin çift yönlü taşınmasını düzenler ve ayrıca ışık enerjisini emerek ve ışıkla üretilen reaktif oksijen türlerini nötralize ederek retinayı aşırı ışık kaynaklı hasardan korur5.

Retina on katmana ayrılabilir: (i) retina pigment epiteli, (ii) fotoreseptör segment tabakası (çubuklar ve koniler), (iii) dış sınırlayıcı membran (ELM), (iv) dış nükleer tabaka (ONL), (v) dış pleksiform tabaka (OPL), (vi) iç nükleer tabaka (INL), (vii) iç pleksiform tabaka (IPL), (viii) ganglion hücre tabakası (GCL), (ix) retina sinir lifi tabakası (RSLT), ve (x) iç sınırlayıcı membran (ILM)2. Retinanın çekirdekli katmanları ONL, INL ve GCL'yi içerirken, hücreler arasında sinaptik bağlantıları olan katmanlar OPL ve IPL6'yı içerir. Çubukların ve konilerin çekirdekleri ONL'yi oluşturur ve aksonları, bipolar ve yatay hücrelerin dendritlerine bağlandıkları OPL'ye uzanır. INL içinde yatay, bipolar ve amakrin hücre çekirdekleri bulunur. IPL içinde, bipolar ve amakrin hücrelerin akson terminalleri, RGC'lerin dendritleri ile sinaps yapar. GCL içinde, RGC'ler hücre gövdelerinin çoğunu oluşturur, ancak burada bazı çıkık amakrin hücreleri de bulunabilir. RGC'lerin aksonları RNFL'yi ve ayrıca - optik sinir 7,8,9'u oluşturur.

Retinanın nörodejeneratif bozuklukları gibi birçok oftalmik hastalık, geri dönüşü olmayan ve tedavi edilemez körlüğe yol açar10. Görme en önemli duyulardan biri olarak kabul edilir11 ve kalıcı körlük hastanın yaşam kalitesini önemli ölçüde azaltır. Birçok hastalığın patomekanizmalarının daha iyi anlaşılmasını sağlamak için, hücre kültürleri veya hayvan modelleri kullanılarak yapılan klinik öncesi araştırmalar geniş çapta gerçekleştirilmektedir. Deney hayvanları kullanılarak yapılan preklinik çalışmalar, göz hastalıklarının altında yatan patomekanizmaların değerlendirilmesi ve yeni terapötik stratejilerin geliştirilmesi için bir fırsat sunmaktadır. Göz hastalıkları hem büyük hayvanlarda (maymunlar, inekler, köpekler ve kediler) hem de küçük hayvanlarda (tavşanlar, sıçanlar, fareler ve zebra balığı) modellenebilir. Daha büyük hayvanların kullanılması, büyüklüğü nedeniyle göze daha iyi erişim sağlar. Öte yandan, kemirgenlerle yapılan deneyler, nispeten hızlı üremeleri nedeniyle, bazı hastalıklara duyarlılık ile karakterize edilen akraba suşların üremesine izin verir12,13.

Hayvan modellerinde, hastalığın gelişimi sırasında gözün belirli yapılarında ortaya çıkan küçük patolojilerin değerlendirilmesi ile göz küresinin ayrıntılı bir histopatolojik incelemesinin yapılmasını sağlayan enükleasyon mümkündür - insanlar arasında çok nadiren yapılabilen bir muayene. Histopatolojik değerlendirme, oküler bozuklukların patomekanizmalarını araştırırken son derece değerli bir araçtır. Yayınlanmış literatürde, gözbebeklerinin histolojik muayenesi için metodolojinin açıklamaları çok sınırlıdır ve adım adım kılavuzlar eksiktir, bu da yeni başlayanların yeniden oluşturmasını zorlaştırır. Bu çalışma, histolojik slaytların hazırlanması ve sıçan ve fare retinasının değerlendirilmesi için basit ve özlü bir yöntem sağlamayı amaçlamaktadır.

Protokol

Araştırma, kurumsal yönergelere uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Bu çalışmada kullanılan gözbebekleri, Polonya'nın Varşova kentindeki Varşova Yaşam Bilimleri Üniversitesi'ndeki 2. Yerel Etik Kurulu tarafından verilen WAW2/122/2020 çalışma onayına dayalı olarak yürütülen bir deneye dahil edilen hayvanlardan elde edilmiştir. Protokolümüz 11 ve 44 haftalık fareler ve 6, 12 ve 16 haftalık sıçanlar incelenerek geliştirilmiştir.

1. Fare gözbebeklerinin hazırlanması

NOT: Bu protokol, fare gözbebeklerinin bölümlerini hazırlama yöntemini sunar ve aşağıdakilerden toplanan göz küreleri kullanılarak geliştirilmiştir: 11 haftalık dişi C57Bl / 6 fareler (ortalama ağırlık 21 g), 44 haftalık dişi C57Bl / 6 fareler (ortalama ağırlık 25 g), 11 haftalık dişi DBA / 2 fareler (ortalama ağırlık 21.5 g) ve glokomlu 44 haftalık dişi DBA / 2 fareler (ortalama ağırlık 25 g).

  1. Enükleasyon
    1. Göz kapaklarını açmak için küçük forseps kullanın. Göz küresinin sarkması için göz kapaklarına bastırın.
    2. Göz küresinin arkasındaki dokuyu küçük, keskin bir makasla keserek göz küresini yuvadan çıkarın. Göz küresi yörüngeden çıkarıldıktan sonra, çıkıntılı bağ dokusunu ve göz çevresi kaslarını kesin.
      1. Daha iyi yönlendirme için gözbebeklerini işaretleyin, örneğin, göz küresinin temporal tarafını işaretlemek için göz küresinin lateral rektus kasının tendonunun kütüğüne küçük bir dikiş bağlayarak.
  2. Dokuların fiksasyonu
    1. Enükleasyonlu göz küresini 1.5 mL mikrosantrifüj tüplerine yerleştirin ve 24 saat boyunca fosfat tampon salin (PBS) içinde çözülmüş %4'lük paraformaldehit (PFA) çözeltisinde dinlendirin.
    2. Bunu takiben, göz küresini 24 saat boyunca% 10'luk bir sükroz çözeltisi içinde muamele edin, daha sonra% 20'lik bir sükroz çözeltisi içinde 24 saat boyunca çıkarın ve yerleştirin ve son olarak,% 30'luk bir sükroz çözeltisi içinde 24 saat boyunca çıkarın.
      NOT: İşlem boyunca göz küresini 4 °C gibi düşük bir sıcaklıkta tutun. Göz küresi hasarı riskini en aza indirmek için sükroz infiltrasyonu için iğne deliklerinden kaçınılmalıdır.
  3. Doku dondurma ve saklama
    1. Göz küresini sükroz solüsyonundan çıkarın ve bir kağıt havluyla hafifçe vurarak kurulayın.
    2. Göz küresini temiz bir 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin ve gelecekteki işlemler için - 80 °C'de dondurun.
      NOT: - 80 °C'de saklanırsa, bir göz küresi gelecekteki işlemlere kadar 12 aya kadar canlı kalabilir.
  4. Slayt hazırlama
    1. Göz küresini oda sıcaklığında çözdürün. Mikrosantrifüj tüpünden bir kasete aktarın ve sakarozu yıkamak için 20 dakika akan su altında durulayın.
    2. Göz küresini bir çeker ocak altında aşağıdaki solüsyonlara yerleştirerek ve ardından çıkararak kurutun: 10 dakika boyunca% 70 etil alkol (EtOH) çözeltisi,% 80 10 dakika EtOH çözeltisi,% 96 10 dakika EtOH çözeltisi,% 99.9 10 dakika EtOH çözeltisi ve 5 dakika boyunca aseton.
    3. Çeker ocak altında 5 dakika boyunca ksilen içine yerleştirerek göz küresini temizleyin.
    4. Bir behere bir miktar katı parafin koyarak ve parafin üreticisi tarafından belirtilen erime sıcaklığından daha yüksek bir sıcaklığa ayarlanmış bir laboratuvar inkübatörüne koyarak parafini eritin (parafinin erime sıcaklığı 46 °C ile 68 °C arasındadır). Parafin tamamen eridikten sonra (süre kullanılan parafin miktarına bağlıdır), göz küresini parafinli behere doğru hareket ettirin ve inkübatörde 1 saat sıcak tutun. Dokuya 1 saatlik parafin infiltrasyonu sırasında, parafini her 10-15 dakikada bir karıştırın.
      NOT: Bu adım için çözeltiyi karıştırırken parafin sızmasını sağlayan bir doku işlemcisi kullanılabilir.
    5. Göz küresini aşağıda açıklandığı gibi bir parafin bloğuna gömün.
      1. Kaseti açın ve üst kapağı çıkarın. Metal bir kalıp seçin ve kalıbın altını kaplamak için az miktarda parafin dökün. Göz küresini forseps ile kasetten çıkarın ve kalıptaki parafinin üzerine yerleştirin. Sagital düzlemde kesmeyi sağlamak için göz küresini yan tarafına yerleştirin.
        NOT: Göz küresini yan yatırmak (ön kutup bir tarafa ve arka kutup diğer tarafa gelecek şekilde) sagital düzlemde kesmeyi mümkün kılacaktır. Bu şekilde kornea, iris, siliyer cisim, göz bebeği, periferik ve merkezi retinadan kesitler elde edilecektir.
      2. Parafinin dokuyu yerine sabitlemek için hafifçe katılaşması için kalıbı - 15 °C'ye ayarlanmış bir soğutma plakası üzerinde kısa bir süre soğutun. Bir blok oluşturmak için dokuyu parafin ve kaset tabanını dikkatlice örtün. Tamamen katılaşması için bloğu bir soğutma plakasına koyun. Ardından, bloğu metal kalıptan çıkarın ve parafin bloklarını kesmeden önce soğuması için en az 15 dakika soğutma plakasına geri yerleştirin.
    6. Mikrotomda bir parafin bloğu sabitleyin. Bloktaki fazla parafini kesmek için mikrotomu ayarlayın (15 μm kesecek şekilde ayarladık) ve göz küresinin ortasına kadar kesin. Daha ince kesitler kesmek için mikrotom ayarlarını değiştirin (3,5 μm kesecek şekilde ayarladık) ve kesiti bir slayt üzerine yerleştirin. Bitişik bir su banyosu olan bir mikrotom kullanıyorsanız, slayttaki fazla suyu nemli bir doku ile çıkarın.
      NOT: Amaç, göz bebeğinden en az 3 kesit elde etmektir. Araştırmacı ne kadar az deneyimli olursa, öğrenci düzeyinde kesit almayı sağlamak için o kadar çok kesit elde edilmelidir. Bir slayta birkaç bölüm yerleştirin. Ayrıca, daha az deneyimli araştırmacılar için, dokuyu daha kalın, örneğin 4 μm veya 5 μm kalınlığında bölümler halinde kesin. Bitişik bir su banyosuna sahip bir mikrotomun kullanılması, doku bölümlerinin slaytlara aktarılması işlemini, su banyosu olmayan mikrotomların kullanılmasına kıyasla çok daha kolay hale getirir. Kayda değer bir diğer nokta da lensin kesilmesinin zor olabileceğidir. Kırılgan lensin doku hasarı riskini en aza indirmek için, yalnızca sert dokuları kesmek için tasarlanmış keskin mikrotom bıçakları kullanın. Bıçağın körelmesini en aza indirmek için bir bıçağı kırpmak için ve diğerini bölümleri kesmek için kullanmayı düşünün.
    7. Slaytı 30 dakika boyunca 56 °C'ye ayarlanmış bir laboratuvar inkübatörüne yerleştirin.
    8. Slaytı inkübatörden çıkarın ve hematoksilen ve eozin (H & E) ile manuel olarak boyamaya başlayın, slaytı aşağıdaki solüsyonlara sırayla koyup çıkararak. 7 dakika ksilen, 5 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher) ve 5 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher) ile başlayın. Bunu 2 dk %96 EtOH, 1 dk %96 EtOH (temiz solüsyonlu başka bir beher), 1 dk %96 EtOH (temiz solüsyonlu başka bir beher) ile takip edin.
    9. 5 dakika akan suda, ardından 2 dakika Mayer hematoksilini, 2 dakika Mayer hematoksilini (temiz solüsyonlu başka bir beher), 5 dakika akan suda, 5 dakika akan suda (başka, temiz beher) yıkayın.
    10. 2 dakika boyunca% 1 Eosin ekleyin, ardından 1 dakika% 96 EtOH, 30 saniye% 96 EtOH (temiz çözeltili başka bir beher), 30 saniye% 96 EtOH (temiz çözeltili başka bir beher), 2 dakika ksilen, 1 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher), 2 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher).
      NOT: Alternatif olarak, otomatik bir slayt boyayıcı kullanın.
    11. Otomatik bir slayt kapatıcı kullanarak slaydı kapatın. Hazırlanan lam ışık mikroskobu altında saklanmaya ve değerlendirilmeye hazır hale gelir.
      NOT: Alternatif olarak, lekeli doku üzerine ince bir polistiren montaj tabakası yerleştirerek ve üzerini bir cam lamel ile kaplayarak sürgü sızdırmazlığını manuel olarak gerçekleştirin.
      DİKKAT: PFA, EtOH, aseton ve ksilen içeren adımlar bir laboratuvar çeker ocak altında gerçekleştirilmelidir.

2. Sıçan gözbebekleri bölümünün hazırlanması ve kızak montajı

NOT: Bu protokol, sıçan gözbebeklerinin kesitlerini hazırlama yöntemini sunar ve aşağıdakilerden toplanan gözbebekleri kullanılarak geliştirilmiştir: 6 haftalık erkek SHR sıçanları (ortalama ağırlık 115.5 g), arteriyel hipertansiyonu olan 12 haftalık erkek SHR sıçanları (ortalama ağırlık 262.5 g), 6 haftalık erkek WKY sıçanları (ortalama ağırlık 143.5 g), 12 haftalık erkek WKY sıçanları (ortalama ağırlık 265 g), 12 haftalık erkek Lewis sıçanları (ortalama ağırlık 310 g) ve indüklenmiş diabetes mellituslu 16 haftalık erkek Lewis sıçanları (ortalama ağırlık 259 g).

  1. Enükleasyon
    1. Göz kapaklarını açmak için küçük forseps kullanın. Göz küresini sarkmak için göz kapaklarına bastırın.
    2. Göz küresinin arkasındaki dokuyu küçük, keskin bir makasla keserek göz küresini yuvadan çıkarın.
      NOT: Daha iyi yönlendirme için göz kürelerini işaretleyin, örneğinample, göz küresinin temporal tarafını işaretlemek için göz küresinin lateral rektus kasının tendonunun kütüğüne küçük bir dikiş bağlayarak.
  2. Dokuların fiksasyonu
    1. Enükleasyonlu göz küresini 1.5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin ve 24 saat boyunca fosfat tampon salin (PBS) içinde çözülmüş% 4'lük bir paraformaldehit (PFA) çözeltisi içinde dinlendirin.
    2. Bunu takiben, göz küresini 24 saat boyunca% 10'luk bir sükroz çözeltisi içinde muamele edin, daha sonra% 20'lik bir sükroz çözeltisi içinde 24 saat boyunca çıkarın ve yerleştirin ve son olarak% 30'luk bir sükroz çözeltisi içinde 24 saat boyunca çıkarın.
      NOT: İşlem boyunca göz küresini 4 °C gibi düşük bir sıcaklıkta tutun. Göz küresi hasarı riskini en aza indirmek için sükroz infiltrasyonu için iğne deliklerinden kaçınılmalıdır.
  3. Doku dondurma ve saklama
    1. Göz küresini sükroz solüsyonundan çıkarın ve bir kağıt havluyla hafifçe vurarak kurulayın.
    2. Göz küresini temiz bir 1,5 mL mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin ve gelecekteki işlemler için -80 ° C'de dondurun.
      NOT: -80 °C'de saklanırsa, göz küresi gelecekteki işlemlere kadar 12 aya kadar canlı kalabilir.
  4. Slayt hazırlama
    1. Göz küresini dondurucudan ve mikrosantrifüj tüpünden çıkarın. Keskin bir neşter ile göz küresini sagital düzlem boyunca ikiye bölün. Lensi çıkarın ve atın.
      NOT: Bu adım, dondurucudan yeni alınmış donmuş bir göz küresi üzerinde gerçekleştirilmesi en kolay yöntemdir. Göz küresi kesimi sırasında lens çevre dokuya zarar verebilir. Hasar riskini en aza indirmek için çok keskin bir neşter kullanın ve dikkatli olun.
    2. Göz küresini oda sıcaklığında çözdürün. İki yarıyı bir kasete koyun ve sakarozu yıkamak için 20 dakika akan su altında durulayın.
    3. Göz küresini bir çeker ocak altında aşağıdaki solüsyonlara yerleştirerek ve ardından çıkararak kurutun: 15 dakika boyunca% 70 etil alkol (EtOH) çözeltisi, 15 dakika% 80 EtOH çözeltisi, 15 dakika% 96 EtOH çözeltisi, 15 dakika% 99.9 EtOH çözeltisi ve 7 dakika aseton.
    4. Çeker ocak altında 7 dakika boyunca ksilen içine yerleştirerek göz küresini temizleyin.
    5. Bir behere bir miktar katı parafin koyarak ve parafin üreticisi tarafından belirtilen erime sıcaklığından daha yüksek bir sıcaklığa ayarlanmış bir laboratuvar inkübatörüne koyarak parafini eritin (parafinin erime sıcaklığı 46 °C ile 68 °C arasındadır). Parafin tamamen eridikten sonra (süre kullanılan parafin miktarına bağlıdır), göz küresini parafinli behere taşıyın ve inkübatörde 1 saat sıcak tutun. Dokuya 1 saatlik parafin infiltrasyonu sırasında, parafini her 10-15 dakikada bir karıştırın.
      NOT: Bu adım için çözeltiyi karıştırırken parafin sızmasını sağlayan bir doku işlemcisi kullanılabilir.
    6. Göz küresini aşağıda açıklandığı gibi bir parafin bloğuna gömün.
      1. Kaseti açın ve üst kapağı çıkarın. Metal bir kalıp seçin ve kalıbın altını kaplamak için az miktarda parafin dökün. Göz küresini forseps ile kasetten çıkarın ve kalıptaki parafinin üzerine yerleştirin. Bir göz küresinin yarısını bardağın dibi yukarı, diğerini aşağı gelecek şekilde yerleştirin.
        NOT: Göz küresi yarımlarının bir yarısı kabın alt kısmı yukarı, diğer yarısı aşağı gelecek şekilde yerleştirilmesi, sagital düzlemde doku kesimini mümkün kılacaktır. Bu şekilde kornea, iris, siliyer cisim, göz bebeği, periferik ve merkezi retinadan kesitler elde edilecektir.
      2. Parafinin hafifçe katılaşması ve göz küresini yerine sabitlemesi için kalıbı - 15 °C'ye ayarlanmış bir soğutma plakası üzerinde kısa bir süre soğutun. Bir blok oluşturmak için göz küresini parafin ve kaset tabanını dikkatlice kapatın. Tamamen katılaşması için bloğu bir soğutma plakasına koyun. Ardından, bloğu metal kalıptan çıkarın ve parafin bloklarını kesmeden önce soğuması için en az 15 dakika soğutma plakasına geri yerleştirin.
    7. Mikrotomda bir parafin bloğu sabitleyin. Bloktaki fazla parafini kesmek için mikrotomu ayarlayın (15 μm kesecek şekilde ayarladık) ve göz küresinin merkezine ulaşana kadar kesin. Daha ince kesitler kesmek için mikrotom ayarlarını değiştirin (3,5 μm kesecek şekilde ayarladık) ve kesiti bir slayt üzerine yerleştirin. Bitişik bir su banyosu olan bir mikrotom kullanıyorsanız, slayttaki fazla suyu nemli bir doku ile çıkarın.
      NOT: Amaç, göz bebeğinden en az 3 kesit elde etmektir. Araştırmacı ne kadar az deneyimli olursa, öğrenci düzeyinde kesit almayı sağlamak için o kadar çok kesit elde edilmelidir. Bir slayta birkaç bölüm yerleştirin. Ayrıca, daha az deneyimli araştırmacılar için, dokuyu daha kalın, örneğin 4 μm veya 5 μm kalınlığında bölümler halinde kesin. Bitişik bir su banyosuna sahip bir mikrotomun kullanılması, doku bölümlerinin slaytlara aktarılması işlemini, su banyosu olmayan mikrotomların kullanılmasına kıyasla çok daha kolay hale getirir.
    8. Slaytı çıkarın ve hematoksilen ve eozin (H & E) ile manuel olarak boyamaya başlayın, slaytı aşağıdaki solüsyonlara sırayla koyup çıkararak. 7 dakika ksilen, 5 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher) ve 5 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher) ile başlayın. Bunu 2 dk %96 EtOH, 1 dk %96 EtOH (temiz solüsyonlu başka bir beher), 1 dk %96 EtOH (temiz solüsyonlu başka bir beher) ile takip edin.
    9. 5 dakika akan suda, ardından 2 dakika Mayer hematoksilini, 2 dakika Mayer hematoksilini (temiz solüsyonlu başka bir beher), 5 dakika akan suda, 5 dakika akan suda (başka, temiz beher) yıkayın.
    10. 2 dakika boyunca% 1 Eosin ekleyin, ardından 1 dakika% 96 EtOH, 30 saniye% 96 EtOH (temiz çözeltili başka bir beher), 30 saniye% 96 EtOH (temiz çözeltili başka bir beher), 2 dakika ksilen, 1 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher), 2 dakika ksilen (temiz çözeltili başka bir beher).
      NOT: Alternatif olarak, otomatik bir slayt boyayıcı kullanın.
    11. Otomatik bir slayt kapatıcı kullanarak slaydı kapatın. Hazırlanan slaytlar ışık mikroskobu altında saklanmaya ve değerlendirilmeye hazır hale gelir.
      NOT: Alternatif olarak, lekeli doku üzerine ince bir polistiren montaj tabakası yerleştirerek ve bir cam lamel ile kaplayarak sürgü sızdırmazlığını manuel olarak gerçekleştirin.
      DİKKAT: PFA, EtOH, aseton ve ksilen içeren adımlar bir laboratuvar çeker ocak altında gerçekleştirilmelidir.

3. Göz küresi bölümlerinin değerlendirilmesi

  1. Slayt tarama
    1. Slaytı histopatolojik bir slayt tarayıcıya koyun ve tarama modunu kullanarak bölümleri tarayın: 40x. Görüntüleri yüksek çözünürlüklü dijital dosyalar olarak kaydedin.
  2. Slayt analizi
    1. Taranan dosyayı görüntü görüntüleme yazılımı kullanarak açın. Çapraz öğrenci kesitlerini bulun ve ardışık üç bölümü analiz edin.
    2. Retinanın en kalın kısmını bulun ve sağ üst köşedeki büyütme kutusuna basıp 20x'i seçerek görüntüyü 20x'e büyütün. Fareyi retinanın en kalın kısmındaki ELM düzeyine getirin ve farenin sağ tarafındaki düğmeye basın, Açıklama Ekle ve Cetvel'i seçin.
    3. Fareyi ILM'ye doğru hareket ettirin ve sol taraftaki düğmeyi tıklatın. Ölçümün başlığını RT olarak belirleyin ve show title (başlığı göster) ve show length (uzunluğu göster) kutularını işaretleyin. Bu şekilde retina kalınlığı (RT) ölçülecek ve ölçüm μm cinsinden gösterilecektir. Temsili sonuçlar Şekil 2 ve Şekil 3'te gösterilmektedir.
    4. Cetveli kullanın, ONL, OPL, INL ve IPL dahil olmak üzere her retina katmanının kalınlığını ölçün ve etiketleyin. Temsili sonuçlar Şekil 4 ve Şekil 5'te gösterilmektedir.
    5. GCL içindeki hücre sayısını saymak için, retinanın önceden belirlenmiş bir uzunluğunu belirleyin. Örneğin, fare retinası için 500 μm'lik bir bölüm kullanın ve sıçan retinası için 100 μm'lik beş bölüm kullanın.
    6. Cetveli kullanarak, GCL boyunca seçilen mesafeyi ölçün. Farenin sağ tarafındaki düğmeye basın ve Açıklama Ekle > 1x RBC> Kaydedildi'yi seçin. Retinanın önceden belirlenmiş uzunluğu boyunca GCL boyunca yuvarlak, hematoksilen lekeli bir gövde olarak tanımlanan her hücreye tıklayın. Daire içine alınmış hücrelerin sayısını sayın. Temsili sonuçlar Şekil 6 ve Şekil 7'de gösterilmiştir.
    7. Ardışık üç bölümü analiz ettikten sonra, tüm ölçümler için ortalamayı çizin.

Sonuçlar

Sunulan protokolün kullanılmasıyla, göz küresinin belirli yapılarının anatomisi ve morfolojisi ayrıntılı olarak değerlendirilebilir. Ekibimiz glokom, diyabetik retinopati ve hipertansif retinopati gibi retina bozukluklarında nörodejenerasyonun patomekanizmalarını araştırmaya odaklanmaktadır. Retinadaki nörodejenerasyonun özelliklerini değerlendirmek için RT (fare göz küresi -Şekil 2, sıçan göz küresi -Şekil 3), ONL, OPL, INL ve IPL (fare göz küresi -Şekil 4, sıçan göz küresi -Şekil 5) ve GCL'nin hücre sayısı (fare göz küresi -Şekil 6, sıçan göz küresi -Şekil 7) değerlendirildi. RT ve GCL hücrelerinin merkezi retinada en yüksek ve periferde en düşük olması beklenmektedir. Göz küresini göz bebeği seviyesinde keserek, merkezi (göz küresinin arka kutbunda) ve periferik (siliyer gövdeye yakın) retinadan tek bir slaytta kesitler elde edilir.

GCL hücrelerinin sayımı oldukça objektif olarak kabul edilebilirken, çarpık kesitlerin neden olduğu yanlılık, spesifik retina katmanlarının ölçülmesinin sonuçlarını etkileyebilir. Yanlılığı önlemek için, ölçümler belirli bir katmanın kalınlığının RT değerine oranı olarak sunulabilir: ONL/RT, OPL/RT, INL/RT ve IPL/RT.

Etiketli parçaları gösteren göz anatomisi diyagramı: retina, sklera, lens, kornea, optik sinir, makula.
Şekil 1: Göz küresinin anatomisi. En büyük yapılarının etiketlenmesi ile bir göz küresinin sagital kesiti. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Doku katmanlarını gösteren retina kesitinin mikroskop görüntüsü, kalınlık ölçümü 125 μm.
Şekil 2: Bir farede retina kalınlığı. Dış sınırlayıcı membrandan iç limitan membrana kadar olan retina kalınlığının (RT) en geniş noktada, yeşil çubukla işaretlenmiş olarak ölçülmesi. Fare göz küresi (zorlanma: C57Bl / 6, yaş: 44 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

53.4 μm kalınlığında retina tabakalarını gösteren histolojik kesit; mikroskopi görüntüsü, doku çalışması.
Şekil 3: Bir sıçanda retina kalınlığı. Dış sınırlayıcı membrandan iç limitan membrana kadar olan retina kalınlığının (RT) en geniş noktada, yeşil çubukla işaretlenmiş olarak ölçülmesi. Sıçan göz küresi (zorlanma: Lewis, yaş: 16 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Retina dokusu kesit diyagramı; ölçülen katmanlar: IPL, INL, OPL, ONL; Mikroskopi analizi.
Şekil 4: Bir faredeki retina katmanları. Tek tek retina katmanlarının kalınlığının ölçümü: yeşil çubuklarla işaretlenmiş dış nükleer katman (ONL), dış pleksiform katman (OPL), iç nükleer katman (INL) ve iç pleksiform katman (IPL). Fare göz küresi (zorlanma: C57Bl / 6, yaş: 44 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Etiketli katmanlara sahip retina kesitinin mikroskop görüntüsü: OPL, ONL, IPL, INL; ölçek çubuğu 100 μm.
Şekil 5: Bir sıçanda retina tabakaları. Tek tek retina katmanlarının kalınlığının ölçümü: yeşil çubuklarla işaretlenmiş dış nükleer katman (ONL), dış pleksiform katman (OPL), iç nükleer katman (INL) ve iç pleksiform katman (IPL). Sıçan göz küresi (zorlanma: Lewis, yaş: 16 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Katmanlı hücresel yapıyı gösteren histoloji kesiti, mikroskop görüntüsü, doku analizi, 500 μm ölçeği.
Şekil 6: Bir farede ganglion hücre tabakasının hücrelerini sayma. Ganglion hücre tabakasının (GCL) hücrelerini retina boyunca 500 μm uzunluğunda sayma yöntemi. Tek hücreli cisimler, ganglion hücre tabakası içinde yer alan yuvarlak, hematoksilen lekeli cisimler olarak tanımlandı. Hücreler siyah dairelerle işaretlenmiştir. Fare göz küresi (zorlanma: DBA/2, yaş: 44 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Histoloji kayması, retina kesiti; doku katmanları görünür; mikroskobik inceleme, 100 μm ölçek.
Şekil 7: Bir sıçanda ganglion hücre tabakasının hücrelerinin sayılması. Ganglion hücre tabakasının (GCL) hücrelerini retina boyunca 100 μm uzunluğunda sayma yöntemi. Tek hücreli cisimler, ganglion hücre tabakası içinde yer alan yuvarlak, hematoksilen lekeli cisimler olarak tanımlandı. Hücreler siyah dairelerle işaretlenmiştir. Sıçan göz küresi (zorlanma: Lewis, yaş: 16 hafta). Sol köşedeki ölçek çubuğu 100 μm'lik uzunluğu gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Fare ve sıçan göz küresinin histolojik incelemesi, deneysel oftalmoloji alanında güçlü bir araçtır. Oftalmik hastalıkların seyri sırasında oküler yapılarda meydana gelen değişikliklerle ilgili, aksi takdirde klinik ortamlarda gözlenmeyecek olan yeni bilgiler sağlayabilir. Açıklanan protokoller, retinanın histolojik bir analizini yapmak için basit bir yöntem sunar. Kornea gibi ön dokuları işlemek için gereken prosedürün incelikleri burada açıklanmamıştır.

Sunulan çalışmada, hayvanlara ötenazi yapıldıktan sonra enükleasyon yapıldı, çünkü göz kürelerinin yanı sıra diğer dokular (kan, böbrekler) araştırma amacıyla toplandı. Bununla birlikte, enükleasyon anestezi altında canlı hayvanlarda da yapılabilir. Wilding ve ark. prosedür14'ü tanımladılar ve enükleasyon prosedürünün fotoğraflarını görmek için okuyucuları bu çalışmaya yönlendirmek istiyoruz.

Fare ve sıçan gözbebeklerinin slayt hazırlama protokolleri benzer olsa da, slayt hazırlarken göz önünde bulundurulması gereken fare ve sıçan gözbebekleri arasındaki temel fark boyutlarıdır. Sıçanların gözbebekleri, farelere kıyasla 8x - 10x daha fazla hacme sahipken, bir fare göz küresinin ortalama eksenel uzunluğu yaklaşık 3,2 mm'dir ve bir sıçan göz küresinin eksenel uzunluğu tipik olarak 6,91 mm civarında salınır15,16. Bu, işleme sırasında dokuya daha iyi reaktif penetrasyonu için sıçanların gözbebeklerini yarıya indirme ihtiyacını kolaylaştırır. Ayrıca, reaktifin sıçan dokusuna nüfuz etmesi için gereken süre, fare gözbebeklerinden daha uzundur. Sıçan gözbebeklerini yarıya keserken, sert, donmuş lens bir engel teşkil edebileceğinden keskin bir bıçak kullanmak önemlidir.

Tartışmaya değer bir diğer nokta, hayvanlardan hasat edildikten sonra dokuların sabitlenmesidir. Sunulan protokolde, enükleasyondan sonra gözbebekleri PFA ile sabitlendi ve sükroz çözeltilerine daldırıldı. Sükroz, büyük dokuların hücrelerini donma sırasında oluşan buz kristallerinin zarar görmesinden koruduğu için bir kriyoprotektan görevi görür17. Dokunun dondurulması, araştırmacıların dokuyu daha uzun süre saklamasına ve ayrıca gelecekte bir mikrotom (sunulduğu gibi) ile histopatolojik analiz, kriyotom ile histopatolojik analiz ve konfokal mikroskopi kullanılarak değerlendirme için immünoetiketleme dahil olmak üzere çeşitli incelemeler için kullanmasına olanak tanır. Örneğin, bir sıçan göz küresini ikiye bölerken (adım 2.4.1), kesim verimli ve hızlı bir şekilde (5-10 s içinde) gerçekleştirilirse ve gözün çözülmesi için zaman yoksa, göz küresinin yarısı histopatoloji için kullanılabilir ve bir diğeri gelecekteki immüno-etiketleme için dondurucuya geri konulabilir. Parafin fiksasyonundan sonra protein epitoplarının konformasyonundaki olası değişiklikler nedeniyle daha önce parafin ile infiltre edilmiş dokularda immünoetiketleme yapılmasını önermiyoruz. Bununla birlikte, bir grup araştırmacı sadece bir mikrotom kullanarak histopatolojik bir analiz yapmayı planlıyorsa, parafin gömmek için dokuları sabitlemek için daha basit, standart bir yöntem kullanılabilir - örneğin, fareler için 1.2.1 - 1.4.1 adımlarını veya sıçanlar için 2.2.1 - 2.4.2 adımlarını gerçekleştirmek yerine, dokuları 24 saat boyunca% 10'luk bir PFA çözeltisine yerleştirin, ve daha sonra işlenene kadar 4 ° C'de PBS'de saklayın. Dokular dondurulmayacağı için kriyoprotektan olarak sükroza ihtiyaç duyulmayacaktır. Önerilen bu yöntemi kullanarak, dondurma işleminden kaçınılacaktır, bu da faydalı olabilir ve daha yüksek kalitede slaytlar elde edilmesine yol açabilir. Göz kürelerinin donması, araştırmacılara histopatolojik incelemeyi gerçekleştirmek için zaman seçiminde daha fazla özgürlük sağlasa da, numune kalitesini potansiyel olarak azaltabilecek ve retina dekolmanına yol açabilecek bir adımdır. Bununla birlikte, dokuların 4 ° C'de saklanması durumunda biyolojik stabilitelerinin daha kısa olacağı ve dokuların 4 hafta içinde analiz edilmesi gerektiği unutulmamalıdır. Ayrıca, sıçan gözbebekleri ile çalışırken, adım 2.4.1'in (göz kürelerini yarıya kesmek) donmamış bir göz küresi üzerinde gerçekleştirilmesi çok daha zor olacaktır.

Sunulan metodoloji, Chai ve ark.18, Igarashi ve ark.19, Zhang ve ark.20 ve Dorfman ve ark.21 tarafından kişisel deneyim üzerine açıklanan metodolojiye ve bir deneme yanılma yöntemine dayalı olarak geliştirilmiştir. Retinanın ve tek tek katmanların kalınlığını ölçme yöntemi, Chai ve ark.16 ve Barber ve ark.18,22 tarafından sunulan metodolojiye dayalı olarak açıklanmaktadır. Retinal RGC sayma yöntemi, Chai ve ark.16, Zhang ve ark.18, Steinle ve ark.19 ve Dorfman ve ark.18,20,21,23'ün çalışmalarının gözden geçirilmesinden geliştirilmiştir. Genel olarak, göz kürelerinin histopatolojik slaytlarının hazırlanması, standart bir formalinle sabitlenmiş parafine gömülü doku slaytı hazırlığından farklıdır, çünkü göz küresi küreseldir ve bu nedenle kullanımı, kesilmesi ve kesilmesi daha zordur. Ayrıca, sklera, dokuya reaktif infiltrasyonu için bir bariyerdir. Göz kürelerinin histolojik slaytları hazırlanırken, göz küresinin iç kısmının hassas yapılarına zarar vermemeye dikkat ederek daha hassas ve hassas bir şekilde çalışmak gerekir. Bu protokolün modifikasyonları, daha iyi morfolojik sonuçlar sağlayabileceği bildirilen parafin gömme yerine metakrilat gömme tekniğinin kullanılmasını içerebilir. Bununla birlikte, çok az sayıda araştırmacı bu yöntemi retinanın değerlendirilmesi için kullanmıştır24,25.

Bu protokol önyargısız değildir. Ekibimizin mücadele ettiği en büyük sorun retina yırtılması ve retina dekolmanı oldu. Özellikle yırtılmaya eğilimli olan, slayt hazırlığından önce ikiye kesilmeleri gerektiğinden ve bu nedenle retinanın hasara daha yatkın olması nedeniyle, sıçan gözbebeklerinin retinasıydı. Retina dekolmanı nedeniyle, bu protokol koroid, retina pigment epiteli veya fotoreseptör segment tabakasının değerlendirilmesi için kullanılamaz. Bununla birlikte, ekibimiz bu protokolün iç retinayı (ILM'den ELM'ye) değerlendirmek için kullanılabileceğine inanmaktadır. Retina yırtılması ve dekolmanı miktarını en aza indirmek için, protokolün her adımı dikkatli, yavaş ve kesin hareketlerle gerçekleştirilmelidir.

Retinanın histopatolojik analizi, standart insan teşhisinin bir parçası değildir, ancak klinik öncesi araştırmalarda yaygın olarak kullanılan bir yöntemdir. Klinik öncesi çalışmalarda retinanın histopatolojik değerlendirmesinin sonuçları, klinik çalışmalarda insanlar arasında, klinik ortamda yapılabilen bir in vivo muayene sırasında retinadan bir kesiti gösteren bir inceleme olan optik koherent tomografi (OCT)26 sonuçlarıyla ilişkilendirilebilir ve tartışılabilir. Bununla birlikte, OCT daha az ayrıntılı bir incelemedir. Bu nedenle, klinik öncesi araştırmanın bir parçası olarak yürütülen histolojik çalışmalardan elde edebileceğimiz bilgiler, tıbbi bilginin geliştirilmesi için yeri doldurulamaz ve gereklidir.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

Sıçanlar da dahil olmak üzere çalışma, 2014-2020 Bilgi Eğitimi Geliştirme Operasyonel Programı kapsamında Avrupa Sosyal Fonu tarafından ortaklaşa finanse edilen Varşova Tıp Üniversitesi'nin gelişimi için bir fırsat olarak TIME 2 MUW - öğretim mükemmelliği projesinin bir parçası olarak finanse edildi, ortak finansman anlaşmasının numarası: POWR.03.05.00-00-Z040/18-00. Fareler de dahil olmak üzere çalışma, 2020-2022 yılları arasında uygulanan ve Varşova Tıp Üniversitesi tarafından elde edilen bilim sübvansiyonu ile finanse edilen bir projenin parçası olarak gerçekleştirildi.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Aseton Chempur 
Dumont Cımbız #5, 11cm, 0.05 x 0.01mm İpuçlarıDünya Hassas Aletler14095küçük, mikrocerrahi forseps
EosinMar-Four4P.05.2001/LSulu çözelti
Etil alkol %96 Chempur CH.ET. AL.96%CZDA.
Etil alkol %99,9Chempur Caner. ETIL. ALK.99,9% BWEtOH Buzulu'nun %70 ve %80 çözeltilerini hazırlamak için kullanın
- 86 > C Ultra Düşük Sıcaklık Dondurucu NU-9483ENuAire13027D0034Donma sıcaklığı - 80 ° C; C
Cam slaytlarMar-FourMI.15.01673Açıklama için çift taraflı mat alana sahip buzlu cam slaytlar
Leica CV5030 Tam Otomatik Cam LamelLeica Biosystems 14,04,78,80,101Otomatik sürgü kapatıcı 
Mayer'in hematoksilenChempur 
Metal tabanlı kalıplar 15 mm  x 15 mmLeica Biosystems 
Microme HM 340 EThermo Scientific90-519-0Microtome Microtome
tıraş bıçaklarıMar-FourHI. N.35Kesme açısı 35 derece;
Micro-Twin biyopsi kasetiMar-FourLN.13874550
Mikrodalga Hibrit Doku İşlemcisiMilestone
Multistainer Leica ST5020Leica Biosystems Otomatik slayt boyayıcı 
NanoZoomer 2.0-HT slayt tarayıcıHamamatsuC9600Histopatolojik slayt tarayıcı
NDP.view2 Görüntü görüntüleme yazılımıHamamatsuU12388-01Görüntü görüntüleme yazılımı
Parafin Pathowax PlusMar-Four4P. PWP.010Erime sıcaklığı 56 &°; C - 58 derece > C
ParaformaldehitSigma - Aldrich441244-1KGPBS Tabletlerde %4'lük bir çözelti hazırlayın
MerckMillipore524650-1EAÜreticinin talimatlarına göre bir fosfat tampon salin çözeltisi hazırlamak için kullanın
Pierce Mikrosantrifüj Tüpleri, 1.5 mLThermo Scientific69715
ElectroluxEN14000AW buzdolabı-dondurucu925032562-00Soğutma 4 & Derece; C
Neşter bıçağıSwann-MortonT.OST. SKAL00.024
SükrozChempur 
SuperCut Yaylı Makör, 12,5 cm, KavisliDünya Hassas Aletler501925kavisli, küçük mikrocerrahi makas
Otomatik kapatıcılar için bantMar-FourKP-3020/SMRH001
KsilenChempur Caner. KSYL.5l.METAL.OP 
111024800CH1246874023803081427720906

Kaynaklar

  1. Kels, B. D., Grzybowski, A., Grant-Kels, J. M. Human ocular anatomy. Clin Dermatol. 33 (2), 140-146 (2015).
  2. Gupta, M. P., Herzlich, A. A., Sauer, T., Chan, C. C. Retinal anatomy and pathology. Dev Ophthalmol. 55, 7-17 (2016).
  3. Masland, R. H. Neuronal diversity in the retina. Curr Opin Neurobiol. 11 (4), 431-436 (2001).
  4. Vecino, E., Rodriguez, F. D., Ruzafa, N., Pereiro, X., Sharma, S. C. Glia-neuron interactions in the mammalian retina. Prog Retin Eye Res. 51, 1-40 (2016).
  5. Boulton, M., Dayhaw-Barker, P. The role of the retinal pigment epithelium: Topographical variation and ageing changes. Eye (Lond). 15 (Pt 3), 384-389 (2001).
  6. Baden, T., Euler, T., Berens, P. Understanding the retinal basis of vision across species. Nat Rev Neurosci. 21 (1), 5-20 (2020).
  7. Nguyen-Ba-Charvet, K. T., Chédotal, A. Development of retinal layers. C R Biol. 337 (3), 153-159 (2014).
  8. Adams, T., Chernoff, E., Wilson, J., Dharmarajan, S. Reactive muller glia as potential retinal progenitors. InTech. , (2013).
  9. Salman, A., Mcclements, M. E., Maclaren, R. E. Insights on the regeneration potential of müller glia in the mammalian retina. Cells. 10 (8), 1957(2021).
  10. Marchesi, N., Fahmideh, F., Boschi, F., Pascale, A., Barbieri, A. Ocular neurodegenerative diseases: Interconnection between retina and cortical areas. Cells. 10 (9), 2394(2021).
  11. Enoch, J., Mcdonald, L., Jones, L., Jones, P. R., Crabb, D. P. Evaluating whether sight is the most valued sense. JAMA Ophthalmol. 137 (11), 1317-1320 (2019).
  12. Struebing, F. L., Geisert, E. E. What animal models can tell us about glaucoma. Prog Mol Biol Transl Sci. 134, 365-380 (2015).
  13. Bouhenni, R. A., Dunmire, J., Sewell, A., Edward, D. P. Animal models of glaucoma. J Biomed Biotechnol. 2012, 692609(2012).
  14. Wilding, L. A., Uchihashi, M., Bergin, I. L., Nowland, M. H. Enucleation for treating rodent ocular disease. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (3), 328-332 (2015).
  15. Lin, C. H., et al. A protocol to inject ocular drug implants into mouse eyes. STAR Protoc. 3 (1), 101143(2022).
  16. Lozano, D. C., Twa, M. D. Development of a rat schematic eye from in vivo biometry and the correction of lateral magnification in sd-oct imaging. Invest Ophthalmol Vis Sci. 54 (9), 6446-6455 (2013).
  17. Castro, G., Navajas, E., Farah, M. E., Maia, M., Rodrigues, E. B. Migration, integration, survival, and differentiation of stem cell-derived neural progenitors in the retina in a pharmacological model of retinal degeneration. ISRN Ophthalmol. 2013, 752161(2013).
  18. Chai, G. R., Liu, S., Yang, H. W., Chen, X. L. Quercetin protects against diabetic retinopathy in rats by inducing heme oxygenase-1 expression. Neural Regen Res. 16 (7), 1344-1350 (2021).
  19. Igarashi, T., et al. Tyrosine triple mutated aav2-bdnf gene therapy in a rat model of transient iop elevation. Mol Vis. 22, 816-826 (2016).
  20. Zhang, W., et al. Therapeutic efficacy of neural stem cells originating from umbilical cord-derived mesenchymal stem cells in diabetic retinopathy. Sci Rep. 7 (1), 408(2017).
  21. Dorfman, D., Aranda, M. L., Rosenstein, R. E. Enriched environment protects the optic nerve from early diabetes-induced damage in adult rats. PLoS One. 10 (8), e0136637(2015).
  22. Barber, A. J., et al. Neural apoptosis in the retina during experimental and human diabetes. Early onset and effect of insulin. J Clin Invest. 102 (4), 783-791 (1998).
  23. Steinle, J. J., Kern, T. S., Thomas, S. A., Mcfadyen-Ketchum, L. S., Smith, C. P. Increased basement membrane thickness, pericyte ghosts, and loss of retinal thickness and cells in dopamine beta hydroxylase knockout mice. Exp Eye Res. 88 (6), 1014-1019 (2009).
  24. Polley, E. H., Walsh, C. A technique for flat embedding and en face sectioning of the mammalian retina for autoradiography. J Neurosci Method. 12 (1), 57-64 (1984).
  25. Turner, K. W. Hematoxylin toluidine blue-phloxinate staining of glycol methacrylate sections of retina and other tissues. Stain Technol. 55 (4), 229-233 (1980).
  26. Cheng, J., et al. Correlation of optical coherence tomography and retinal histology in normal and pro23his retinal degeneration pig. Transl Vis Sci Technol. 7 (6), 18(2018).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Retina De erlendirmesiKemirgen G z K resiRetinal Kal nl kHematoksilen Eozin BoyamaParafin G mmeMikrotom Kesit AlmaGanglion H cre TabakasOftalmik Hastal k ModelleriI k Mikroskopisi
Retinayı değerlendirmek için sıçan ve fare gözbebeklerinin histolojik slaytlarının hazırlanması ve analizi
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.