Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Tümör Hipoksi Değerlendirmesi: Elektron Paramanyetik Rezonans ile İn Vivo 3D Oksijen Görüntüleme

4.9K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67129

⸱

14 Şubat 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 2Doctoral School of Exact and Natural Sciences Faculty of Biochemistry, Biophysics and Biotechnology, Department of Biophysics and Cancer Biology, Jagiellonian University, 3Department of Radiation and Cellular Oncology, The University of Chicago, 4Center for EPR Imaging In Vivo Physiology, The University of Chicago, 5O2M Technologies

Bu makalede

Özet

Murin tümörlerinin kantitatif 3D oksijen haritaları, Pulse Elektron Paramanyetik Rezonans kullanılarak noninvaziv olarak görüntülendi. Anatomi ve vasküler yapı için ultrason B-mod ve Power Doppler kullanıldı. Her iki modaliteden alınan görüntüler üst üste bindirilerek multi-parametrik tümör analizi sağlandı.

Özet

Oksijen parsiyel basıncının (pO2) hassas ve gerçek zamanlı ölçümü, kanser de dahil olmak üzere birçok patolojide değerli bilgiler sağlar. Düşük tümör pO2 (ör., hipoksi) tümör agresifliği ve tedaviye zayıf yanıt ile bağlantılıdır. Tümör pO2'nin miktar tayini, tedavi etkinliğinin değerlendirilmesine izin verir. Elektron Paramanyetik Rezonans Görüntüleme (EPRI), özellikle Pulse EPRI, doku oksijenasyonunu in vivo olarak değerlendirmek için gelişmiş bir üç boyutlu (3D) yöntem olarak ortaya çıkmıştır. Bu yenilik, EPR'deki (Elektron Paramanyetik Rezonans) teknolojik gelişmeler ve triaril ailesinden suda çözünür oksimetrik spin problarının uygulanmasıyla mümkün oldu, hızlı ve hassas oksijenasyon verileri sunuyor. Döndürme probunun gevşeme süresi (T1 ve/veya T2), seçilen voksellerde pO2 hakkında doğru bilgi sağlar.

İnsan glioblastoma LN229 tümörleri, BALB / c çıplak farelerin interskapular fad pedinde büyütüldü. Tümör anatomik bilgileri için referans olarak ultrason (US) görüntüleme kullanıldı. Doku pO2'yi görüntülemek için, hayvanlar, görüntüleme modaliteleri arasında kayıt yapılabilmesi için referans ile hayvan yatağında sabit bir pozisyona yerleştirildi. OX071 kontrast madde uygulandıktan sonra EPRI ve ardından US B modu uygulandı. Düşük spinli prob toksisitesi nedeniyle, prosedür tümör büyümesi veya tedavisi sırasında tekrarlanabilir. Görüntülemeyi takiben MATLAB ile yazılmış yazılımlar kullanılarak kayıt işlemi gerçekleştirilmiştir. Sonuç olarak, hipoksik fraksiyon belirli bir tümör için hesaplanabilir ve pO2 doku dağılımının histogramı zaman içinde karşılaştırılabilir. Ultrason ile birlikte EPRI, klinik öncesi ortamda tümörlerin oksijen haritalaması için mükemmel bir araçtır.

Giriş

Karmaşık uzamsal ve dinamik etkileşimleri ile tümör mikroçevresini (TME) anlamak, tümör biyolojisinin daha eksiksiz bir şekilde anlaşılmasını sağlar. Hipoksi veya düşük oksijen seviyeleri, TME'nin temel bileşenidir ve kardiyovasküler hastalıklar, diyabet gibi metabolik bozukluklar ve kronik böbrek hastalığı dahil olmak üzere yaşamı tehdit eden diğer durumların gelişiminde kritik bir rol oynar 1,2,3. Doku oksijenasyonu, özellikle kısmi doku oksijen basıncının (pO2) tedavi direnci ile ilişkili olduğu kanser bağlamında temel bir faktördür. 10 mm Hg'yi aşan bir pO2 seviyesi, düşük Doğrusal Enerji Transferi (LET) radyoterapisinin (oksijen artırma etkisi) etkinliğinde bir artış ile ilişkilidir.

Elektron Paramanyetik Rezonans Görüntüleme (EPRI) kullanılarak yapılan son çalışmalar, oksijen kılavuzluğunda radyasyon tedavisinin fare modellerinde farklı kanserlerde sağkalım oranlarında iki kat iyileşmeye neden olabileceğini göstermiştir 4,5. Bu, tümör pO2'si çoklu Eppendorf Elektrot ölçümleri ile ölçülen ve medyan veya ortalama pO2 değerleri 10 torr6'nın altında bulunan insan deneklere benzer. Radyoterapinin yanı sıra, tümör hipoksisi, tümör agresifliği ve bağışıklık tedavisigibi diğer tedavilerin sonucu ile doğrudan ilişkilendirilmiştir 7,8. Bu ilişki, terapötik sonuçların iyileştirilmesinde ve hastalıkların patofizyolojisinin anlaşılmasında hassas oksijen ölçümlerinin önemini vurgulamaktadır.

Optimal in vivo oksimetre, doku perfüzyonu ve hemoglobin doygunluğu gibi faktörlerden bağımsız olarak kısmi doku oksijen basıncının doğrudan ölçülmesini gerektirir. Prosedür, uzun süreli anestezi, doku sıcaklığındaki değişiklikler veya doku basıncı ve pH'daki önemli değişiklikler gibi organizma üzerindeki potansiyel etkilerden kaçınmak için kısa ve kesin bir görüntüleme süresi ile noninvaziv olmalıdır. Doku oksimetresi, pH ve redoks durumundaki farklılıklar dahil olmak üzere doku mikro ortamındaki değişikliklerden bağımsız olarak tutarlı ölçümler sağlayarak yüksek doğruluk ve güvenilirlik sergilemelidir. Etkili tedavi planlaması için, gerçek zamanlı görüntü verilerinin yeniden yapılandırılması ve basit yorumlama çok önemlidir. Bu, yalnızca tercihen 1 mm'den daha az uzamsal çözünürlük elde etmeyi değil, aynı zamanda döngü hipoksisi gibi doku oksijen durumundaki dinamik değişiklikleri izlemek için hızlı veri toplamayı da gerektirir.

Bu bağlamda, moleküler oksijeni ölçmek veya hipoksiyi değerlendirmek için her biri benzersiz uygulanabilirlik ve avantajlara sahip çeşitli teknikler geliştirilmiştir. Hücresel ve canlı hayvan doku oksimetresi için "altın standart" olarak kabul edilen platin elektrot, dokulara hassas bir şekilde yerleştirilerek tutarlı ölçümler sunar. Floresan problar, fotoakustik, gen veya protein ekspresyonu yoluyla hipoksinin etkilerinin izlenmesi veya kuyruklu yıldız tahlilleri kullanan optik yöntemler gibi diğer yaklaşımların kullanımı kolaydır ancak dokulardaki optik yol ile dolaylı veya sınırlıdır. Hipoksi ve / veya oksijenasyonu değerlendirmek için umut verici alternatifler, manyetik rezonans görüntüleme (MRI) -OE-MRI10 - veya MOBILE11, çeşitli hipoksiye duyarlı problar12 ile pozitron emisyon tomografisi (PET) veya elektron paramanyetik rezonans (EPR) gibi görünmektedir.

EPR, biyotıp alanında uzun bir geçmişe sahiptir. Fenomenin kendisi ilk olarak 1944'te rapor edildi ve kimyasal yapıları analiz etmek için bir araç olarak ve daha yakın zamanda biyolojik sistemler ve eşleşmemiş elektronlara sahip malzemeler için yaygın olarak benimsendi13. EPR spektroskopisi, fotosentez, metaloproteinler, radikal enzimler ve fosfolipid membranlar gibi biyolojik sistemlerin dinamiklerini ve yapısını incelemek için kullanılmıştır 14,15,16. Elektron Paramanyetik Rezonans (EPR) spektroskopisi ve tomografisi, ~1 mm uzamsal çözünürlük, 1-10 dakika zamansal çözünürlük ve 1-3 torr 5,17,18 pO2 çözünürlüğü ile tümör oksijenasyonu ve mikroçevreyi incelemek için önemli non-invaziv yöntemler olarak ortaya çıkmıştır.

Sürekli Dalga (CW) EPR yöntemleri, spektrumları kaydetmenin ve yorumlamanın basitliği nedeniyle çoğu uygulamada yaygın olarak kullanılmaya devam etmektedir. Oksijen-spin probu etkileşimleri, EPR sinyal yoğunluğundaki veya çizgi şeklindeki değişiklikleri değerlendirerek çalışır ve numune içindeki oksijen seviyeleri hakkında bilgi sağlar. CW EPR, darbe yöntemlerine kıyasla daha geniş bir pO2 aralığına duyarlılık açısından kayda değer bir avantaja sahiptir. Çeşitli darbe dizileri uygulanarak, elektron spin-spin gevşeme süreleri, spin-kafes gevşeme süreleri ve komşu spinlerle etkileşimler gibi bilgiler açıklanabilir18,19. Elektron spin ekosu (IRESE) okuması ile inversiyon geri kazanımı gibi darbe EPR teknikleri, düşük oksijen konsantrasyonlarında spin probu-spin probu gevşemesinin neden olduğu gevşemeden kaynaklanan artefaktı önleyerek spin kafes gevşeme oranlarını ölçer19,20. EPR, oksijen konsantrasyonu değişikliklerini yüksek zamansal ve uzamsal çözünürlükle izlemek için kullanılabilir; bununla birlikte, yüksek oksijen konsantrasyonlarında oksimetrede, nabız EPR, elektron spin ekosu (ESE) ile ölçülen enine manyetizasyonun kısa gevşeme süreleri nedeniyle sınırlamalarla karşı karşıyadır. Sonuç olarak, CW ve darbe EPR tamamlayıcıdır ve sıkma sisteminin güvenilir bir şekilde anlaşılması, her iki yöntemin de uygulanmasını gerektirir.

EPR oksimetre teknikleri, oksijen seviyeleri ile spin-kafes arasındaki doğrusal ilişkiye ve ayrıca çözeltideki spin-spin gevşeme oranlarına dayanır. Tüm oksimetrik problar genellikle iki türe ayrılır: çözünür ve partikül spin probları. Doğru spin probunun seçilmesi, deney düzeneğine ve ihtiyaç duyulan bilgilere bağlıdır 21,22,23. Nitroksitler veya OX063 ve döteryumlu formu OX071 gibi tritil türevleri24,25 gibi çözünür spin probları, doku boyunca dağıtılmış, tüm hacimden bilgi sağlar. Alternatif olarak, tek noktalı ölçüm ve uzun süreli ve tekrarlayan oksijen değerlendirmeleri için LiPc, LiBuO veya karbon türevleri gibi katı hal probları kullanılabilir (bkz. Tablo 1)22,23,26.

Ultrasonografi B-mod görüntüleme klinikte yumuşak doku görüntülemesi için yaygın olarak kullanılmaktadır. Çözünürlük, kullanılan dönüştürücü frekansına bağlıdır ve klinik öncesi çalışmalar için 18 MHz ve üstü, düzlemde ve görüntünün derinliğinde yeterli çözünürlük sağlar. Ultrasonografinin ek bir avantajı, Power Doppler modunu kullanarak fonksiyonel vasküler görüntüler elde etme olasılığıdır. Burada, canlı farelerde tümörlerin 3D oksijen haritalarını oluşturmak için bir yöntem olarak elektron paramanyetik rezonans oksijen görüntülemeyi (EPROI) sunuyoruz. Uygun ultrasonografi, EPROI içinde tümör tanımı için gerekli anatomik referansı sağlar. Her hayvan için birden fazla görüntüleme seansı mümkündür. Son adım, tümör hacminden bir pO2 histogramı elde etmek için görüntü rekonstrüksiyonu ve modaliteler arasında kayıt dahil olmak üzere analizdir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Fareler onaylı bir hayvan yetiştirme tesisinden elde edildi ve tüm deneyler etik yönergelere uygun olarak yapıldı (bizim durumumuzda - İzin No. 165/2023, Birinci Yerel Etik Kurul, Kraków, Polonya).

1. Hayvanlar ve tümör hattı

NOT: Fareler standart laboratuvar koşullarında yerleştirildi: Aydınlık/koyu: 12 saat/12 saat, nem: %60, sıcaklık: 23 °C. Topluluk kafeslerinde içme suyuna ücretsiz erişim sağlayan standart bir yemek diyeti sağlandı.

  1. Murin glioblastoma multiforme LN229 hücre hattı kültürü
    1. Sırasıyla 10 U / mL ve 0.1 mg / mL konsantrasyonlarda% 10 ısıyla inaktive edilmiş fetal sığır serumu (FBS) ve penisilin-streptomisin ile desteklenmiş DMEM ortamında 25cm2 doku kültürü şişelerinde kültür LN229 hücreleri.
    2. Hücreleri 37 ° C'de% 5 CO2 içeren nemlendirilmiş bir atmosferde tutun, her 48 saatte bir% 0.25 tripsin-EDTA ve magnezyum ve kalsiyum iyonları (pH 7.4) içermeyen PBS kullanarak geçirin.
  2. Tümör aşılaması
    1. Aşılamadan bir hafta önce, fareleri araştırmacıya alıştırmak için günlük olarak ele alın.
    2. Aşılama gününde fareleri tartın.
    3. Büyüme faktörleri olmadan 50 μL hücre dışı matriste 200.000 LN229 hücresini askıya alın. 29 G'lik bir iğne kullanarak, hücre karışımını deri altından 16 haftalık BALB / c çıplak farelerin (N = 5) intraskapular yağ yastığına aşılayın.

2. Doppler US görüntüleme

Tümör görüntülemenin genel zaman çizelgesi Şekil 1'de gösterilmektedir. Ultrasonografi hem Doppler US ile vasküler görüntüleme için hem de EPROI'den hemen önce referans olarak Anatomy US ile kullanılmaktadır (Şekil 2). B-mod anatomik görüntüleme, EPR ile tümör oksijenasyon analizi için gereklidir ve bölüm 3'te açıklanmıştır. Doppler ultrason görüntüleme (bölüm 2) başarılı kayıt performansı için zorunlu olmasa da, yine de EPR çalışması için en uygun zaman penceresi hakkında değerli bilgiler sağlar ve tümör alanındaki aktif vaskülatür oluşumunun belirlenmesine olanak tanır.

  1. Fare hazırlığı
    1. Tümörler yaklaşık 30 mm'ye ulaşana kadar bekleyin3. Gerekirse, fareleri tümör bölgesinin etrafında manuel olarak tıraş edin.
    2. % 2 izofluran kullanarak anesteziyi indükleyin ve% 1-1.5 izofluran ile koruyun.
    3. Hazırlık sırasında vücut ısısını 37 °C'de tutmak için (rektal sıcaklık probuna bağlı olarak) hayvanı anestezi odasından bir ısıtma yastığına aktarın. Uygun fizyolojik parametre geri bildirimi elde etmek için hayvan sıcaklığını stabilize edin.
  2. Ultrasonografi
    1. Klinik öncesi görüntüleme için ultrason sistemini 57-25 MHz dönüştürücü ile kullanın (Şekil 2, adım 1).
    2. Sagital yönde tümör morfolojisi görselleştirmesi için 3D B modu ölçümleri elde edin. 0,1 mm adım boyutu kullanın.
      NOT: Aynı ayarları korumak için hayvanı veya dönüştürücüyü hareket ettirmeyin.
    3. Aşağıdaki parametrelerle fonksiyonel tümör damar sistemini görselleştirmek için Power Doppler modunu kullanın: Hız: 1,5 kHz, Duvar filtresi: Düşük, Öncelik: %75, Kalıcılık: Orta, Adım boyutu 0,10 mm.
    4. 2.2.2 ve 2.2.3 adımlarını eksenel yönde tekrarlamak için dönüştürücüyü döndürün.
    5. Ultrason üreticisi tarafından sağlanan yazılımla veri analizi yapın. Tümör sınırını işaretleyin, 3D görüntüye yükleyin ve tümör hacmini ve damar sistemi yüzdesini hesaplayın.

3. EPROI

  1. Prob hazırlama
    1. -80 ° C'de saklanan OX071 tozunu enjekte edilebilir H2O içinde 1 g / 10 mL (~ 70 mM) nihai konsantrasyona kadar çözün.
  2. Fare hazırlığı
    1. Fareleri oda havası ile karıştırılmış %1-3 izofluran ile uyuşturun ve bir hayvan tutucusuna yerleştirin.
    2. Uygun hidrasyon seviyesini korumak için deri altına 1 mL fizyolojik salin uygulayın.
    3. Hayvanın solunum hızını (80 ± 20 BPM) ve sıcaklığını (37 ± 1 °C) bir solunum yastığı sensörü ve fare derisine bağlı bir yüzey termometresi kullanarak izleyin. Rektal sıcaklığı referans noktası olarak izleyin (37 °C ± 1 °C).
    4. Spin probu uygulaması için politetrafloroetilen (PTFE) borusunu (0,7 mm dış çap) intraperitoneal olarak yerleştirin. Karın boşluğundan düşmesini önlemek için kanülü vinil polisiloksan (VPS) kullanarak sabitleyin.
    5. Atılan spin probunu toplamak için bir idrar kateteri (24 G) yerleştirin.
    6. İmmobilizasyon için VPS diş kili kullanarak fareyi bir hayvan yatağına sabitleyin (Şekil 2A).
  3. Kayıt için anatomik US görüntüleme
    1. 3D kontrollü masayı ve düz yatağı açın. Platform sıcaklığını 60 °C'ye ayarlayın, böylece plastik yatak tutucu tarafından izole edilen hayvanın sıcaklığı 37 °C'de tutulur.
    2. Hareketsiz hale getirilmiş hayvanla birlikte hayvan yatağını yatak tutucuya yerleştirin ve EPR ölçümünden önce anatomik görüntüleme için 3D kontrollü bir masaya aktarın (Şekil 2B). Hayvanın yatak tutucunun içine sabitlendiğinden ve ısıtma platformuna dokunmadığından emin olun.
    3. Dönmeyi, özellikle de doğru kayıt için çok önemli olan XZ (sagital düzlem) dönüşünü önlemek için yatak tutucunun konumunu üç boyutta sabitleyin.
    4. Rezonatörün başlangıcını işaretleyerek yatak tutucunun üzerine bir konum işaretleyicisi (bant üzerinde olta teli, 0,35 mm çapında) yerleştirin.
    5. Y eksenine doğru hem eksenel hem de sagital yönlerde 1 mm'lik adımlarla B modu görüntülemeyi manuel olarak gerçekleştirin.
    6. Spesifik dönüştürücü frekansına bağlı olarak tümör yapısını aşağıdaki parametrelerle görüntüleyin; 18 MHz dönüştürücü için, derinlik 20 mm, dinamik aralık 84 dB, güç 8 dB, kazanç %80; 40 MHz dönüştürücü için, derinlik 20 mm, dinamik aralık 32 dB, kazanç %100; 57 MHz dönüştürücü için, derinlik 13 mm, kazanç 6 dB, güç %100. Dönüştürücü odağındaki ayarı, belirli tümör konumuna göre ayarlayın.
    7. Anatomik görüntülemenin sonunda, farenin üzerindeki fazla jeli silin ve hayvan yatağındaki hareketsiz fareyi yatak tutucusundan çıkarın.
  4. EPR oksijen görüntüleme
    1. 685 MHz ile 735 MHz arasında değişen radyo frekanslarında çalışan Pulse EPR için oksijen görüntüleyiciyi kullanın. Kurulum için, 3D görüntüleme ve gevşeme sürelerinin analizi için ofset bobinler kullanın. 32 mm x 35 m boyutlarında yatay bir rezonatör kullanın.
    2. Anatomik ultrasondan sonra hayvan yatağındaki hareketsiz fareyi derhal EPR görüntüleyiciye aktarın (Şekil 2C). Bölüm 3.3'te özetlenen prosedüre benzer şekilde, rezonatör içindeki dönüşleri en aza indirmek için hayvan yatağının konumunu dikkatli bir şekilde koruyun.
    3. Hayvanın sıcaklığının sürekli izlenmesini ve korunmasını sağlamak için sıcaklık probunu rezonatörün içindeki sıcaklıkla ilişkilendirerek yeniden bağlayın.
    4. EPR spektrometre yazılımında, frekansı 725 MHz civarında ortalamak için ayar çarkını kullanarak rezonatör ayarı yapın (Şekil 3A).
      NOT: İyi uyumlu bir rezonatörün 25 dB veya daha iyi bir düşüşü olmalıdır.
    5. Zayıflama değerini 60 dB'den 3 dB'ye ayarlayarak 20 ns'de bir tepe noktası elde etmek için mikrodalga gücünü optimize edin (Şekil 3B).
    6. Alayı, hayvan yatağı içinde konumlandırılan referansların serbest indüksiyon bozunması (FID) manyetik alanda ortalanacak ve aşamalı olacak şekilde ayarlayın (Şekil 3C).
    7. Önceden yerleştirilmiş kanülden intraperitoneal olarak 100 μL OXO71 uygulayın, ardından 50-100 μL salin solüsyonu ile yıkayın.
    8. Programlanmış bir kuyruk sırası kullanarak, ayarlanan parametrelerle ölçümler elde edin; tipik bir dizi, T1, T2 gevşeme süreleri, referans görüntüleri için 3D Elektron Spin Yankısı (ESE) ve hayvan görüntüsü için 4D İnversiyon Geri Kazanım Elektron Spin Yankısı (IRESE) içerir. IRESE görüntülemeyi 1,5 G/cm gradyan, 55 μs tekrarlama süresi, ön tetikleme -250 ns, t90 60 ns ve tau 400 ns ile toplayın; Toplam edinme süresi ~ 12 dk. Prob enjeksiyonundan sonra IRESE görüntülemeyi en az 30-40 dakika (3-4x) tekrarlayın.
    9. Görüntülemeden sonra, fareyi hayvan yatağından ısıtma yastığına aktarın. Uygun hidrasyon seviyesini korumak için deri altına 1 mL fizyolojik salin uygulayın. Fare dik hareketini geri kazanana kadar izleyin.

4. Veri analizi

  1. "ProcessGUI"de 4D rekonstrüksiyon analizi
    1. Yeniden yapılandırmadan önce, IRESE ham verilerini analiz etmek için "PulseRecon.scn" senaryosunu seçerek ve "IRESE_64pts_mouse_STANDARD_CHIRALITY.par" parametre dosyasını yükleyerek projeksiyonlarda temel düzeltme uygulayın.
    2. Her projeksiyonu, seçilen senaryo için varsayılan bir ayar olan 4 punto genişliğinde bir Gauss filtresiyle filtreleyin.
    3. Filtrelenmiş projeksiyonları, seçilen senaryo için varsayılan bir ayar olan 64 puntoya (Matris boyutu) alt örnekleyin.
    4. Projeksiyonları, Nyquist frekansının 0,6 katı apodizasyonlu bir Ram-Lak filtresi ile daha fazla filtreleyin (tıklayın Yeniden yapılandırma parametresi | FilterCutOff) kullanın.
    5. 4B spektral-uzamsal bir görüntü üretmek için filtrelenmiş projeksiyonları geri yansıtın.
    6. Her vokseldeki spektrumdan spin paketi çizgi genişliğini çıkarmak için uygun bir algoritma kullanın. Bölüm Montaj Parametreleri kurulumu: Son nokta genişletici - 3, montaj yöntemi - varsayılan.
    7. Spektrumun genliği, faz, spektral merkez ve spektral spin paketi çizgi genişliği dahil olmak üzere montaj prosedüründeki parametreler için varsayılan ayarları kullanın.
  2. "ArbuzGUI"de anatomik US ve EPROI arasında kayıt (Şekil 4)
    NOT: Kayıt işlemi için Chicago Üniversitesi'nden Boris Epel tarafından geliştirilen "ArbuzGUI" MATLAB prosedürü kullanılmıştır. Yazılım EPR-IT https://github.com/o2mdev/eprit'da mevcuttur. Kayıt araç kutusu daha önce başka bir yerde açıklanmıştı27. Ayrıntılı adım adım talimatlar için kullanım kılavuzuna bakın28.
    1. 3D US görüntüleri oluşturmak için 2D US görüntülerini 1 mm'lik adımlarla bir yığın olarak yükleyin (adım kesinlikle B modu görüntülemede kare alımıyla ilgilidir, madde 3.3.7).
    2. Toplanan pO2 görüntülerini (adım 4.1'de yeniden yapılandırılmıştır) "PO2_pEPRI" veri olarak ayarlanmış 3B görüntü türü olarak ekleyin. Verileri projede depolayın.
    3. Özel | MRG-EPRI kaydı.
    4. Sekans | eylem ekle'yi seçerek EPRI verilerine (ör. ABD eksenel 3D) ayarlanması gereken görüntüyü seçin. En iyi performans için Stage 5:T2'yi kullanın. Sonuç olarak, seçilen görüntünün adının önünde siyah bir artı sembolü belirecektir.
    5. ABD görüntüsünü SliceMaskEditPLG'de açın. ABD görüntüsünün ölçeğini, görüntülerde sunulan cetvele göre ayarlayın. Seçilen çerçevelere göre ABD konum işaretçisini, hayvan taslağını ve tümör konumunu işaretleyin.
    6. SliceMaskEditPLG'de, yeniden yapılandırılmış 4B pO2 görüntülerinde pO2 harita taslağını ve referansını işaretleyin.
    7. Şekil görüntüleyiciyi ve RotateImagePLG araç kutusunu kullanarak, pO2 haritasını ABD anahattıyla kaydetmek için ABD görüntüsünü ABD konum işaretçisine karşı referans konumlarına göre döndürün.
    8. Tümör maskesini ABD görüntüsünden pO2 haritasına dönüştürün.
    9. Farenin pO2 haritasında tümör maskesini görselleştirin ve her voksel için pO2 değerlerini dışa aktarın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

İntraskapular yağ yastığında büyüyen bir LN229 tümörünün ultrason görüntüsünden temsili bir kesit, vaskülatür ile birlikte Şekil 5'te gösterilmiştir. Tümör sınırının dışında bazı damar yapıları görülür. Beklenmedik bir şekilde, tümör damar hacmi yüzdesi azalmadı ve tümör büyümesi ile sabit kaldı.

Şekil 2'de belirtildiği gibi, adım 2, her iki görüntü modalitesi için tam olarak aynı konumu sağlamak için farenin tüm aksesuarlarla birlikt...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Açıklanan görüntüleme protokolünde birkaç kritik adım vardır. İlk olarak, anatomi görüntülerini oksijen haritaları ile kaydetmek için, daha iyi çözünürlük ve ayrıntılı 3D veri sağlama yeteneği nedeniyle MRG, ultrasondan daha iyi bir seçim olabilir19. Yüksek frekanslı dönüştürücülü ultrason, klinik öncesi çalışmalar için mükemmel çözünürlük ve yeterli görüntüleme derinliği sağlar. Bununla birlikte, hem MRG hem de US, farklı görüntüleme modalitelerinde tümör pozisyo...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Prof H. Halpern ve B. Epel, O2M Technologies'in kurucu ortaklarıdır. Diğer yazarlar: G. Dziurman, A. Bienia, A. Murzyn, B. Płóciennik, J. Kozik, G. Szewczyk, M. Szczygieł, M. Krzykawska-Serda ve M. Elas'ın beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Nazik teknik destek için O2M Technology'ye teşekkür ederiz. Polonya Ulusal Bilim Merkezi hibeleri no 2020/37/B/NZ4/01313 (Jiva-25 görüntüleyici) ve NCBiR: ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022 (hayvan maliyetleri) kabul edilmektedir. VevoF2 ultrason alımı, Jagiellonian Üniversitesi'ndeki Stratejik Program Mükemmeliyet Girişimi kapsamında Biyokimya, Biyofizik ve Biyoteknoloji Fakültesi tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
aqua pro enjeksiyonPolpharma
1280610-ArbuzGUI O2MTeknolojileri-githubdeposunda erişilebilir
disodyum fosfatPOCH S.A.
ve başbakan; s Modifiye Eagle & Prime; s Orta - yüksek glikozMerck Life ScienceD56484500 mg / L glikoz ve L-glutamin
fetal sığır serumu Gibco, Thermo Fisher Scientific
10500064-olta teliGood FishA-55A-035US konum işaretçisi - 0,35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302azaltılmış büyüme faktörü bazal membran matrisi
ibGUIO2M Githubdeposunda erişilebilir
teknolojiler Polpharma Polpharmamultipe ürünler kullanıldı9 mg/mL
insülin iğnesi 29 G Becton, Dickinson and Companymultipe ürünleri
kullanıldı-Jiva 25O2MTechnologies-EPROI
MATLABMathWorks-versionR2021b
penisilin-streptomisinMerck Life ScienceP4333ile 10.000 ünite penisilin ve 10.000 mg
potasyum klorürPOCH S.A.739740114-potasyum
dihidrojen fosfatPOCH SA742020112-ProcessGUI
O2MTeknolojileri-githubdeposunda erişilebilir
PTFE boru Cole Palmer Instrument Co06412-11-sodyum
klorürPOCH SA
FEMIInstruments-sürüm3.4 CS 64bit
Surflash IV KateterTerumoSR * FF2419boyut: 24G x ¾ "
bant3M multipe ürünlermikropore
Tripsin-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-Ultrasonografi
Telemed-AnatomikUS
jelKONIXNUG-0019-Vetfluran
Virbac1373171000 mg / g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B-moduve Doppler
vinil polisiloksan diş kili 3M ESPEbirden fazla ürün kullanıldı-
799280115-Dulbecco 794121116-SpecMan4EPR

Kaynaklar

  1. Chen, P. -S. Pathophysiological implications of hypoxia in human diseases. J Biomed Sci. 27, 63(2020).
  2. Lopez-Pascual, A., Trayhurn, P., Martínez, J. A., González-Muniesa, P. Oxygen in metabolic dysfunction and its therapeutic relevance. Antioxid Redox Signal. 35 (8), 642-687 (2021).
  3. Vaupel, P., Mayer, A., Höckel, M. Tumor hypoxia and malignant progression. Methods Enzymol. 381, 335-354 (2004).
  4. Gertsenshteyn, I., et al. Absolute oxygen-guided radiation therapy improves tumor control in three preclinical tumor models. Front Med (Lausanne). 10, 1269689(2023).
  5. Epel, B., et al. Oxygen-guided radiation therapy. Int J of Radiat Oncol Biol Phys. 103 (3), 977-984 (2019).
  6. Hockel, M., et al. Association between tumor hypoxia and malignant progression in advanced cancer of the uterine cervix. Cancer Res. 56 (19), 4509-4515 (1996).
  7. Semenza, G. L. Intratumoral hypoxia and mechanisms of immune evasion mediated by hypoxia-inducible factors. Physiology (Bethesda). 36 (2), 73-83 (2021).
  8. Dewhirst, M. W., Mowery, Y. M., Mitchell, J. B., Cherukuri, M. K., Secomb, T. W. Rationale for hypoxia assessment and amelioration for precision therapy and immunotherapy studies. J Clin Invest. 129 (2), 489-491 (2019).
  9. Tatum, J. L., et al. Hypoxia: importance in tumor biology, noninvasive measurement by imaging, and value of its measurement in the management of cancer therapy. Int J Radiat Biol. 82 (10), 699-757 (2006).
  10. O'Connor, J. P. B., et al. Oxygen-enhanced MRI accurately identifies, quantifies, and maps tumor hypoxia in preclinical cancer models. Cancer Res. 76 (4), 787-795 (2016).
  11. Colliez, F., et al. Oxygen mapping within healthy and acutely infarcted brain tissue in humans using the NMR relaxation of lipids: A proof-of-concept translational study. PLoS One. 10 (8), e0135248(2015).
  12. Gouel, P., et al. Advances in PET and MRI imaging of tumor hypoxia. Front Med (Lausanne). 10, 1055062(2023).
  13. Płonka, P. M. Paramagnetomics. Electron Spin Resonance Spectroscopy in Medicine. , 189-221 (2019).
  14. Kavetskyy, T. S., et al. EPR study of self-organized magnetic nanoparticles in biomaterials. Semiconductor Physics, Quantum Electronics and Optoelectronics. 25, 146-156 (2022).
  15. Eaton, G. R., Eaton, S. S., Ohno, K. EPR Imaging and in Vivo EPR. , CRC Press. (2018).
  16. Berliner, L. J. The evolution of biomedical EPR (ESR). Biomed Spectrosc Imaging. 5 (1), 5-26 (2017).
  17. Matsumoto, K. -I., et al. EPR-based oximetric imaging: a combination of single point-based spatial encoding and T1 weighting. Magn Reson Med. 80 (5), 2275-2287 (2018).
  18. Kishimoto, S., et al. Pulsed electron paramagnetic resonance imaging: Applications in the studies of tumor physiology. Antioxid Redox Signal. 28 (5), 1378-1393 (2018).
  19. Epel, B., Halpern, H. J. In vivo pO2 imaging of tumors: Oxymetry with very low-frequency electron paramagnetic resonance. Methods Enzymol. 564, 501-527 (2015).
  20. Epel, B., et al. Absolute oxygen R1e imaging in vivo with pulse electron paramagnetic resonance. Magn Reason Med. 72 (2), 362-368 (2014).
  21. Ahmad, R., Kuppusamy, P. Theory, instrumentation, and applications of electron paramagnetic resonance oximetry. Chem Rev. 110 (5), 3212-3236 (2010).
  22. Kuppusamy, P. Sense and sensibility of oxygen in pathophysiology using EPR oximetry. Measuring oxidants and oxidative stress in biological systems. Berliner, L. J., Parinandi, N. L. , Springer. Cham (CH). (2020).
  23. Flood, A. B., Satinsky, V. A., Swartz, H. M. Comparing the effectiveness of methods to measure oxygen in tissues for prognosis and treatment of cancer. Adv Exp Med Biol. 923, 113-120 (2016).
  24. Ardenkjær-Larsen, J. H., et al. EPR and DNP properties of certain novel single electron contrast agents intended for oximetric imaging. J Magn Reason. 133, 1-12 (1998).
  25. Reddy, T. J., Iwama, T., Halpern, H. J., Rawal, V. H. General synthesis of persistent trityl radicals for EPR imaging of biological systems. J Org Chem. 67 (14), 4635-4639 (2002).
  26. Kmiec, M. M., Tse, D., Kuppusamy, P. Oxygen-sensing paramagnetic probes for clinical oximetry. Adv Exp Med Biol. 1269, 259-263 (2021).
  27. Pandian, R. P., Parinandi, N. L., Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Novel particulate spin probe for targeted determination of oxygen in cells and tissues. Free Radic Biol Med. 35 (9), 1138-1148 (2003).
  28. O2M Technologies LLC. JIVA-25 Oxygen Imager User Manual. , (2024).
  29. Epel, B., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen imaging of a rabbit tumor using localized spin probe delivery. Med Phys. 37 (6 Part1), 2553-2559 (2010).
  30. Epel, B., Viswakarma, N., Sundramoorthy, S. V., Pawar, N. J., Kotecha, M. Oxygen imaging of a rabbit tumor using a human-sized pulse electron paramagnetic resonance imager. Mol Imaging Biol. 26 (3), 403-410 (2023).
  31. Epel, B., Redler, G., Tormyshev, V., Halpern, H. J. Towards human oxygen images with electron paramagnetic resonance imaging. Adv Exp Med Biol. 876, 363-369 (2016).
  32. Elas, M., et al. EPR oxygen images predict tumor control by a 50% tumor control radiation Dose. Cancer Res. 73 (17), 5328-5335 (2013).
  33. Elas, M., et al. Electron paramagnetic resonance oxygen images correlate spatially and quantitatively with Oxylite oxygen measurements. Clin Cancer Res. 12 (14), 4209-4217 (2006).
  34. Redler, G., Epel, B., Halpern, H. J. Principal component analysis enhances SNR for dynamic electron paramagnetic resonance oxygen imaging of cycling hypoxia in vivo. Magn Reson Med. 71 (1), 440-450 (2014).
  35. Naz, S., Kishimoto, S., Mitchell, J. B., Krishna, M. C. Imaging metabolic processes to predict radiation responses. Semin Radiat Oncol. 29 (1), 81-89 (2019).
  36. Yamamoto, K., et al. Molecular imaging of the tumor microenvironment reveals the relationship between tumor oxygenation, glucose uptake, and glycolysis in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancer Res. 80 (11), 2087-2093 (2020).
  37. Kawai, T., et al. Continuous monitoring of postirradiation reoxygenation and cycling hypoxia using electron paramagnetic resonance imaging. NMR Biomed. 35 (10), e4783(2022).
  38. Takakusagi, Y., et al. Pyruvate induces transient tumor hypoxia by enhancing mitochondrial oxygen consumption and potentiates the anti-tumor effect of a hypoxia-activated prodrug TH-302. PLoS One. 9 (9), e107995(2014).
  39. Li, T., et al. Evaluations of an early change in tumor pathophysiology in response to radiotherapy with oxygen enhanced electron paramagnetic resonance imaging (OE EPRI). Mol Imaging Biol. 26 (3), 448-458 (2024).
  40. Schaner, P. E., et al. First-in-human study in cancer patients establishing the feasibility of oxygen measurements in tumors using electron paramagnetic resonance with the OxyChip. Front Oncol. 11, 743256(2021).
  41. Swartz, H. M., et al. How best to interpret measures of levels of oxygen in tissues to make them effective clinical tools for care of patients with cancer and other oxygen-dependent pathologies. Physiol Rep. 8 (15), 14541(2020).
  42. Tseytlin, M., et al. A combined positron emission tomography (PET)-electron paramagnetic resonance imaging (EPRI) system: initial evaluation of a prototype scanner. Phys Med Biol. 63 (10), 105010(2018).
  43. Kim, H., et al. Development of a PET/EPRI combined imaging system for assessing tumor hypoxia. J Instrum. 16 (03), P03031(2021).
  44. Shen, J., et al. Development of isoindoline nitroxides for EPR oximetry in viable systems. Appl Magn Reason. 22, 357-368 (2002).
  45. Alecci, M., Ferrari, M., Quaresima, V., Sotgiu, A., Ursini, C. L. Simultaneous 280 MHz EPR imaging of rat organs during nitroxide free radical clearance. Biophys J. 67 (3), 1274-1279 (1994).
  46. Hyde, J. S., Subczynski, W. K. Simulation of ESR spectra of the oxygen-sensitive spin-label probe CTPO. J Magn Reson (1969). 56 (1), 125-130 (1984).
  47. Sarna, T., Dulȩba, A., Korytowski, W., Swartz, H. Interaction of melanin with oxygen. Arch Biochem Biophys. 200 (1), 140-148 (1980).
  48. Bratasz, A., Kulkarni, A. C., Kuppusamy, P. A highly sensitive biocompatible spin probe for imaging of oxygen concentration in tissues. Biophys J. 92 (8), 2918-2925 (2007).
  49. Gluth, T. D., et al. Biocompatible monophosphonated trityl spin probe, HOPE71, for in vivo measurement of pO2, pH, and [Pi] by electron paramagnetic resonance spectroscopy. Anal Chem. 92 (2), 946-954 (2022).
  50. Gluth, T. D., et al. Large-scale synthesis of a monophosphonated tetrathiatriarylmethyl spin probe for concurrent in vivo measurement of pO2, pH and inorganic phosphate by EPR. RSC Adv. 11 (42), 25951-25954 (2022).
  51. Vahidi, N., et al. In vivo and in vitro EPR oximetry with fusinite: A new coal-derived, particulate EPR probe. Magn Reson Med. 31 (2), 139-146 (1994).
  52. Gallez, B., et al. Small particles of fusinite and carbohydrate chars coated with aqueous soluble polymers: preparation and applications for in vivo EPR oximetry. Magn Reson Med. 40 (1), 152-159 (1998).
  53. James, P. E., et al. Gloxy: An oxygen-sensitive coal for accurate measurement of low oxygen tensions in biological systems. Magn Reson Med. 38 (1), 48-58 (1997).
  54. Goda, F., et al. In vivo oximetry using EPR and India ink. Magn Reson Med. 33 (2), 237-245 (1995).
  55. Liu, K. J., et al. Lithium phthalocyanine: a probe for electron paramagnetic resonance oximetry in viable biological systems. Proc Natl Acad Sci. USA. 90 (12), 5438-5442 (1993).
  56. Ilangovan, G., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. Mechanism of oxygen-induced EPR line broadening in lithium phthalocyanine microcrystals. J Magn Reason. 170 (1), 42-48 (2004).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Pulse EPRIDoku OksijenasyonuUltrason G r nt lemeSpin Prob Oksimetrisi3 Boyutlu Oksijen HaritalamaT m r Mikro evresiRelaksasyon S resi l m
Tümör Hipoksi Değerlendirmesi: Elektron Paramanyetik Rezonans ile İn Vivo 3D Oksijen Görüntüleme
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.