Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Hibrit sferoidlerin üretilmesi için optik cımbız kullanma

1.3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67422

⸱

30 Mayıs 2025

 ,  , 
1Department of Clinical and Experimental Pathology, Institute of General and Experimental Pathology, Wrocław Medical University, 2Department of Optics and Photonics, Faculty of Fundamental Problems of Technology, Wrocław University of Science and Technology

Bu makalede

Özet

Bu yazıda, optik cımbız kullanarak hibrit sferoid üretimi için bir protokol öneriyoruz. Bu yöntem, diğer yöntemlerle elde edilemeyen sferoid oluşum sürecinin erken aşamalarının hassas kontrolüne izin verir.

Özet

İki boyutlu (2D) hücre kültürü, klinik öncesi kanser araştırmalarında hala en sık kullanılan modeller arasında yer almaktadır. Bununla birlikte, üç boyutlu (3D) in vitro modeller, daha ilgili bir mimari morfoloji, mikro çevre ve ilaçlara verilen yanıtlar dahil olmak üzere in vivo ortamı daha doğru bir şekilde değerlendiriyor gibi görünmektedir.

Optik yakalama, yapıların konumunu, hareketini, etkileşimini ve dinamiklerini nano ve mikro ölçekte non-invaziv olarak manipüle etmek için bir veya daha fazla odaklanmış lazer ışını kullanır. Optik cımbız (OT) hücre biyolojisinde çok sayıda uygulama bulmuştur; Bununla birlikte, kanser araştırmalarındaki potansiyelleri hala yeterince değerlendirilmiyor. Bu yazıda, lenfoma-stromal hücreli sferoid oluşumu için optik cımbız kullanımı ile noninvaziv bir protokol önerilmektedir. Bu yöntem sadece melez sferoidleri de novo oluşturmakla kalmaz, aynı zamanda bağlı hücrelerin sayısını ve adezyon oluşum zamanını kontrol etmeyi sağlayarak doku mühendisliği için önemli bir bilgi kaynağı sağlar. Ayrıca, OT, standart dökme tekniklerle elde edilemeyen hibrit sferoid oluşumunun erken aşamalarının incelenmesini sağlar. Daha da önemlisi, tarif edilen model, anti-kanser ilaçlarının neden olduğu yapışmadaki minimal değişiklikleri incelemek için kullanılabilir. Bu protokol diğer hücre tiplerine de kolaylıkla uygulanabilir.

Giriş

Üç boyutlu (3D) hücresel modeller, çeşitli fonksiyonel ve yapısal özelliklerde tümör dokusuna daha iyi benzedikleri için kanser araştırmalarını hızlandırıyor. Bunlar, diğerlerinin yanı sıra, hücre dışı matris üretimini, hücreler arasındaki etkileşimi, besin ve oksijen gradyanlarının korunmasını ve tedavilere benzer yanıtlarıiçerir 1,2,3,4. Son zamanlarda, in vivo koşulları daha iyi yansıtmak için, çeşitli hücre tiplerini içeren gelişmiş heterojen 3D modeller geliştirilmiştir 5,6,7.

B hücreli Non-Hodgkin Lenfoma (B-NHL), bağışıklık sisteminin ayrılmaz bir bileşeni olan B lenfositlerinden köken alan heterojen bir malignite grubudur8. Çok çeşitli klinik sunumlar ve histolojik özellikler ile karakterize edilen B-NHL, uzun süreli bir klinik seyirli yavaş formlardan hızla ilerleyen agresif varyantlara kadar değişen bir bozukluk spektrumunu kapsar 9,10. B-NHL ve diğer hematolojik malignitelerin patogenezi genellikle tümör mikroçevresinin etkisiyle bağlantılıdır11,12. Örneğin, lenfoma hücreleri sıklıkla kemik iliğine yayılır ve potansiyel olarak yaşamı tehdit eden komplikasyonlara neden olur13. Kemik iliği nişinin temel bileşenleri olan mezenkimal stromal hücrelerin (MSC'ler), büyük ölçüde doğrudan hücre-hücre etkileşimleriyoluyla tümör büyümesini ve ilerlemesini 14 etkilediği kabul edilmiştir 15,16,17; Bu nedenle, bu tür etkileşimlerin incelenmesine izin veren modellerin geliştirilmesine acil bir ihtiyaç vardır. Daha önce, MSC'lerin, lenfoma hücreleri ile agaroz hidrojeller üzerinde birlikte kültürlendiğinde, stromal hücrelerin çekirdeği oluşturduğu ve lenfoma hücreleri ile düzgün bir şekilde çevrelendiği çok hücreli sferoidler halinde kendi kendine toplandığını tespit etmiştik18. Bu yazıda, optik cımbız kullanılarak hibrid lenfoma-stromal hücreler 3D modelinin üretimi için bir protokol sunuyoruz.

35 yıldan fazla bir süre önce, Ashkin ilk olarak odaklanmış lazer ışını19 ile virüslerin ve bakterilerin invaziv olmayan optik yakalanması fenomenini bildirdi. Günümüzde, optik cımbız (OT), hücre biyolojisi araştırmaları da dahil olmak üzere biyomedikal alanda dinamik olarak artan bir etkiye sahiptir 20,21,22,23. OT, sadece tek tek hücrenin24,25,26 fiziko-mekanik özelliklerinin incelenmesine değil, aynı zamanda tek hücre düzeyinde doğrudan hücre-hücre etkileşimlerinin ve daha fazla 2D ve 3D hücresel düzenleme ve yapılandırmanın 27,28,29 incelenmesine izin verdi. Optik yakalama tekniği, madde30 ile etkileşime girdiğinde momentumunu değiştiren elektromanyetik radyasyon (fotonlar) olarak uygulanan birkaç pikonewton mertebesinin optik kuvvetlerine dayanır. Sonuç olarak, operatörler bir veya daha fazla lazer ışını kullanarak, nesnelerin konumlarını, hareketlerini ve dinamiklerini mikro ve nano ölçekte20 seçici olarak manipüle edebilir. Uygulamada, optik yakalama tekniği, canlı hücrelerin seçici ve tahribatsız bir şekilde yakalanmasına, onları başka bir hücre veya molekülün yüzeyi ile temas ettirmesine ve yapışma sürecinin başlatılmasını tetiklemesine izin verir31. Yukarıdaki işlevleri kullanarak, ilk olarak, yapışkan özelliklerini araştırmak için tek bir lenfoma hücresini tek katmanlı bir stromal hücre üzerine optik olarak yerleştirmeye çalıştık. Daha sonra, optik cımbızların gerçek zamanlı modda33 çok hücreli bir sferoidi fiziksel olarak yeniden oluşturma yeteneğini değerlendirmeye devam ettik. Bunu başarmak için, tek tek lenfoma hücreleri tek tek tuzağa düşürüldü ve önceden hazırlanmış bir 3D stromal sferoide bağlandı. Optik yakalamanın bir başka uygulanabilirliği, minimum hücre-hücre yapışma süresini ölçmek ve anti-kanser tedavisindenkaynaklanan yapışmadaki dakika değişikliklerini değerlendirmekti 34,35. 3D modeller kanser araştırmalarında yaygın olarak kullanılsa da, küresel oluşumun erken aşamalarını incelemek hala zordur. Bunun başlıca nedeni, mikro dünyaya aynı anda yüksek hassasiyet ve minimal invaziv etki ile dokunulmasına izin veren yöntemlerin sınırlı bulunmasıdır. Tersine, OT'nin tam potansiyeli, 3D'deki hücresel düzenleme ve yapı kapsamında henüz elde edilmemiştir. Bu nedenle, bu yazıda, optik cımbızda standart 3D teknikler ve manipülasyonlar kullanılarak 3D lenfoma yapısı oluşturmak için birleşik bir iş akışı adım adım açıklanmaktadır. Daha da önemlisi, protokol hematopatolojik malignitelerde önemli olan diğer hücre tipleriyle kullanım için kolayca uyarlanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Agaroz jel bazlı mikro kalıpların imalatı

NOT: Tüm hücre kültürlerini işlerken uygun aseptik teknikler gereklidir. Bu protokolde kullanılan tüm reaktifler Malzeme Tablosunda listelenmiştir. Şekil 1A'da gösterildiği gibi tek bir deney için MSC'lerle üç jel hazırlayın.

figure-protocol-1
Şekil 1: Mezenkimal stromal hücreli (MSC) sferoidlerin hazırlanması. (A) Agaroz mikro kalıplarının hazırlanması adımını gösteren resim. (B) Mezenkimal stromal hücrelerin (MSC'ler) tohumlanması ve mezenkimal sferoidlerin yetiştirilmesi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

  1. Agaroz mikro kalıplarını hazırlayarak başlayın. Mikro kalıp 3D Petri Kabını (Malzeme Tablosuna bakın) deiyonize su (3x) ile durulayın ve sterilizasyonu gerçekleştirmek için 30 dakika UV lambasının altına yerleştirin.
  2. İlk olarak% 2 agaroz çözeltisi hazırlayın. 1 g yüksek kaliteli saf steril agaroz tozu ölçün (Malzeme Tablosuna bakınız) ve steril 50 mL'lik konik bir tüpe yerleştirin. Agaroza 50 mL steril% 0.9 sodyum klorür çözeltisi ( Malzeme Tablosuna bakınız) ekleyin ve iyice karıştırın. Konik borunun kapağını güvenli hale gelene ancak yine de gevşek olana kadar vidalayın.
  3. Agaroz tozunu kaynatmak ve tamamen çözmek için mikrodalga fırını kullanın. Her 10 saniyede bir mikrodalgayı durdurun ve agarozun çözünmesini sağlamak için konik tüpü dikkatlice döndürün. Agarozu karıştırırken veya pipetlerken kabarcık oluşturmaktan kaçının. Agarozu yaklaşık 70 °C'ye soğutun.
    NOT: Yarı saydam çözünmemiş toz kalıntısı olmadığından emin olun.
    DİKKAT: Erimiş agaroz aşırı sıcaktır ve ciddi cilt yanıklarına neden olabilir.
  4. Aseptik teknikler kullanarak laminer akış kabininde çalışın. Önceden sterilize edilmiş mikro kalıpları 500 μL agaroz ile doldurarak hidrojeller hazırlayın. Bir pipet kullanarak mikro kalıbın küçük özelliklerine sıkışmış olabilecek baloncukları aspire edin.
  5. Oda sıcaklığında 15 dakikalık inkübasyondan sonra, agaroz katılaştığında, jelleri mikro kalıplardan steril 6 oyuklu bir plakaya dikkatlice çıkarın. Jel yapısına zarar vermeyin. Bir sonraki adıma geçmeden önce mikroskop altında mikro kalıpların doğru hazırlanıp hazırlanmadığını kontrol edin ve kenarların sağlam olduğundan emin olun. Ortamın sızabileceği herhangi bir boşluk olup olmadığını kontrol edin.
  6. Sterilizasyon için plakayı 30 dakika boyunca bir UV lambasının altına yerleştirmeden önce mikro kalıpları tamamen kaplayacak kadar 1x Fosfat Tampon Salin (PBS) ekleyin.
    NOT: Agaroz mikro kalıpları, buzdolabı koşullarında (4 ° C) 1x PBS ile kaplı konik bir tüpte kullanımdan önce 2 haftaya kadar saklanabilir.
  7. Sferoidler üretmek için mikro kalıpları kullanmadan önce, jeli RPMI ortamında (6 oyuklu bir plaka için 4.0 mL / kuyucuk) tamamen kaplayarak dengeleyin ve en az 15 dakika inkübe edin.

2. Mezenkimal stromal hücrelerin (MSC'ler) sferoidlerinin hazırlanması

  1. Bir insan mezenkimal stromal hücre hattı olan HS-5 hücre hattını (bkz . Malzeme Tablosu), ısıyla inaktive edilmiş fetal sığır serumu (FBS) ve %1 penisilin-streptomisin (bkz. Malzeme Tablosu) ile desteklenmiş RPMI 1640 kültür ortamında kültürleyin ve her 48 saatte bir ortamın değişmesini sağlayın.
  2. HS-5 hücreleri yaklaşık% 90 birleştiğinde, hücre geçişini aşağıdaki gibi gerçekleştirin:
    1. Serolojik bir pipet kullanarak kültür ortamını çıkarın.
    2. 1x PBS ekleyerek ve kalan ortamı çıkarmak için döndürerek ve aspire ederek hücreleri yıkayın.
    3. Hücre kültürü şişesine 2 mL tripsin-EDTA çözeltisi (Malzeme Tablosuna bakınız) ekleyerek ve hücre ayrılmasını kolaylaştırmak için 37 ° C'de inkübe ederek hücreleri kültür şişesinin altından ayırın.
    4. 2 mL tam kültür ortamı ekleyerek tripsinizasyonu durdurun.
    5. 5 mL'lik bir pipet kullanarak, hücreleri nazikçe askıya alın ve 15 mL'lik konik bir tüpe aktarın.
    6. Hücre süspansiyonunu 7 dakika boyunca 300 x g'da santrifüjleyin. Süpernatanı çıkarın ve hücreleri 1 mL taze kültür ortamında yeniden süspanse edin.
    7. 10 μL hücre peletini alın ve 0.5 mL'lik bir tüpe aktarın. Ardından, 10 μL% 0.4 Tripan mavisi çözeltisi ekleyin (Malzeme Tablosuna bakınız) ve hücreleri otomatik hücre sayacında sayın (Malzeme Tablosuna bakınız).
    8. Yukarıda elde edilen hücre yoğunluğuna bağlı olarak, hücreleri 2 x 105 hücre / mL ortama seyreltin.
  3. Hücre kültürü ortamını agaroz mikro kalıbından çıkarın.
  4. Yukarıda bahsedilen 190 μL hücre süspansiyonunu (adım 2.2.8) agaroz mikro kalıbının hücre tohumlama odasına dikkatlice tohumlayın. Tek bir kuyu yaklaşık 150 hücre (38.000 hücre/jel) içerecektir.
  5. Hücreleri, jelin dibine yerleşene kadar 30 dakika boyunca bir inkübatörde (% 5 CO2, 37 ° C, nemli atmosfer) agaroz mikro kalıpta inkübe edin. 30 dakika sonra, mikro kalıp içeren plakayı inkübatörden çıkarın ve jellerin dışına yavaşça ek bir ortam ekleyin, bunları tamamen kaplayın (örneğin, 6 oyuklu plaka için 4.0 mL / kuyucuk).
    NOT: Ortamı doğrudan jel agaroz mikro kalıbının üzerine değil, yeni şekillendirilmiş sferoidlere zarar vermekten kaçınarak kültür kabına ekleyin.
  6. Jeli, tek tip sferoidler oluşana kadar 72 saat boyunca% 5 CO2 içeren nemli bir atmosferde 37 ° C'de bir inkübatöre yerleştirin. (Şekil 1B).
    NOT: Takip eden 3 gün boyunca sferoid oluşumunun ters mikroskop altında gözlemlenmesi önerilir. Genel olarak, mezenkimal stromal hücreler 24 saat içinde sferoidler oluşturmaya başlar, ancak bu süreç farklı hücre geçişleri ve yoğunlukları ile daha hızlı veya daha yavaş olabilir. Agaroz mikroküf üzerinde 72 saatlik inkübasyondan sonra, mezenkimal stromal hücreler nispeten düzgün sferoidler oluşturur; Bununla birlikte, aynı koşullarda inkübe edilmelerine rağmen boyut ve şekil olarak değişebileceklerini belirtmekte fayda var. Ortamın mor-kırmızı renkten sarıya döndüğünde değiştirilmesi gerekir.

3. Lenfoma hücrelerinin kültürlenmesi ve optik tuzak için hazırlık

NOT: Lenfoma hücreleri de dahil olmak üzere hematolojik hücre hatları, kültür plakasına veya damarına herhangi bir bağlanma olmaksızın süspansiyon kültürü için tasarlanmış şişelerde kültür ortamında serbest yüzer şekilde büyür. Optimal hücre özelliklerini korumak için, optik cımbız kullanılarak hibrit sferoidleri birleştirme prosedüründen en geç 30 dakika önce numuneyi hazırlamaya başlanması önerilir. Daha da önemlisi, bu bölümde özetlenen protokol Ri-1 insan lenfoma hücre hattı içindir, ancak benzer bir protokol diğer hematolojik kanser hücre hatları için de geçerlidir.

  1. Ri-1 lenfoma hücre hattını (Malzeme Tablosuna bakınız) RPMI 1640 ortamında% 10 FBS ve% 1 penisilin / streptomisin ile desteklenmiş kültürleyin.
  2. Lenfoma hücrelerini 37 °C ve %5CO2 ile nemlendirilmiş hava dahil olmak üzere standart kültür koşulları altında inkübatörde tutun. Logaritmik fazda kültürleri 3-5 x 105 hücre / mL arasında tutun ve her 2-3 günde bir geçirin.
  3. Hücreleri toplayın ve süspansiyonu 15 mL'lik bir polistiren tüpe aktarın. Bir hücre peleti elde etmek için hücreleri oda sıcaklığında 7 dakika boyunca 300 x g'da santrifüjleyin. Süpernatanı çıkarın ve 10 mL taze ortam ekleyin, homojen bir süspansiyon elde edilene kadar hafifçe pipetleyin.

figure-protocol-2







Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Önceki sonuçlarımız, lenfoma hücreleri ile kültürlenen mezenkimal stromal hücrelerin, kanser hücrelerinin düzgün bir şekilde bağlandığı homojen stromal çekirdeği oluşturduğunu gösterdi18. Bu çalışmada, mezenkimal stromal hücreler ve lenfoma hücrelerinden oluşan insan hibrit sferoidini, özel yapım optik cımbız kullanarak başarıyla tasarladık. Şekil 2B , optik cımbız sisteminin önemli bir parçası olan parlak alan mikroskobunda temsili bir sferoidi göstermektedir. Buna k...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışmada, mezenkimal stromal çekirdek ve lenfoma hücrelerinin hibrid sferoidleri, optik cımbız kullanılarak gerçek zamanlı olarak tasarlandı. Tuzak sistemleri de dahil olmak üzere yeni lazer tabanlı teknolojiler artık ticari olarak temin edilebilir ve giderek daha popüler hale gelmektedir. Bununla birlikte, bugüne kadar, optik cımbızların çoğu özel yapım aletler olmaya devam ediyor; Bu nedenle, kalibrasyon, çalışma prosedürleri ve deney geometrileri laboratuvarlar arasında farklılık ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

Yazarlar, dikkatli düzenlemesi çalışmanın netliğini önemli ölçüde artıran Nicholas Czarnik'e içten şükranlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
&mikro;-Çanak 35 mm, yüksek cam tabanlıIBIDI81158
12-256 miko-kalıp 3D PetriDish Microtissue Inc., RI, ABD12-256TR
3 & m polistiren mikrokürelerPolysciences17134-15
anti CD20 antikoru (klon L26)DakoIS604
Otomatik Hücre Sayacı, EVENanoEntekEVE/ EVE-MC
Autostainer Link 48DakoD09634
Kamera OlympusU-TV0.63XC
CelCulture CO2 İnkübatörüEsco Technologies, Inc.CCL
Hücre Sayma Slaytları, EVENanoEntekNE-EVS
Hücre hattı HS-5ATCCCRL-3611
Hücre hattı Ri-1 DSMZ ACC 585
Fetal Sığır SerumuGibcoA5256701
Floresan mikroskobu OlympusBX43
ImageJ programıUlusal Sağlık Enstitüleri, MD, ABD
Ters mikroskopOlympusIX73
Canlı/Ölü reaktif kiti Thermo Fisher ScientificL3224
Penisilin-Streptomisin (10.000 U/mL)Gibco15140122
Fosfat Tamponlu Salin, pH 7.4Gibco10010023
RPMI 1640 OrtaGibco11875093
Sodyum klorür çözeltisiSigma-Aldrich7647-14-5
Sodyum Klorür çözeltisi %0,9, sterilITW ReITW Reaktifleri, S.R.L.ajanlar, S.R.L.A1671
Tripan Mavisi Çözeltisi,% 0.4Gibco15250061
TrypLE Express Enzim (1X), fenol kırmızısıGibco12604013
Tripsin-EDTA (% 0.05), fenol kırmızısıGibco25300096
UltraPure AgarozInvitrogen16500500
< güçlü > Optik cımbız kurulumu< / güçlü>
Dikroik aynalarThorlabsDMSP805R
Dijital kameraMikrotron GmbHMC1362
Galvano-ayna XY tarama sistemiThorlabsGVS002
Ters mikroskop ve nbsp;OlympusIX71
Lens 1ThorlabsAC254-050-B-ML
Lens 2ThorlabsAC508-200-B-ML
Nd:YAG 1064 nm lazerLazer QuantumVentus

Kaynaklar

  1. Brancato, V., Oliveira, J. M., Correlo, V. M., Reis, R. L., Kundu, S. C. Could 3D models of cancer enhance drug screening. Biomaterials. 232, 119744(2020).
  2. Fontoura, J. C., et al. Comparison of 2D and 3D cell culture models for cell growth, gene expression and drug resistance. Mater Sci Eng. C. 107, 110264(2020).
  3. Kapałczyńska, M., et al. 2D and 3D cell cultures - a comparison of different types of cancer cell cultures. Arch Med Sci. 14 (4), 910-919 (2018).
  4. Duval, K., et al. Modeling physiological events in 2D vs. 3D cell culture. Physiology (Bethesda). 32 (4), 266-277 (2017).
  5. Barbosa, M. A. G., Xavier, C. P. R., Pereira, R. F., Petrikaitė, V., Vasconcelos, M. H. 3D cell culture models as recapitulators of the tumor microenvironment for the screening of anti-cancer drugs. Cancers (Basel). 14 (1), 190(2021).
  6. Jubelin, C., et al. Three-dimensional in vitro culture models in oncology research. Cell Biosci. 12, 155(2022).
  7. Pape, J., Emberton, M., Cheema, U. 3D cancer models: the need for a complex stroma, compartmentalization and stiffness. Front Bioeng Biotechnol. 9, 660502(2021).
  8. Singh, R., et al. Non-Hodgkin's lymphoma: A review. J Family Med Prim Care. 9 (4), 1834-1840 (2020).
  9. Campo, E., et al. The International consensus classification of mature lymphoid neoplasms: a report from the clinical advisory committee. Blood. 140 (11), Erratum in: Blood. 141 (4), 437 (2023). 1229-1253 (2022).
  10. Swerdlow, S. H., et al. The 2016 revision of the World Health Organization classification of lymphoid neoplasms. Blood. 127 (20), 2375-2390 (2016).
  11. Ng, W. L., Ansell, S. M., Mondello, P. Insights into the tumor microenvironment of B cell lymphoma. J Exp Clin Cancer Res. 41, 362(2022).
  12. Mancini, S. J. C., et al. Deciphering tumor niches: lessons from solid and hematological malignancies. Front Immunol. 12, 766275(2021).
  13. Zhang, Q. Y., Foucar, K. marrow involvement by Hodgkin and non-Hodgkin lymphomas. Hematol. Oncol Clin North Am. 23 (4), 873-902 (2009).
  14. Gao, Q., et al. marrow mesenchymal stromal cells: Identification, classification, and differentiation. Front Cell Dev Biol. 9, 787118(2022).
  15. Lwin, T., et al. Lymphoma cell adhesion-induced expression of B cell-activating factor of the TNF family in bone marrow stromal cells protects non-Hodgkin's B lymphoma cells from apoptosis. Leukemia. 23 (1), 170-177 (2009).
  16. Kumar, A., Bhattacharyya, J., Jaganathan, B. G. Adhesion to stromal cells mediates imatinib resistance in chronic myeloid leukemia through ERK and BMP signaling pathways. Sci Rep. 7 (1), 9535(2017).
  17. Cuiffo, B. G., Karnoub, A. E. Mesenchymal stem cells in tumor development: emerging roles and concepts. Cell Adh Migr. 6 (3), 220-230 (2012).
  18. Duś-Szachniewicz, K., Gdesz-Birula, K., Rymkiewicz, G. Development and characterization of 3D hybrid spheroids for the investigation of the crosstalk between B-Cell non-Hodgkin lymphomas and mesenchymal stromal cells. OncoTargets Ther. 15, 683-697 (2022).
  19. Ashkin, A., Dziedzic, J. M. Optical trapping and manipulation of viruses and bacteria. Science. 235, 1517-1520 (1987).
  20. Spyratou, E. Advanced biophotonics techniques: The role of optical tweezers for cells and molecules manipulation associated with cancer. Front Phys. 10, 247-285 (2022).
  21. Choudhary, D., Mossa, A., Jadhav, M., Cecconi, C. Bio-molecular applications of recent developments in optical tweezers. Biomolecules. 9 (1), 23(2019).
  22. Nussenzveig, H. M. Cell membrane biophysics with optical tweezers. Eur Biophys J. 47 (5), 499-514 (2018).
  23. Zhang, X., Ma, L., Zhang, Y. High-resolution optical tweezers for single-molecule manipulation. Yale J Biol Med. 86 (3), 367-383 (2013).
  24. Li, X., et al. Optical tweezers study of membrane fluidity in small cell lung cancer cells. Opt Express. 29 (8), 11976-11986 (2021).
  25. Wullkopf, L., et al. Cancer cell's ability to mechanically adjust to extracellular matrix stiffness correlates with their invasive potential. Mol Biol Cell. 29, 2378-2385 (2018).
  26. Yousafzai, M. S., et al. Effect of neighboring cells on cell stiffness measured by optical tweezers indentation. J Biomed Opt. 21 (5), 57004(2016).
  27. Gupta, S. K., et al. Quantification of cell-matrix interaction in 3D using optical tweezers. Multi-Scale Extracellular Matrix Mechanics and Mechanobiology. Studies in Mechanobiology, Tissue Engineering and Biomaterials. Zhang, Y. , Springer. Berlin/Heidelberg, Germany. 283-310 (2020).
  28. Ma, Z., et al. Laser patterning for the study of MSC cardiogenic differentiation at the single-cell level. Light Sci Appl. 2, 68(2013).
  29. Kirkham, G. R., et al. Precision assembly of complex cellular microenvironments using holographic optical tweezers. Sci Rep. 5, 8577(2015).
  30. Pesce, G., et al. Optical tweezers: theory and practice. Eur Phys J Plus. 135, 949(2020).
  31. Avsievicha, T., Zhua, R., Popovb, A., Bykova, A., Meglinski, I. The advancement of blood cell research by optical tweezers. Rev Phys. 5, 100043(2020).
  32. Duś-Szachniewicz, K., et al. Physiological hypoxia (physioxia) impairs the early adhesion of single lymphoma cell to marrow stromal cell and extracellular matrix. Optical tweezers study. Int J Mol Sci. 19, 1880(2018).
  33. Duś-Szachniewicz, K., Gdesz-Birula, K., Nowosielska, E., Ziółkowski, P., Drobczyński, S. Formation of lymphoma hybrid spheroids and drug testing in real time with the use of fluorescence optical tweezers. Cells. 11 (13), 2113(2022).
  34. Hu, S., Gou, X., Han, H., Leung, A. Y., Sun, D. Manipulating cell adhesions with optical tweezers for study of cell-to-cell interactions. J Biomed Nanotechnol. 9 (2), 281-285 (2013).
  35. Johansen, P., Fenaroli, F., Evensen, L., Griffiths, G., Koster, G. Optical micromanipulation of nanoparticles and cells inside living zebrafish. Nat Commun. 7, 10974(2016).
  36. Drobczyński, S., Duś-Szachniewicz, K. Real-time force measurement in double wavelength optical tweezers. J Opt Soc AmB. 34, 38-43 (2017).
  37. Pavlasova, G., Mraz, M. The regulation and function of CD20: an "enigma" of B-cell biology and targeted therapy. Haematologica. 105 (6), 1494-1506 (2020).
  38. Gieseler, J., et al. Optical tweezers- from calibration to applications: a tutorial. Adv Opt Mater. 13, 74-241 (2021).
  39. Bustamante, C. J., Chemla, Y. R., Liu, S., Wang, M. D. Optical tweezers in single-molecule biophysics. Nat Rev Methods Primers. 1, 25(2021).
  40. Mitrakas, A. G., et al. Applications and advances of multicellular tumor spheroids: Challenges in their development and analysis. Int J Mol Sci. 24 (8), 6949(2023).
  41. Malm, M., et al. Evolution from adherent to suspension: systems biology of HEK293 cell line development. Sci Rep. 10, 18996(2020).
  42. Ling, Y., et al. A cell-laden microfluidic hydrogel. Lab on a Chip. 7 (6), 756-762 (2007).
  43. Azizipour, N., Avazpour, R., Sawan, M., Ajji, A., Rosenzweig, H. Surface optimization and design adaptation toward spheroid formation on-chip. Sensors. 22 (9), 3191(2022).
  44. Ryu, N. E., Lee, S. H., Park, H. Spheroid culture system methods and applications for mesenchymal stem cells. Cells. 8 (12), 1620(2019).
  45. Han, S. J., Kwon, S., Kim, K. S. Challenges of applying multicellular tumor spheroids in preclinical phase. Cancer Cell Int. 21, 152(2021).
  46. Feng, Q., Li, D., Li, Q., Cao, X., Dong, H. Microgel assembly: Fabrication, characteristics, and application in tissue engineering and regenerative medicine. Bioact Mater. 9, 105-119 (2021).
  47. Volpe, G., et al. Roadmap for optical tweezers. J Phys Photonics. 5, 022501(2023).
  48. Pradhan, M., Pathak, S., Mathur, D., Ladiwala, U. Optically trapping tumor cells to assess differentiation and prognosis of cancers. Biomed Opt Express. 7, 943(2016).
  49. Duś-Szachniewicz, K., et al. Differentiation of single lymphoma primary cells and normal B-cells based on their adhesion to mesenchymal stromal cells in optical tweezers. Sci Rep. 9, 9885(2019).
  50. Gdesz-Birula, K., Drobczyński, S., Sarat, K., Duś-Szachniewicz, K. Sonidegib Inhibits the adhesion of acute myeloid leukemia to the bone marrow in hypoxia: An optical tweezer study. Biomedicines. 13, 578(2025).
  51. Matheson, A. B., et al. Optical tweezers with integrated multiplane microscopy (OpTIMuM): A new tool for 3D microrheology. Sci Rep. 11, 5614(2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

3B Hücre KültürüLenfoma HücreleriStromal SferoidlerOptik TuzaklamaHücre AdhezyonuFloresan MikroskopiAgaroz Mikro-KalıpDoku Mühendisliği
Hibrit sferoidlerin üretilmesi için optik cımbız kullanma
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.