Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Klinik Öncesi Büyük Hayvan Modelinde Böbrek Alımı

1.1K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/67835

⸱

2 Mayıs 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Pathology, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Johns Hopkins University School of Medicine, 4Department of Visceral, Transplant and Thoracic Surgery, Innsbruck Medical University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Burada, müteakip makine perfüzyonu veya transplantasyonu için klinik öncesi bir domuz modelinde böbrek alımı için cerrahi bir modeli detaylandıran bir protokol sunuyoruz.

Özet

Makine perfüzyonu, ex vivo organ değerlendirmesi, izleme, tedavi, optimizasyon ve koruma sürelerini uzatmak için uygun bir strateji olarak gelişmiştir. Büyük hayvan modelleri, bu teknolojilerin geliştirilmesi ve optimizasyonu için çok önemli olmuştur. Bununla birlikte, greft kalitesini ve veri tekrarlanabilirliğini sağlamak için, organ ve doku alımı için standardize edilmiş ve klinik olarak çevrilebilir cerrahi teknikler izlenmelidir. Bu nedenle, burada, klinik öncesi bir domuz modelinde böbrek tedariki için optimize edilmiş bir protokolü açıklıyoruz. Böbrek geri kazanımı, karışık cins (Yorkshire çapraz/karışım) domuzlar kullanılarak gerçekleştirilir. Kısaca, cerrahi alanın steril dezenfeksiyonu ve örtülmesini takiben, her iki böbreğe optimum erişim sağlamak için tam bir orta hat insizyonu yapılır. Üreter, renal ven ve arter, sırasıyla inferior vena kava ve aorttan köken alana kadar diseke edilir. Tam böbrek diseksiyonundan sonra üreter bağlanır ve distal olarak kesilir. Donör hayvan daha sonra kg / vücut ağırlığı başına 100 IU ile tamamen heparinize edilir. Daha sonra, renal arter aorta yakın klemplenir ve renal ven, bir Satinsky vasküler klempi kullanılarak vena kavaya yakın klemplenir. Böbrek grefti daha sonra rezeke edilir ve renal arter hemen arka masaya kanüle edilir. Böbrek daha sonra buz gibi bir koruma solüsyonu ile yıkanacak ve makine perfüzyonu veya transplantasyon olana kadar buz üzerinde saklanacaktır. Son olarak renal arter güdüğü 2-0 ipek ligatür ile bağlanır ve vena kava 6-0 polipropilen sütür ile kapatılır. Bu teknik böbrekleri kurtarır ve canlı (tek böbrek) veya ölmüş (çift böbrek) donör ayarını simüle eder. Tek böbrek iyileşmesi, sonraki bir ototransplantasyon gerçekleştirmek için avantaj sunar. Ölen donör modelinde, ötenaziden önce kan torbası iğneleri doğrudan aort içine sokularak kan toplanabilir, böylece hayvanın kan cezası alınması ve ex vivo makine perfüzyonu için kan sağlanması sağlanabilir.

Giriş

Böbrek nakli, diyalize kıyasla daha iyi yaşam kalitesi ve uzun vadeli sonuçlar sağlayan son dönem böbrek yetmezliği (SDBY) için en uygun tedavi yöntemidir1. Organ korumadaki ilerlemelere rağmen, böbrek nakli için bekleme listesindeyken her gün düzinelerce insan SDBY'den ölmektedir2. Makine perfüzyonu, koruma sürelerini artıran, genişletilmiş donör ağları ve daha verimli organ tahsisi sağlayan büyüyen bir alandır. Bu teknoloji aynı zamanda ex vivo organ izleme ve optimizasyonuna izin verir, böylece iskemi-reperfüzyon hasarının (IRI) etkilerini en aza indirir. Statik soğuk hava deposu (SCS) ile karşılaştırıldığında, makine perfüzyonunun gecikmiş greft fonksiyonu insidansını önemli ölçüde azalttığı gösterilmiştir 3,4. Makine perfüzyonu ayrıca, aksi takdirde nakil5 kriterlerini karşılamayacak olan marjinal greftlerin yeniden canlandırıldığını göstermiştir. Teknolojik gelişmelere rağmen, en yaygın koruma tekniği buz üzerinde SCS olmaya devam ediyor. Daha fazla klinik öncesi deneyler ve veriler, makine perfüzyonunu böbrek korumanın temel dayanağı haline getirmeye yardımcı olabilir.

Böbrek nakli için domuz modeli iyi kurulmuştur ve böbrek koruma teknolojisinin, özellikle de makine perfüzyonunun geliştirilmesinin ayrılmaz bir parçası olmuştur. Tek lobüler kemirgen böbreklerinin aksine, domuz ve insan böbreklerinin her ikisi de çok lobürdür, boyut olarak benzerdir ve benzer arteriyel, venöz ve idrar anatomisini paylaşır 6,7. Bu nedenle, domuz böbreği, özellikle tıbbi cihazlar ve ilaç tedavileri açısından klinik ortama doğrudan bir çeviri kolaylaştırır. Ek olarak, domuz böbrekleri, insan böbrekleriyle benzer bir IRI patofizyolojisi gösterir8, bu da onları böbrek koruma çalışmaları için ideal kılar.

Greft kalitesini ve veri tekrarlanabilirliğini sağlamak için, organ ve doku alımı için standardize edilmiş ve klinik olarak çevrilebilir cerrahi teknikler izlenmelidir. Bu nedenle, burada, klinik öncesi bir domuz modelinde böbrek tedariki için optimize edilmiş bir protokolü açıklıyoruz. Bu protokol böbreklerin geri kazanılmasına izin verir ve canlı (tek böbrek) veya ölen (çift böbrek) donör ayarını simüle eder. Tek böbrek iyileşmesi, müteakip bir ototransplantasyon gerçekleştirme avantajı sunar. Çift böbrek kurtarma modelinde, ötenazi öncesi kan alımı, kan torbası iğnelerinin doğrudan aort içine sokulması, böylece hayvanın kan durumunun açığa çıkarılması ve ex vivo makine perfüzyonu için kan sağlanması ile mümkündür.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Açıklanan tüm prosedürler, Amerika Birleşik Devletleri Tarım Bakanlığı (USDA) lisanslı, Laboratuvar Hayvanları Refahı Ofisi (OLAW) güvencesinde ve Laboratuvar Hayvanları Bakımı Değerlendirme ve Akreditasyon Derneği (AAALAC) tarafından akredite edilmiş bir kurum olan Johns Hopkins Üniversitesi Kurumsal Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylanmıştır. Hayvanlar, Amerika Birleşik Devletleri Tarım Bakanlığı'nın Hayvan Refahı Yasası, Ulusal Sağlık Enstitüleri'nin Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Rehberi ve Amerika Birleşik Devletleri Halk Sağlığı Servisi'nin Laboratuvar Hayvanlarının İnsani Bakımı ve Kullanımı Politikası'na uygun olarak muhafaza edildi.

1. Hayvanlar ve barınma

  1. Bu protokol için 3-6 aylık klinik olarak sağlıklı 20-40 kg Yorkshire domuzları (Sus scrofa domesticus) veya karşılaştırılabilir kullanın.
  2. Hayvanları, çıtalı döşeme ile zincir bağlantılı çit yollarında barındırın.

2. Ameliyat öncesi prosedür ve anestezi

  1. Sedasyon zamanından en az 12 saat önce hayvanı aç bırakın.
  2. Ameliyattan en az 12 saat önce oral simetikon (20 mg / kg) uygulayın ve bağırsak genişlemesini azaltmak için sedasyondan en az 1 saat önce dozu tekrarlayın.
  3. Birden fazla enjeksiyondan kaçınmak için ketamin (20-30 mg / kg) ve ksilazin (2-3 mg / kg) tek bir şırıngada kas içine uygulayın.
  4. Domuzu ameliyat öncesi evreleme alanına aktarın. Marjinal kulak damarına intravenöz bir kateter yerleştirin. Prosedür boyunca 3-10 mg / kg / saat% 0.9 salin veya Emzirilmiş Ringer solüsyonu uygulayın.
  5. Domuz yeterince sedasyona tabi tutulduktan sonra, gaz anestezisi ve mekanik ventilasyon için bir endotrakeal tüp (20-30 kg hayvan için 6.0-6.5 mm kelepçeli endotrakeal tüp; 30-40 kg için 6.5-7.0 mm kelepçeli) yerleştirin. Gerekirse, etki etmek için intravenöz olarak uygulanan bir doz propofol (0.8-1.66 mg / kg) ile kolaylaştırın.
  6. Hayvanı ameliyathaneye taşımadan önce, ameliyat bölgesindeki ve çevresindeki tüyleri makas kullanarak ve ayrıca cerrahi bölgeyi kirli bir şekilde ovalayarak çıkarın.
  7. Hayvanı ameliyat masasına aktarın. Ameliyatın başlamasından 10 dakika önce intravenöz olarak ve intraoperatif olarak her 90 dakikada bir sefazolin (20-22 mg / kg) uygulayın. Ameliyatın başlangıcında pantoprazol (0.5-1 mg / kg) intravenöz olarak uygulayın.
  8. İnsizyondan önce ilave analjeziyi kolaylaştırmak için lidokain (2 mg / kg'a kadar) ile deri altından lokal bir blok uygulayın.
  9. Cerrahi bölgeyi klorheksidin veya betadin ve% 70 etanol veya salin arasında değiştirerek en az üç kez aseptik olarak hazırlayın.
  10. Sıvı hacmini, kalp atış hızını, kan basıncını, nabız oksimetresini, kapnografiyi, elektrokardiyografiyi ve rektal sıcaklığı sürekli olarak izleyin. Bu değerleri her 10-15 dakikada bir kaydedin. Hipotermiyi önlemek için ısıtılmış bir gövde altı pedi ve sıcak hava battaniyesi kullanın.
  11. Ameliyata başlamadan önce, çene tonusu, palpebral refleks ve önceki adımda listelenen parametrelerin bir kombinasyonunu kullanarak hayvanın uygun cerrahi anestezi düzleminde olduğunu onaylayın.

3. Böbrek toplama prosedürü

  1. Bölüm 2'de açıklanan adımları izleyerek hayvanı ameliyata hazırlayın.
  2. Cerrahi alanın steril dezenfeksiyonu ve örtülmesinin ardından, her iki böbreğe de optimum erişim sağlamak için medyan laparotomi (25-30 cm) yapın. Standart bir abdominal ekartör yerleştirin.
  3. Kolonu ve ince bağırsağı ılık tuzlu suya batırılmış havlularla örtün. Sol böbreğe erişim için bağırsakları sağ tarafa veya sağ böbreğe erişim için sol tarafa geri çekin.
  4. Böbreğin üzerindeki peritonu açın ve herhangi bir yapışmayı serbest bırakmak için böbreğin etrafını inceleyin. Üreteri 10-12 cm uzunluk elde edilene kadar diseksiyon yapın.
  5. Renal ven ve arteri, sırasıyla inferior vena kava ve aorttan kökenlerine kadar inceleyin.
  6. Tam renal diseksiyondan sonra, üreteri distal olarak 2-0 ipek ligatür ile bağlayın ve bağa proksimal olarak kesin. İdrar drenajına izin vermek için proksimal üreter ucunu açık bırakın.
  7. Hayvanı intravenöz heparin (100 IU / kg) ile heparinize edin ve böbreğin yeterli heparinizasyonunu sağlamak için 2 dakika bekleyin. Bu adım, her böbreğin rezeksiyonundan önce tekrarlanmalıdır.
  8. Renal arter ve renal veni sırasıyla aort ve inferior vena kavaya yakın iki Satinsky vasküler klempi ile klempleyin. Böbrek atardamarını ve toplardamarını klemplere yakın keserek böbrek greftini çıkarın.
  9. Renal arteri hemen 3 mm künt uçlu perfüzyon kanülü ile kanül edin. Böbreği buz gibi Wisconsin Üniversitesi (UW) solüsyonu veya Custodiol Histidin-triptofan-ketoglutarat (HTK) koruma solüsyonu ile yıkayın.
  10. UW veya HTK ile yıkadıktan sonra perfüzyon kanülünü çıkarın ve böbreği yıkamak için kullanılan aynı buz gibi soğuk koruma solüsyonu ile doldurulmuş steril bir organ torbasına yerleştirin. Bu torbayı ikinci bir steril organ torbasına yerleştirin. Daha sonra organı saklayın veya makine perfüzyonunu başlatın.
  11. Renal arter kütüğünü 2-0 ipek ligatür ile bağlayın. Renal ven kütüğünü 6-0 polipropilen içeren iki katmanlı bir koşu ipliği ile kapatın.

4. Kan alımı prosedürü

  1. Prosedür terminal ise ve diğer tüm cerrahi müdahaleler yapıldıysa, makine perfüzyonu ve kan kaybı ile ötenazi için kan alımına devam edin.
  2. Bağırsakları sağ tarafa çekin ve infrarenal abdominal aortu tanımlayın. Damarı kaplayan büyük yapışıklıkları veya dokuları serbest bırakın.
  3. Kan alma torbası iğnesini doğrudan aortun içine yerleştirin. Doldurmayı kolaylaştırmak için torbayı hayvanın altına asın. Torba dolduğunda (yaklaşık 450 mL kan), iğneyi aorttan çıkarın ve delinme bölgesine baskı uygulayın.
  4. İkinci bir kan torbası için, yeni iğneyi önceki delinme bölgesine proksimalden 1-2 cm yerleştirin. Gerektiği kadar birden fazla kan torbası ile tekrarlayın, her iğne ile proksimal olarak 1-2 cm hareket edin.
  5. Gerekli tüm kan toplandıktan sonra, pentobarbital bileşenin en az 78 mg / kg'lık bir dozunda intravenöz pentobarbital sodyum / fenitoin sodyum enjeksiyonu ile kalp durmasını indükleyin. Pentobarbitalin böbreğin sonraki tahlillerine müdahale edeceği endişesi varsa, anestezi altında domuzlara uygulanırsa alternatif bir kimyasal ötenazi yöntemi olarak potasyum klorür (KCl) (75-100 mg / kg IV) kullanın. Kalp atışı eksikliği, kornea refleksi eksikliği ve vücut ısısında önemli bir azalma ile ölümü doğrulayın.
    NOT: Kurban edilen domuzun kalan organları ve dokusu, 3R prensiplerine uygun olarak başka araştırma veya eğitim amaçları için kullanılabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Araştırma grubumuz, hem katı organ nakli hem de vaskülarize kompozit allotransplantasyonun domuz modelleri ile yaklaşık 15 yıla yayılan geniş bir deneyime sahiptir 9,10,11,12,13,14,15,16,17

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Böbrek nakli için domuz modeli, makine perfüzyon teknolojisinin geliştirilmesi ve optimizasyonu için hayati önem taşımaktadır. İnsan böbreklerine 6,7,8 anatomik, immünolojik ve patofizyolojik benzerlikler göz önüne alındığında, domuz böbrekleri klinik test ve uygulamaya kolaylaştırılmış bir çeviri sunar.

Domuz böbreği tedarik modeli, çeşit...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklanacak herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, Johns Hopkins Üniversitesi Tıp Fakültesi'ndeki birçok veteriner teknisyenine teknik yardımları için teşekkür eder. Ayrıca Dr. Jessica Izzi ve Amanda Maxwell'e ve Dr. Mallory Brown, Jessica Plunkard ve Alexis Roach da dahil olmak üzere çok sayıda veteriner asistanına hayvanlarımıza mükemmel klinik bakım ve veteriner gözetimi sağladıkları için minnettarlığımızı ifade etmek isteriz. Son olarak, Johns Hopkins Tıp Fakültesi'ndeki Vaskülarize Kompozit Allotransplantasyon (VCA) Laboratuvarı'nın tüm üyelerine, laboratuvarımızda gerçekleştirilen böbrek temini veya diğer organ temini prosedürlerinde herhangi bir kapasitede yardımcı olan teşekkür ederiz. Bu çalışma, Ulusal Diyabet ve Sindirim ve Böbrek Hastalıkları Enstitüsü (NIDDK) hibe R44DK136396 tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
%70 etanol çözeltisiFisher Scientific04-355-122
Adson Tissue ForceA2:D30ps, 4.75", 1 x 2 DişWexler CerrahiFL0081.1
Bair Hugger Hayvan Sağlığı Üstten Battaniyesi3M53777
Bair Hugger Isıtma Birimi3M77500
Balfour Karın Retraktoru, Sabit Yan Kanatlı, 4" Derinlik, 10" Maksimum YayılımMPM Tıbbi Tedarik124-7017
Betadine Çözeltisi (%5 Providon-iyot)MWI Hayvan SağlığıNDC-67618-155-01
Sefazolin için enjeksiyon, USPMWI Hayvan SağlığıNDC-63323-237-10
Klorheksidin ÇözeltisiMWI Hayvan SağlığıNDC-30798-624-31
Temizlik  HTK Organ Koruma ÇözümüTemel İlaçlar25767073545
DeBakey Tissue Penset, 7.75", 2 mm uçlarWexler CerrahiFL0789.1
EUTHASOL (pentobarbital sodyum ve fenitoin sodyum)VirbacNDC-051311-050-01
Heparin Sodyum Enjeksiyonu, USPMWI Hayvan SağlığıNDC-71288-402-10
Sosisli Sıcaklık Kontrol CihazıAugustine Surgical Inc.WC71V
Hot Dog Veteriner Alt Beden Isıtıcı YatakAugustine Surgical Inc.V106
Invisishield İzolasyon Çantası, 20" x 20"MedlineDYNJSD1003
Jacobson Mikro İğne Tutucu, Düz Çene, Yuvarlak Sap, 7.25"Wexler CerrahiNL0729.11
Ketamin Hidroklorür Enjeksiyon ÇözeltisiNexGen PharmaceuticalsNC-0256
Lap Süngerleri 18" x 18"MedlineMDS231318LF
Metzenbaum diseksiyon makasi, 7" kavisliWexler CerrahiSL5011.1S
İletken Olmayan Emiş Boru ve Dallop Konnektörler, 1/4" x 10'MedlineDYND50251
Enjeksiyon İçin Pantoprazol SodyumMWI Hayvan SağlığıNDC-55150-202-00
Perfüzyon Kanülü, Serbest Akış, 3 mm Küt UçMED İttifakı ÇözümleriPER-3003S
Rijit Ampul Ucu YankauerMedlineDYND50130
Satinsky kelepçe, 30 mm açılı DeBakey travmasız çeneler, kavisli şaftlar, 10"Wexler CerrahiAL2150.1
Bistüri Sapı #3Dünya Hassas Aletleri500236
Servator B UW (Wisconsin Üniversitesi)Küresel Nakil ÇözümleriJFISERB10A r2
Tek Toplama Ünitesi Ön Doldurulmuş CPDA-1, 450 mLJorgensen LaboratuvarlarıJO520
Sofsilk Dikiş Kravat, 2-0, Siyah, 18"CovidienS-195
Cerrahi Smashtel Bıçağı No. 10Dünya Hassas Aletleri500239
Surgipro II Dikiş, 6-0, Mavi, 30", çift kollu, CV-22 İğneCovidienVP-733-X
Üçte Dörtte Cerrahi ÖrtüMedlineDYNJP2414
Valleylab Paslanmaz çelik elektrotlu elektrocerrahi kalemCovidienCVNE2516H
Valleylab Force FXc Elektrocerrahi JeneratörCovidienMFI-MDT-FORCE-FXC
Valleylab Polihezive Yetişkin Hasta Dönüş ElektrotuCovidienE7507-SD
Ksilazin Hidroklorür Enjeksiyon ÇözeltisiNexGen PharmaceuticalsNC-0334

Kaynaklar

  1. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. JAMA. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  2. Lentine, K. L., et al. OPTN/SRTR 2022 annual data report: Kidney. Am J Transplant. 24 (2S1), S19-S118 (2024).
  3. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  4. Malinoski, D., et al. Hypothermia or machine perfusion in kidney donors. N Engl J Med. 388 (5), 418-426 (2023).
  5. Hamar, M., Selzner, M. Ex vivo machine perfusion for kidney preservation. Curr Opin Organ Transplant. 23 (3), 369-374 (2018).
  6. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  7. Bagetti Filho, H. J., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  8. Giraud, S., et al. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127(2011).
  9. Girard, A. O., et al. Hickman catheter use for long-term vascular access in a preclinical swine model. J Vis Exp. (193), e65221(2023).
  10. Gerling, K. A., et al. A novel sutureless anastomotic device in a swine model: A proof of concept study. J Surg Res. 291, 116-123 (2023).
  11. Etra, J. W., et al. Latissimus Dorsi myocutaneous flap procedure in a swine model. J Invest Surg. 34 (12), 1289-1296 (2021).
  12. Etra, J. W., et al. A skin rejection grading system for vascularized composite allotransplantation in a preclinical large animal model. Transplantation. 103 (7), 1385-1391 (2019).
  13. Al-Rakan, M., et al. Ancillary procedures necessary for translational research in experimental craniomaxillofacial surgery. J Craniofac Surg. 25 (6), 2043-2050 (2014).
  14. Santiago, G. F., et al. Establishing cephalometric landmarks for the translational study of Le Fort-based facial transplantation in Swine: enhanced applications using computer-assisted surgery and custom cutting guides. Plast Reconstr Surg. 133 (5), 1138-1151 (2014).
  15. Ibrahim, Z., et al. Cutaneous collateral axonal sprouting re-innervates the skin component and restores sensation of denervated Swine osteomyocutaneous alloflaps. PLoS One. 8 (10), e77646(2013).
  16. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. (80), e50475(2013).
  17. Wachtman, G. S., et al. Biologics and donor bone marrow cells for targeted immunomodulation in vascularized composite allotransplantation: a translational trial in swine. Transplant Proc. 43 (9), 3541-3544 (2011).
  18. Kaths, J. M., et al. Heterotopic renal autotransplantation in a porcine model: A step-by-step protocol. J Vis Exp. 108, e53765(2016).
  19. Liu, W. J., et al. Orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry. J Vis Exp. (162), e61591(2020).
  20. Steinhauser, C., et al. Assessment of hemodynamic and blood parameters that may reflect macroscopic quality of porcine kidneys during normothermic machine perfusion using whole blood. World J Urol. 42 (1), 471(2024).
  21. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for graft quality assessment prior to transplantation. Am J Transplant. 18 (3), 580-589 (2018).
  22. Urcuyo, D., et al. Development of a prolonged warm ex vivo perfusion model for kidneys donated after cardiac death. Int J Artif Organs. 40 (6), 265-271 (2017).
  23. Vallant, N., et al. A comparison of pulsatile hypothermic and normothermic ex vivo machine perfusion in a porcine kidney model. Transplantation. 105 (8), 1760-1770 (2021).
  24. Hosgood, S. A., Saeb-Parsy, K., Hamed, M. O., Nicholson, M. L. Successful transplantation of human kidneys deemed untransplantable but resuscitated by ex vivo normothermic machine perfusion. Am J Transplant. 16 (11), 3282-3285 (2016).
  25. Vallant, N., Wolfhagen, N., Sandhu, B., Hamaoui, K., Papalois, V. Delivery of mesenchymal stem cells during hypothermic machine perfusion in a translational kidney perfusion study. Int J Mol Sci. 25 (9), 5038(2024).
  26. Uzarsk, J. S., et al. Sustained in vivo perfusion of a re-endothelialized tissue engineered kidney graft in a human-scale animal model. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1184408(2023).
  27. Anand, R. P., et al. Design and testing of a humanized porcine donor for xenotransplantation. Nature. 622 (7982), 393-401 (2023).
  28. Pan, W., et al. Cellular dynamics in pig-to-human kidney xenotransplantation. Med. 5 (8), 1016-1029 (2024).
  29. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to- date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Makine Perf zyonuOrgan KorumaDomuz ModeliRenal DiseksiyonB brek TransplantasyonuPerf zyon Sol syonuKan ToplamaOrgan Al m
Klinik Öncesi Büyük Hayvan Modelinde Böbrek Alımı
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.