Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Nakil için Fare Böbreklerinin Normothermic Makine Perfüzyonu

1.4K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 Ocak 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, alıcı bir fareye daha sonra transfer edilmek üzere fare böbreğinin ex vivo normotermik makine perfüzyonu ile uygulanmasını tanımlar.

Özet

Norothermik makine perfüzyonu (NMP) tekniği, ex-vivo organ değerlendirme ve müdahale platformu sunan umut vadeden bir organ koruma teknolojisidir. Klinik olarak atılmış organların sınırlı bulunabilirliği ve büyük hayvan modellerinin yüksek maliyeti nedeniyle, küçük hayvan NMP modeli araştırma için umut verici bir alternatif olarak kabul edilmiştir. Burada, fare böbrekleri için standart bir NMP ve nakil protokolü oluşturduk; bu protokol böbrek alımı, NMP koruma ve nakil için adım adım rehber sağladı. NMP detayları ve parametreleri kaydedildi. Tüm fare alıcıları bu cerrahi işlem ve NMP tekniğiyle başarılı bir şekilde hayatta kaldı ve nakil sonrası böbrek grefti fonksiyonu normal kaldı. NMP'nin sağkalım oranı ve greft histolojisi, ameliyat sonrası 7. gündeki statik soğuk depolama (SCS) ile anlamlı bir fark göstermedi. Küçük hayvan modellerinde bu yenilikçi NMP stratejisi, organ koruma, değerlendirme ve müdahaleyle ilgili temel çalışmalara gelecekte fayda sağlayabilir. Ayrıca, bu model terapötikler, görüntüleme teknikleri ve perfüzyon ile ilgili müdahalelerin preklinik testleri için maliyet etkin, ölçeklenebilir bir platform sunar.

Giriş

Son evre böbrek hastalığı (ESKD), dünya genelinde sağlık ve sağlık sistemleri üzerinde hızla büyüyen bir yüktür 1,2,3. Diyaliz çoğu ülkede ESKD için baskın tedavi olmasına rağmen, böbrek nakli altın standart tedavi olmaya devam etmektedir; daha iyi yaşam kalitesi sağlar ve sağlıkları ile prognozuiyileştirir, diyaliz 1,3,4,5 ile karşılaştırıldığında. Ancak, donör böbrek eksikliği, böbrek naklinin daha fazla yayılmasını sınırlar ve dolaşım ölümünden (DCD) sonra bağışlanan veya genişletilmiş kriterlerden alınan greftlerin (ECD) kullanımının artmasına yol açar.

Statik soğuk depolama (SCS) şu anda organ koruma için standart yöntemdir, ancak uzun süren soğuk iskemi gecikmeli greft fonksiyonu (DGF) riskini artırır ve özellikle DCD veya ECDgreftlerinde 9,10,11,12 gibi akut ve kronik reddedilmeye yol açar. Bu nedenle, soğuk iskemi hasarını en aza indirmek ve greft prognozunu iyileştirmek için organ koruma yöntemi aramak çok önemlidir. Normothermik makine perfüzyonu (NMP), organ koruma için yeni ortaya çıkan bir tekniktir; ısıtılmış ve oksijenli perfüzyon organ 12,13,14,15 üzerinden dolaşarak fizyolojik koşulları taklit edebilir. Bu aynı zamanda neredeyse fizyolojik metabolik bir durum koruyabilir; organ yaşamlılığını değerlendirmeyi, soğuk iskemik yaralanmasını iyileştirmeyi ve hatta organ hasarınıonarmayı mümkün kılar 16,17,18,19,20. SCS ile karşılaştırıldığında, NMP hem DCD hem de ECD greftlerinde DGF oranının azalmasına ve greft prognozunun daha iyi olmasına yolaçar 17,21,22.

Domuz böbrekleri ve klinik insan atılmış böbrekler şu anda temel NMParaştırmalarında kullanılmaktadır 20,23,24. Bununla birlikte, domuz modellerinin yüksek bakım maliyetleri, yüksek ilaç doz gereksinimleri ve türe özgü reaktiflerin kıtlığı gibi önemli sınırlamalarla karşı karşıya olduğubelirtilmelidir 25. Ayrıca, atılmış insan organlarının kullanımı sınırlı erişilebilirlik ve karmaşık etik inceleme süreçleri gerektirir. Bu kısıtlamalar, temel araştırmalarda yaygın uygulamalarını birlikte sınırlar. Buna karşılık, kemirgen küçük hayvan modelleri (özellikle fare modelleri), şu anda literatürde az temsil edilmiş olsalar da, işletme maliyetleri önemli ölçüde daha düşük ve bol miktarda ticari olarak erişilebilen reaktifler sunar. Bu avantajlar, onları temel çalışmaları ilerletmek için umut vadeden platformlarolarak konumlandırır 26,27,28. Bu gerekçeye dayanarak, bu makalede fare tabanlı bir NMP ve nakil modeli geliştirdik ve doğruladık.

Bu makale, fare böbreklerinde NMP ve nakil için ayrıntılı bir protokol sunmaktadır. Perfüzyon ve perfüzyon sisteminin hazırlanması ile hem donör hem de alıcı böbrekler için cerrahi prosedürün kapsamlı bir açıklamasını içerir. Bu model, özellikle ilgili ilaçların işlenmesi ve etkinliğinin izlenmesi için bir platform olarak böbrek nakli incelemek için ideal bir hayvan modeli olma potansiyelinigöstermektedir 19,29,30,31.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan protokolleri, Sun Yat-sen Üniversitesi Laboratuvar Hayvan Merkezi Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı (No. SYSU-IACUC-2023-000717). Bu çalışmadaki tüm hayvanlar, 7–8 haftalık (250–300 g) erkek Sprague–Dawley fareleriydi, Özgül Patojensiz (SPF) ve laboratuvar hayvanı güvenliği için standart gereksinimleri karşılıyordu ( Ek Tablo S1'deki patojen dışlama listesine bakınız). Standart bir diyetle beslendiler ve Sun Yat-sen Üniversitesi Laboratuvar Hayvan Merkezi'nde patojensiz bir odada tutuldular.
Tüm cerrahi aletleri deneylerden önce otoklavlama ile (121 °C, 30 dakika) sterilize edin. İşlemler boyunca yalnızca tek kullanımlık steril tüketim malzemeleri kullanın ve tüm işlemler sırasında aseptik protokollere sıkı sıkıya uyun.

1. Temel perfüzyonun hazırlanması

  1. 2,5 g sığır serum albümini (BSA), 50 mL RPMI 1640, %2 penisillin-streptomisin ve 0,6 mg kreatinin birleştirerek temel perfüzyonu hazırlayın (Ek Tablo S2).
  2. %5 sodyum bikarbonat çözeltisi (0,5-1,2 mL) eklenerek pH ~7,3'e ve baz fazlalığını (BE, perfüzyon sisteminin asit-baz dengesini ölçmek için önemli bir gösterge) ~0'a ayarlanır ve toplam hacmi ~60 mL elde eder.
  3. Çözeltiyi 0,22 μm filtreyle filtreleyerek partikülleri ve bakterileri çıkarabilirsiniz.
    NOT: Tam perfüzyon için 50 mL temel perfüzyot ve 10 mL donör kan gereklidir (bkz. adım 2.13).

2. Böbrek tedariki

NOT: 8-0 kullanın Tüm ligasyonlar için cerrahi dikişler.

  1. Anestezi odasında %3 izofluran ile anestezi başlatın ve cerrahi işlem boyunca %1,5 isofluran kullanarak genel anestezi uygulanmasını sağlayın.
  2. Ameliyattan önce hazırlık.
    1. 2.12. adımda elde edilen böbreği korumak için bir Petri kabına 20 ml önceden soğutulmuş tuzlu su ekleyin.
    2. Bir şırıngayı 10 mL soğuk hipertonik sitrat adenin (HCA) çözeltisi ve 1.250 U heparin ile doldurun. Şırıngayı infüzyon uzatma tüpü ve 24 G yerleşik iğne ile bağlayın.
  3. Donör sıçanını izofluran ile anestezi yapın. Arka ayak reflekslerinin yokluğunu doğrulayarak yeterli anestezi derinliğini doğrulayın.2.3. Anestezi indüksiyonundan sonra, karın tüylerini (xiphoid işleminden pubik simfize, her iki taraftan midaksiler çizgiye kadar) elektrikli bir tıraş makinesi ile tıraş edin.
  4. Tıbbi bantla fareyi sırtüstü yatarak ameliyat tahtası üzerinde ısıtma yastığı ile sabitleyin. Karın derisini iyotla ıslatılmış pamuk topu ile dezenfekte edin, ardından ek antisepsis için alkolle ıslatılmış pamuk topu kullanın. Steril gazlı bezi dezenfekte edilmiş karın derisine yay.
  5. Bir bistür ve forseps kullanarak xiphoid sürecinden mesane (yaklaşık 8 cm uzunluğunda) orta hat kesisi yapın. Karın derisi ve kas katmanlarını sırayla açın.
    NOT: Gerekirse kanamayı önlemek için karın duvarı damarlarını kelepçe edin.
  6. Karın duvarını bir çekme kancası ile geri çekerek cerrahi alanı açığa çıkarın.
  7. Sol böbrek ve üreteri izole etmek için mikroskop forsepsini kullanarak bağ dokusunu disekiye edin.
  8. Sol üreter etrafına bir ligatür (Ligatür I) yerleştirin. Sol böbrek üreteri böbrek hilumunun 0,5-1,0 cm distalı mesafesinde disseksiye yapın ve 26 G uzunluğunda ~0,5 cm uzunluğunda bir tüple kateterize edin, ardından ligatür I'i sıkılaştırın (Şekil 1A,B).
  9. Sol böbrek damarlarını ayırın. Ligaturları böbrek arterine (Ligatür II) ve böbrek damarına (Ligatür III) yerleştirin (Şekil 1A,B).
  10. Ligatur II ve III'ü ardışık olarak sıkılaştırın. Ligasyon bölgesinin distal damarlarını ve üreteri disseksiye. Perirenal bağ dokusunu disseksiye yapın ve böbreği hazırlanan Petri kabına aktarın.
  11. Sol böbrek arterini, önceden monte edilmiş 24 G iç iğneyle kanülasyon yapın. Kanülü bir ligatür (Ligatür IV) ile sabitleyin ve böbrek solgunlaşana kadar 100 mL/s akış hızında perfüze yapın (Şekil 1A).
    NOT: Hava kabarcıklarını önlemek için perfüzyon tüpünü ve içindeki iğneyi çözeltiyle önceden doldurun.
  12. Perfüzyonlu böbreği Petri kabının içinde buzun üzerinde koyun, NMP başlanmasına kadar (bkz. adım 2.1.1).
    NOT: SCS grubu için, perfüzon böbrekler 15 mL'lik santrifüj tüpünde HCA çözeltisi ile 4 °C'de 3 saat boyunca korunurken, NMP grubundaki böbrekler 3 saat perfüzyon geçirdi.
  13. 20 mL'lik bir şırınga ile bağlı 24 G yerleşik iğne ile abdominal aortadan 1.250 U heparin enjekte edin. Daha sonra, yukarıda belirtilen iğneyle 10 ml heparinize kan toplayarak tam perfüzyon preparatını elde edin. Donör sıçanları gaz anestezisi altında kan dışına çıkararak ötenazi yapın.
    NOT: Tam perfüzyon hematokrit (HCT) seviyelerini %6-8 olarak korur.

3. NMP sisteminin hazırlanması ve perfüzyon

  1. Perfüzyon sistemini birleştirin (Şekil 2).
  2. Su banyosunu org odasını 37 °C'ye ayarlayın. Hayvan zarı oksijenleyicisini oksijenlendirmek için %90O 2 gaz girişini açın.
  3. Organ odasında 10 mL donör kanı (Adım 2.13) temel perfüzyolla (Adım 1) karıştırın; ardından hücresel elek üzerinden süzülerek tam perfüzyon elde edilir. Karışım örneğinden ~2 mL baz örnek olarak bırakın.
  4. Peristaltik pompayı çalıştırın, perfüzyonu başlatın (3 mL/dakika) ve perfüzyon tüpünü karışımla doldurun. Steril yuvarlak bir ipliği kelepçelerle kameranın üzerine sabitleyin.
  5. Karışım tüpü doldurup dışarı aktıktan sonra, böbreği (Adım 2.12) perfüzyon sistemine bağlayın ve perfüzyona başlayın. Boru hattını sabitlemek için bir kelepçe kullanın (Şekil 1A,C).
  6. Ureter kanülünü bir uzatma tüpüne bağlayın. Perfüzyon sırasında mikrosantrifüj tüpünde idrar toplayın.
  7. Perfüzyon sırasında, perfüzyon basıncını ~80 mmHg ve böbrek sıcaklığını ~37 °C olarak tutun. Perfüzyon akışını, basıncını ve damar direncini (perfüzyon basıncının perfüzyon akışına bölünmesi olarak tanımlanır) takip edin ve kaydedin.
  8. Her 30 dakikada 1,0 ml steril su ve oksijenat 20 saniye (3 L/min, %90O 2) ekleyin, her saat içinde üretilen 1 mL perfüzyot ve idrar toplanarak örneklerin tutulması için alın, ayrıca perfüzyonun kan gazları ve kan biyokimyasını ölçün.
  9. Perfüzyonun sonunda, sodyum ve potasyumun fraksiyonel salgılanmasını (FE) hesaplamak için perfüzyonun kan biyokimyasını ölçün. Bahsi geçen endeksler için hesaplama formülleri şunlardır:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Burada PNa, perfüzyodaki sodyum konsantrasyonunu temsil eder. UCr, idrardaki kreatinin konsantrasyonunu temsil eder. UNa, idrardaki sodyum konsantrasyonunu temsil eder. PCr, perfüzyonun kreatinin konsantrasyonunu temsil eder. perfüzyonun içindeki potasyum konsantrasyonunu temsil eder. UK, idrardaki potasyum konsantrasyonunu temsil eder.
    1. Perfüzyon sırasında kan gazlarının sonucuna göre pH değerini izleyin. Solunum alkalozu (hiperventilasyon) durumunda ventilasyonu azaltın.
    2. Metabolik asidoz durumunda, perfüzyona uygun miktarda sodyum bikarbonat çözeltisi ekleyin.
  10. 3 saat NMP sonrası, üreter uzatma tüpünü çıkarın ve idrar örneğini alın.
  11. Böbreği perfüzyon sisteminden çıkarın. Da-House'u bir mikropompaya bağlayın. Böbreği önceden soğutulmuş HCA çözeltisiyle perüze yapın (buzdolabında 4 °C'de saklanır ve kullanımdan önce sadece uygun hacmi alın) böbrek solgunlaşana kadar.
  12. Böbreği iğneden çıkarın. Nakil öncesi 4 °C sıcaklıkta HCA çözeltisinde saklanın.

4. Fare böbreği nakli

NOT: 8-0 kullanın Tüm ligasyonlar için dikişler ve böbrek damarı ile üreter anastomozu için 11-0 dikişler. Karın derisi ve kas anastomozu yapmak için 3-0 dikiş kullan.

  1. Ameliyattan bir gün önce, analjezi için tüm alıcı sıçanlara intraperitoneal olarak meloksikam (2mg/kg) enjekte edin. Anestezi odasında %3 isofluran ile anestezi başlatın ve cerrahi işlem boyunca %1,5 isofluran kullanarak genel anesteziyi sürdürün. Ameliyat sonrası yerel analjezi için karın kesi yerine topikal olarak %2 lidokain spreyi uygulayın.
  2. Anestezi odasında alıcı sıçanı seçip anestezi yapın. Arka ayak reflekslerinin yokluğunu doğrulayarak yeterli anestezi derinliğini doğrulayın.
  3. Anestezi indükten sonra, karın tüylerini (Aralık: xiphoid işleminden pubik simfize, her iki taraftan midaksiler çizgiye kadar) elektrikli bir makas ile tıraş edin.
  4. Tıbbi bantla fareyi sırtüstü yatarak ameliyat tahtası üzerinde ısıtma yastığı ile sabitleyin. Karın derisini iyotla ıslatılmış pamuk topu ile dezenfekte edin, ardından ek antisepsis için alkolle ıslatılmış pamuk topu kullanın. Yukarıdaki dezenfeksiyon prosedürünü toplamda üç kez tekrarlayın. Steril gazlı bezi dezenfekte edilmiş karın derisine yay.
  5. Bir bistür ve forseps kullanarak xiphoid sürecinden mesane (yaklaşık 8 cm uzunluğunda) orta hat kesisi yapın. Karın derisi ve kas katmanlarını sırayla açın. Kanamayı önlemek için karın duvarı damarlarını kelepçe edin.
  6. Karın duvarını bir çekme kancası ile geri çekerek cerrahi alanı açığa çıkarın. Sağ böbreği bağ dokusundan izole edin ve açığa çıkarın. Sağ böbrek damarlarını (Ligatür V) ve üreteri (Ligatür VI) ayırıp ligatlar. Sağ böbreği Ligatür V'nin distal ucunda ve ligatür VI'nın proksimal ucunda (Şekil 1A,D) kesin.
  7. Sol böbrek damarlarını izole edin ve açığa çıkarın. Daha sonra sol böbrek arteri ve ven sırasıyla damar kelepçesiyle kelepçelenin. Sol böbreği böbrek damarlarını ve üreteri keserek kesin (Şekil 1A,E).
  8. Hem arter hem de venin damar lümenlerini tamamen açığa çıkar. Alıcının sol böbrek atardamarı ve damarını hepparinli tuzlu suyla (Ek Tablo S2) boşaltın, ta ki kalıntı lümen sıvısı kalmayınca.
  9. Bağışlanın sol böbreğini 3.12. adımda alıcının sol karın boşluğuna transfer edin. Transferden sonra, hipometabolik durumları korumak ve iskemik hasarı azaltmak için böbreğe her 3-5 dakikada bir buz gibi tuzlu sulana uygulayın.
  10. 11-0 dikiş kullanarak böbrek atardamarı (Anastomoz I) ve venin (Anastomoz II) uçtan uca anastomozu yapılacaktır. Dikiş sürecinde greft yüzeyini soğuk tuzlu suyla sulayın.
    1. Böbrek arterinin hem üst hem de alt kutuplarının kesintili kapanması yapılın.
    2. Böbrek arterinin ventral kısmının sürekli kapanmasını yapın. Böbrek arterinin dorsal kısmını açığa çıkarın. Böbrek arterinin dorsal kısmının sürekli kapanmasını yapın.
      NOT: Dikişleri sıkarak damar duvarında boşluk olmadığından emin olun. Her dikiş yerleştirmesinde vasküler duvarın tam kalınlıkta apostisyonunu sağlayarak kontralateral tarafa transmural penetrasyonu önleyin.
    3. Böbrek veninin hem üst hem de alt kutbu kesintili bir kapanma yapın.
    4. Böbrek veninin dorsal kısmını sürekli kapatın. Bir sonraki kapatmaya geçmeden önce sürekli anastomotik dikişi sabitleyin. Böbrek veninin ventral kısmını sürekli kapatın.
  11. Damar kelepçelerini serbest bırakın ve böbrek arteri ile veni açın.
    NOT: Az miktarda kanama varsa, temiz bir pamuk topu kullanarak bastırıp kanamayı durdurun.
  12. Donörün üreterinin 26 G üreter kanülünü alıcının üreterine yerleştirin. Üreter kütüğü hem sağ hem sol tarafta sabitlenin (Anastomoz III).
  13. Greft, bağlayıcı dokuyu perirenal yağ dokusuna dikerek sabitleyin (Şekil 1A,F).
  14. Karın kapanmasından önce greftin görünümünü kontrol edin (Şekil 1A,G). İşlemden sonra, karın kası tabakası ve deri tabakası ardışık olarak dikilir ve karın boşluğu kapatılır. Anastomoza lidokain spreyi uygulayın. İyileşme sırasında sıçanın vücut sıcaklığını korumak için bir ısıtma pedi kullanın ve dolaştıktan sonra onu izlemek üzere metabolik bir kafese yerleştirin.
    NOT: Karın duvarının katmanlı kapanmasını hassas doku pozisyonu ile gerçekleştirin ve her dikiş yerleştirmesinde gerginliği güvence altına alın. Deriyi kapatırken, ölü boşluk oluşumunu önlemek için alttaki kas tabakasının bir kısmını dahil edin.

5. Perioperatif uygulama ve ameliyat sonrası tespiti

  1. Perioperatif ilaç yönetimi: Aşağıdaki ilaçlar intraperitoneal enjeksiyonla günlük olarak verildi: Perioperatif analjezi için 2 mg/kg dozda meloksikam, ameliyattan 1 gün öncesinden ameliyattan 3 gün sonraya kadar. Metilprednizolon sodyum 4 mg/kg dozda süksinat kullanır; bu doz allogreft reddini önleme için, ameliyat gününden ameliyat sonrası 7. güne kadar. Ameliyat sonrası alıcı farelerin hayatta kalma ve günlük idrar çıkışını takip edin ve kaydedin.
  2. Ameliyattan sonraki yedinci günde, fareyi anestezi altına alın ve karın aortundan kan toplayarak biyokimyasal ölçümler yapılacaktır. Böbrek greftini alın. Fareleri doku toplamadan sonra sürekli gaz anestezi altında kandan çıkararak ötenazi yapın.
  3. Böbrek örneklerini %4 paraformaldehit (PFA) çözeltisine sabitleyin, ardından standart dehidrasyon, temizleme ve parafin gömü ile işleyin (Ek Tablo S3). Parafinle gömülü blokları 4 μm kalınlıkta kesimlendirin. Daha sonra, histolojik değerlendirme için Hematoxylin ve Eosin (H&E, Takviye Tablo S4) ve Periyodik Asit-Schiff (PAS, Takviye Tablo S5)) ile boyandı.
    NOT: Detaylı boyama prosedürleri Ek Tablo S3, Ek Tablo S4 ve Ek Tablo S5'te gösterilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Tarif edilen yöntemle, izole fare böbrekleri en az 3 saat boyunca ex vivo normotermik makine perfüzyonu için kullanılabilir kalabilir. NMP sırasında, böbreklerin perfüzyon direnci (Şekil 3A, Şekil 3 ve Şekil 4'ün tam temel veri seti Ek Tablo S6'da mevcuttur.) 5.958 ± 1.106 mmHg/(mL/min) arasında istikrarlı şekilde tutulur; bu da kurulmuş perfüzyon sistemimizin kararlılığını...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

NMP, greft iskemi süresini kısaltabilir ve greft kalitesinin ex vivodeğerlendirilmesini ve tedavisini mümkün kılabilir 16,17,18,19,20,32,33. Ancak, fare modelinin NMP'si için tek bir standart yoktur. Bu makalede, NMP ve ardından fare böbreğinde naki...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklamak zorunda kalacak bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı'nın (Genel Program, Hibe No. 82470778) fonları ile desteklendi; Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (Gençlik Bilim Vakfı Projesi, Hibe No. 82201961); Guangdong Eyaleti Doğa Bilimleri Vakfı (Genel Program, Hibe No. 2024A1515011447); ve Guangdong Eyaleti Organ Bağışı ve Nakil İmmünolojisi Ana Laboratuvarı (Hibe No. 2023B1212060020); Sun Yat-sen Üniversitesi - ARM Böbrek Rejenerasyonu ve Yeniden Yapılandırılması Ortak Laboratuvarı (Grant No. SYSU-50000-20240428-0001).

Yazarlar, laboratuvar hayvanları, tesisler ve enstrümantasyon sağladığı için Sun Yat-sen Üniversitesi Laboratuvar Hayvan Merkezi'ne teşekkür etmek isterler. Şekil 1 ve Şekil 2 FigDraw kullanılarak hazırlanmıştır; Graphpad Prism veri grafikleme hizmetleri sunarken, Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited parafin kesitleme ve patolojik boyama işlemlerini gerçekleştirdi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Alkol (%75)MUSIYANJJ-75-1
Kan nakli cihazıFoshan Youzhan Teknoloji Şirketi, LtdYZDW-15-5
Sığır Serum Albümini (BSA)Aladdin Bilimsel Kurumu.B265991-100g
Hücre süzgeci (70 μ m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Santrifüj tüpü (1.5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Santrifüj tüpü (15 mL)ExCell BiyografisiCS015-0001
Pamuk topuHenan PiaoAn Group Co., LtdKüçük boyut
Pamuk çubukFoshan Shunde Kangzheng Sağlık Malzemeleri Şirketi, LtdKZ3-12
KreatininShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Çift dairesel iğneli naylon dikiş (11-0)Ningbo Tıbbi İğne Şirketi, LtdSYZ-11-0
Elektronik ölçekSENSSUNEHA17
Sıvı dağıtıcıZhiyu TıpYZ-00-0231
Gazlı bezZITTARC11001-001
Isıtma pediGuangzhou Dewei Biyolojik Teknoloji Şirketi, LtdDK0032
Heparin Sodyum Enjeksiyonu (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn İlaç A.Ş., LtdH51021209
Kızılötesi termometreDeliDL333380
Enjeksiyon şırıngası (1 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Enjeksiyon şırıngası (10 mL) Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Enjeksiyon şırıngası (20 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
İzofluranRWD Yaşam Bilimleri Şirketi, LtdR510-22-10
i-STAT 1  Kan analizörüAbbott04P75-03 (ABD)
i-STAT CG4+ KartuşuAbbott03P85-25
i-STAT CHEM8+ KartuşuAbbott09P31-25
Sıvı uzatma borusuJiangxi Hongda Tıbbi Ekipman Grubu LtdZJ983
Micro-1 Fare OksijenatörüDongguan Kewei Tıbbi Aletler Şirketi, LtdMicro-MO
MikropompaEDCAPTAINSYS-3011
İğne Filtresi (0.22 μ m)Merck milliporeSLGPR33RB
Organ koruma çözümüYangtze Nehri İlaç GrubuHCA II
OksijenatörOwgelsOZ-3-02HWO
Penisillin-Streptomisin (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Peristaltik PompaKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Peristaltik pompa borusuFoshan Youzhan Teknoloji Şirketi, LtdLG-1-14
Petri kabıBKMAMBKM001
Basınç sensörüEdwards Yaşam Bilimleri ŞirketiJIBPT-A-01-EDW
Basınç Sensörü AlıcısıTekillik TıpCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
SalinYXH ECZANESIA1001346
SD fareleriSun Yat-Sen Üniversitesi Laboratuvar Hayvan MerkeziNA
Tıraş makinesiBeyotimeFS600
Tek açılı iğneli naylon dikiş (3-0)Ningbo Tıbbi İğne Şirketi, LtdDJZ-3-0
Tek dairesel iğneli naylon dikiş (8-0)Ningbo Tıbbi İğne Şirketi, LtdDYZ-8-0
Küçük hayvan anestezi makinesiRWD Yaşam Bilimleri Şirketi, LtdR500
Küçük Hayvan çok organlı perfüzyon makinesiLife  Perfusor  TıbbiPU-100Metal çanak, su banyosu, ısıtma pompası ve sıcaklık sensörü dahil
Küçük Hayvan Cerrahisi KitiBeyotimeFS500
Sodyum bikarbonat çözeltisi (NaHCO3, %5Dongguan Puji Tıbbi Teknoloji A., LtdH20064480
Steril Cerrahi LevhaHengAo TeknolojisiSKR-BY-DD0001
Steril suHaiwang BiyografisiH35021140
Düz saplı I.V. Kateter (24 G)Foshan Youzhan Teknoloji Şirketi, Ltd20230816-1
Cerrahi operasyon mikroskobuMurziderMSD203
BantMinnesota Madencilik ve Üretim Şirketi,. Ltd1527C-0
Tee BağlantıFoshan Youzhan Teknoloji Şirketi, LtdWGST-10
Y-tipi dahili I.V. Kateter iğnesi (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Y-tipi dahili I.V. Kateter iğnesi (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Kaynaklar

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Sıçan Böbrek TransplantasyonuOrgan KorumaEx Vivo PerfüzyonBöbrek TeminiKüçük Hayvan ModeliStatik Soğuk SaklamaRenal Greft FonksiyonuVasküler AnastomozPerfüzyon Parametreleri
Nakil için Fare Böbreklerinin Normothermic Makine Perfüzyonu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.