Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Erişkin Xenopus'ta Erişilebilir Dokuların Kapsamlı Örneklemesi için Etkili Teknikler

1.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/68353

⸱

10 Haziran 2025

 ,  , 
1Department of Systems Biology, Harvard Medical School

Bu makalede

Özet

Bu, kapsamlı bir Xenopus örnekleme protokolünün birinci parçasıdır. Örnek alınan dokular kalp ventrikülü, arteriyel gövde, sol karaciğer lobu, safra kesesi, akciğer, pankreas, dalak, gırtlak, yemek borusu, mide, bağırsaklar, testisler, yağ cisimleri, yumurta kanalı, eşleştirilmiş böbrekler, siyatik pleksus, cilt, timus ve tüm gözdür.

Özet

Xenopus , uzun zamandır omurgalı gelişimini ve hastalıklarını araştırmak için çok önemli bir model organizma olmuştur ve hücresel süreçler ve gen işlevi hakkında derin bilgiler sunmaktadır. Embriyonik Xenopus hakkındaki bilgi zenginliğine rağmen, özellikle kantitatif proteomik gibi modern yaklaşımlar için, yetişkin doku örneklemesi için standartlaştırılmış yöntemlerde önemli bir boşluk vardır. Bu çalışma, yetişkin Xenopus'ta birden fazla dokunun hızlı, kesin ve verimli bir şekilde örneklenmesi için kapsamlı bir protokol sunmaktadır. Protokol, diğer anuranlara kıyasla ince anatomik farklılıklarla ilgili zorlukları ele alarak, kurbağa diseksiyonunda sınırlı deneyime sahip olanlar için bile tekrarlanabilirliği sağlar. Bu protokol, numune tazeliğine öncelik vererek yüksek kaliteli biyokimyasal analizler için optimize edilmiştir. Bir saat içinde 18 adede kadar dokunun hızlı bir şekilde toplanmasını kolaylaştırıyoruz. Ek olarak, yöntemler perfüze edilmiş ve perfüze edilmemiş koşullara uygulanır ve bir dizi deneysel ihtiyaç için esneklik sağlar. Bu çalışma sadece Xenopus laevis ve tropicalis için kritik bir metodolojik boşluğu doldurmakla kalmıyor, aynı zamanda teknikleri benzer amfibi modellerine uyarlayan araştırmacılar için değerli bir kaynak olarak hizmet ediyor ve böylece karşılaştırmalı biyolojik ve evrimsel çalışmaların kapsamını ve güvenilirliğini artırıyor.

Giriş

Xenopus, özellikle gelişimsel ve evrimsel bağlamlarda insan hastalıklarını incelemek için fareler, zebra balığı ve diğer model organizmalara göre benzersiz avantajlar sunar. Dış embriyonik gelişimi ve büyük, kolayca manipüle edilebilir embriyoları, farelerde zor olan, dahili olarak gelişen ve invaziv prosedürler gerektiren gerçek zamanlı gözlem ve deneysel müdahalelere (örneğin, doku greftleme, gen düzenleme) olanak tanır. Ek olarak, Xenopus'un üç odacıklı kalbi ve tetrapod uzuvları, doğuştan kusurlar 1, uzuv rejenerasyonu2 ve kardiyak gelişim3'ü incelemek için daha doğrudan bir evrimsel köprü sağlar. Farelerin aksine, Xenopus kurbağa yavruları, memelilerde bulunmayan rejeneratif süreçleri modelleyerek uzuvları ve organları yenileyebilirken, sudaki yaşam evreleri, çevresel veya toksin etkilerinin invaziv olmayan çalışmasına izin verir. Daha hızlı üreme, daha düşük maliyetler ve daha az etik kısıtlama ile birleştiğinde, Xenopus, memeli sistemlerinde kopyalanması zor olan organogenez ve stres tepkilerinin yüksek verimli, mekanik çalışmaları için üstündür.

Bu makale, Xenopus kurbağa yavruları4 için mevcut olduğu gibi, yetişkin Xenopus dokularının kesin ve tekrarlanabilir organ örneklemesi için net bir rehberlik sunmayı amaçlamaktadır. Yetişkin Xenopus'un "dijital diseksiyonu"5 ve "mikro-BT görüntülemesi"6 mevcut olsa da, fareler 7,8,9 gibi diğer yetişkin modeller için sağlanan ayrıntılı talimatlar olmadan yetişkin Xenopus'ta tutarlı organ ve doku örneklemesi elde etmek zor olmaya devam etmektedir.

Altı önemli doku için bir örnek kılavuzumevcut olmasına rağmen10, Xenopus için şu anda spesifik ve kapsamlı bir diseksiyon ve örnekleme kılavuzu mevcut değildir. Rana sp.11 için kapsamlı bir diseksiyon kılavuzu mevcuttur ve diğer anuranlar için çeşitli sınıf diseksiyon kılavuzları mevcuttur12, Bununla birlikte, örnekleme teknikleri veya amfibi anatomisi konusunda deneyimsiz olan kişiler için, Xenopus ve diğer anuranlar arasındaki ince farklılıklar, mevcut kaynakları tutarlı ve tekrarlanabilir doku örneklemesi için yetersiz kılmaktadır.

Bu kılavuz, proteomik ve immünokimya için doku tazeliğine öncelik vermek için geliştirilmiştir. Deneyimli bir kullanıcı için, tüm dokular bir saatten kısa sürede bir kişiden toplanabilir. Bir kullanıcının deneyimi yoksa, değiştirilmesi daha zor olan herhangi bir hayvanı kurban etmeden önce başka nedenlerle ötenazi yapılan örnekler üzerinde bu protokolü denemeleri önerilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneyler Harvard Tıp Fakültesi IACUC (Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi IS 00001365_3) tarafından onaylanmış ve bunlara uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Numune almadan önce perfüzyon protokolü13 takip edilirse, adım 2.3'e geçin.

1. Hazırlık (perfüzyon olmadan)

  1. Araştırma kurumunun bu protokolde açıklanan ötenazi tekniğini onayladığından emin olun.
  2. 5 g/L MS-222 (trika metansülfonat) ve 5 g/L sodyum bikarbonattan oluşan bir çözelti hazırlayın (Malzeme Tablosuna bakınız). ≥7 olduğundan emin olmak için pH'ı kontrol edin.
    NOT: Hacim, ötenazi yapılan hayvanları tamamen kaplamak için gereken hacimden daha büyük olmalıdır.
  3. Xenopus'u MS-222 solüsyonuna (adım 1.2'den itibaren) yerleştirerek birincil ötenazi gerçekleştirin ve hayvanı toplam 1 saat14 boyunca su altında tutun.
  4. Diseksiyon yüzeyini (tepsi veya köpük tabaka) ikincil bir kap içinde eğimli bir şekilde yerleştirin veya kan drenajını kolaylaştırmak için başka bir şekilde düzenleyin.
  5. Kurbağa 1 saat boyunca çözelti içinde kaldıktan sonra, birincil ötenazi tamamlanmıştır. Kurbağayı çıkarın ve bir ayak çimdikleme yaparak ağrı tepkisi kaybını kontrol edin.
  6. Numune alınan hayvanın yaşını (biliniyorsa), cinsiyetini ve sağlık durumunu ve ayrıca perfüze edilip edilmediğini kaydedin. Xenopus'u tartın ve numune almadan önce gereken ek ölçümleri yapın.
  7. Kurbağayı sırt üstü yatırın ve vücudun proksimalindeki ön ayakları aşağı doğru sabitleyin (Şekil 1A).
  8. Diseksiyon makası kullanarak cildi kesin, orta çizgiyi yukarı doğru kesin ve ardından yanal olarak iki flep yapın.
  9. Linea alba'yı tanımlayın (Şekil 1B). Linea alba'yı kavramak için forseps kullanın ve sölomik boşluktan uzaklaştırın. Kas sistemi boyunca başa doğru kesmek için dikkatlice makas kullanın. Boşluk duvarından iki kanat açın ve tüm kanatları yoldan kesin veya sabitleyin.
  10. Hala atıyor olması gereken kalbi tanımlayın. Kalbe kolayca erişilemiyorsa, korakoid kemikleri azaltmak için diseksiyon makası kullanın (Şekil 1B).
    NOT: Numune almadan önce kalp atmayı durdurduysa, numune tazeliği bozulmuştur.
  11. İstenirse, hızlı perfüzyon protokolünütamamlayın 9.

2. Örnekleme

NOT: Hayvan perfüze edilmişse, adım 2.3'e geçin. Tüm kenar boşlukları yaklaşık 25 mm olmalıdır. Forseps ve makas numuneler arasında silinerek temizlenmeli veya değiştirilmelidir. Maksimum tazelik için tüm dokular ötenaziden sonraki 1 saat içinde örneklenmelidir.

  1. Bir transfer pipeti kullanarak, kanı temizlemek ve görünürlüğü korumak için sölomik boşluğu soğutulmuş PBS veya 0.7x PBS15 ile durulayın.
  2. İnce perikardı tanımlayın (Şekil 2A) ve doku forsepsleri ile gergin bir şekilde çekin. İridektomi makasının ucunu kullanarak, alttaki dokuları kesmemeye dikkat ederek nazikçe delin. Perikard'ı kalbin üç odasından uzağa doğru soyun (Şekil 2B).
  3. Kulak kepçelerini, ventrikül ve arteriyel gövde ile birleştikleri yerden keserek kesin.
  4. Ventrikülü apeksten kavramak için forseps kullanın ve bir kenar boşluğu bırakarak arter gövdesiyle buluştuğu yerden aşağıya kesin (Şekil 2C).
  5. İstenmeyen dokuların yapışmadığından emin olmak için ventrikülü büyütme altında görsel olarak inceleyin.
    NOT: Ventrikülün merkezi açık renkli spiral kapak dokusu içerebilir; Bu saklanabilir. Parfümlenmemiş hayvanlarda, ventrikülün çıkarılması ikincil ötenazi (terminal anestezi olarak da adlandırılır) olarak nitelendirilebilir.
  6. Numune alımından hemen sonra, deneysel ihtiyaçlara bağlı olarak doku numunelerini soğutulmuş PBS veya 0.7x PBS'de durulayın15.
    NOT: Perfüze hayvanlarda karaciğer hariç tüm dokuların temiz bir şekilde durulanması beklenir. Aksi takdirde, bir not alınmalıdır. Perfüze edilmemiş dokularda, tüm durulama ortamları kanla doyurulacaktır. Her doku örneklendikten sonra 2.5–2.6 arasındaki adımlar izlenmelidir.
  7. Arteriyel gövdenin iki aort gövdesine (lateral aort olarak da adlandırılır) çatallandığını ve her birinin üç arteriyel kemere ayrıldığını gözlemleyin (Şekil 2D). Arteriyel gövdeyi gergin bir şekilde çekin ve bu kemerlerin ayrıldığı yerden hemen sonra aort gövdelerini kesin.
  8. Karaciğerin üç lobunu gözlemleyin (Şekil 3A). Sol lobun dudağını (izleyicinin sağında) kavrayın ve hepatik ve kistik kanallar görünecek şekilde hafifçe kaldırın. Bu ataşmanların altında, lobun alt 2 / 3'ünü örnekleyin (Şekil 3B).
  9. Rengi büyük ölçüde değişebilen safra kesesini tanımlayın. Safra kesesini kavrayın, karaciğerin sağ lobundan çekin ve bağlantısını kesin (Şekil 3C). Patlamazsa, iridektomi makasıyla yırtın.
  10. Akciğerin tepesini kavrayın ve gergin bir şekilde çekin. Alveollerin dokusuna dikkat edin ve bu dokunun nerede bittiğini ve bronşun nerede başladığını belirleyin. Bu kenar boşluğunda kesin (Şekil 3D). Akciğer peritona kaynaşmışsa, dikkatlice çıkarın.
  11. Germinal epitel adı verilen bir viseral periton tabakasıyla sarılmış olan yumurtalığı tanımlayın. Bağlantı alanını görünür hale getirmek için lobları kendi yanlarına gelene kadar yavaşça kaydırın (Şekil 4A); Bu ataşmanlar doğrudan eşleştirilmiş böbreğe ventraldir. Makas kullanarak, yumurtalıkları böbreklere zarar vermeden mümkün olduğunca yakın bir yerden çıkarın (Şekil 4B). Bu işlem sırasında, oositler dışarı sızarsa, numune alın ve ardından durulayın.
    NOT: Yumurtalığın çıkarılması, dişi kurbağanın dokularına daha iyi erişim sağlamak için yararlıdır.
  12. Karaciğerin ön lobunu (medyan lob olarak da adlandırılır) inceleyin ve mezenter yoluyla mideye ve duodenuma nasıl bağlandığına dikkat edin (Şekil 3A ve Şekil 4C). İridektomi makası kullanarak mezenter ve hepatoduodenal ligameni kesin. Kalan etli kütle pankreas ve koledok kanalıdır.
  13. Pankreas ve safra kanalının karaciğerin ön lobuna bağlantısını kesin ve bir kenar boşluğu bırakın. Dişli forseps ile mideyi ve doku forseps ile pankreasın bir ucunu kavrayın. Büyütme altında, pankreası mideden nazikçe uzaklaştırın (Şekil 4D).
    1. Pankreas temiz bir şekilde çıkmazsa, kalan pankreas dokusunu alın. Alternatif olarak, iridektomi makası ve doku forsepsleri kullanarak pankreası metodik olarak ayırın.
      NOT: Ortak safra kanalına ek olarak, bu örneğe bir miktar mezenter ve pankreas kanalının dahil edilmesi beklenmektedir.
  14. Dalağı tanımlayın ve peritona olan ekini keserek örnekleyin (Şekil 4E).
  15. Kalan karaciğer dokularını çıkarın ve atın.
  16. Diğer akciğeri ve gırtlağa bağlandıkları yerde kalan bronşları çıkarın. Gırtlağı alt ucundan kavrayarak, onu boşluktan çıkarmaya başlayın ve belirgin hale geldikçe net ekleri koparın.
  17. Gırtlak kaldırıldıkça, yemek borusuna yapışması fark edilir hale gelecektir. Kavisli iridektomi makası kullanarak yemek borusu dokusunu dikkatlice soyun ve gırtlaktan kesin (Şekil 5A). Ardından gırtlağı aşağı çekin ve ağız boşluğundan uzaklaştırın. Belirgin hale gelen net ekleri kesin.
  18. Mideyi yemek borusundan ayıran eğriliğin yanı sıra mideyi bağırsaklardan ayıran pilor kısıtlamasına dikkat edin (Şekil 5B). Sindirim kanalını midenin eğriliğinin hemen önünden kesin ve yemek borusundan ayırın.
  19. Ağzı açın ve çatısındaki östaki borularının ortak açıklığını belirleyin16. Ağız açıkken, yapışmasını not etmek için yemek borusunu çekin (Şekil 5C). Yemek borusunu boşluktan kaldırın ve yol boyunca net ataşmanları kesin. Yemek borusunu, östaki açıklığının hemen altındaki bukkal boşluktan kesin.
  20. Mideyi kavrayın ve duodenum ile birleştiği yerde, pilor kısıtlamasında kesin (Şekil 5A,B).
  21. Kolonu gergin bir şekilde çekin ve kloaka mümkün olduğunca yakın kesin (Şekil 5D). Bağırsakları dışarı çekin, şeffaf peritoneal ekleri kesin.
  22. Kurbağa erkekse, testisleri tanımlayın ve altta yatan böbreğe zarar vermemeye dikkat ederek iridektomi makası kullanarak bir tanesini çıkarın (Şekil 6A).
  23. Şişman cisimleri kendi taraflarında olacak şekilde ayırın; Yağlı cismin karın zarına bağlandığı böbrek üzerindeki alan görünür olacaktır. Her iki yağ gövdesinin tabanını kavrayın ve bir kenar boşluğu bırakarak peritondan kesmek için makas kullanın (Şekil 6B).
  24. İdrar kesesini tanımlayın ve çıkarın, kloaka mümkün olduğunca yakın kesin (Şekil 6C).
  25. Kurbağa dişiyse veya belirgin bir körelmiş yumurta kanalına sahipse, yumurta kanalının alt ucunu kavrayın, kloakadan uzaklaştırın ve kloaka mümkün olduğunca yakın kesin (Şekil 6D). Yumurta kanalını sölomik boşluktan dışarı çekin ve belirgin hale geldikçe peritoneal ekleri kesin (Şekil 6E).
  26. Kalan yağ gövdelerini ve testisleri veya yumurta kanalını çıkarın ve atın.
  27. Böbrekleri alt tabanlarında kavramak için forseps kullanın ve bunların şeffaf periton (retroperitoneal) ile kaplı olduklarına dikkat edin17. Böbreğin tabanındaki peritonu kesin (Şekil 7A) ve ardından böbrekleri sölomik boşluktan çıkarın (Şekil 7B), peritonu gerektiği gibi kesmek için makas kullanın.
  28. Büyütme altında, fazla peritonu ve kalan yağ gövdesini, yumurtalık veya testis dokusunu kesin.
  29. Omurganın ucunu her bacağa bağlayan periferik sinir demetini gözlemleyin; Bu siyatik pleksustur. Sinir demetini forseps ile kavrayın ve sölomik boşluktan çıktıkları yerden kesin (Şekil 7C). Demetleri boşluktan kaldırın ve sinirlerin omuriden ayrıldığı yerden kesin (Şekil 7D).
  30. Hayvanın pimlerini çıkarın, ventrumunun üzerine çevirin ve hayvanın uzuvlarını yeniden sabitleyin. Örnekleme yapmak için arka bacaklardan birini seçin ve o uzvun ayağını sabitleyin.
  31. Badem şeklindeki bir deri flebini gastroknemius/tibiofibula üzerinden çıkarın (Şekil 8A,B).
  32. Sırtın derisini kavrayın ve hayvanın orta bölümünün etrafında sürekli bir kesik olacak şekilde yanal olarak kesin (Şekil 8C).
  33. Pimleri çıkarın, bacakları bir elinizle sabitleyin ve ön sırt derisini dişli forseps ile kavrayın. Kuvvet kullanarak sırt derisini başın ve kolların üzerine çekerek hayvanın derisini yüzün (Şekil 8D).
  34. Çene eklemini kaplayan yağ kütlesini tanımlayın, kitlenin arka kenarını pembe kas dokularına kaynaştığı yerden kesin ve ardından iridektomi makası kullanarak alttaki kemikten kesin (Şekil 9A). Hayvanın yaşına ve olgunluğuna bağlı olarak, bir melanofor kümesi belirginleşecektir (Şekil 9B). Kütleyi, kas ekleri veya kıkırdak takılmayacak şekilde kesin.
  35. Hayvanı yeniden dizin ve bir göz seçin. Gözün eğriliği etrafındaki yörüngeye kavisli iridektomi makası yerleştirin (Şekil 9C). Göz çevresini nazikçe kesin, kas eklerini kesin.
  36. Makası yörüngenin daha derinlerine kaydırın ve gözün arkasındaki optik siniri ayırın. Gözü yörüngeden çıkarmak için bu makası kullanın ve ardından kas eklerini daha da azaltın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu protokolün tüm adımları izlenerek, kalp ventrikülü, arteriyel gövde, sol karaciğer lobu, safra kesesi, akciğer, pankreas, dalak, gırtlak, yemek borusu, mide, bağırsaklar, testisler, yağ cisimleri, yumurta kanalı, eşleştirilmiş böbrekler, siyatik pleksus, cilt, timus ve tüm göz ötenaziden sonraki bir saat içinde temiz bir şekilde çıkarıldı (bkz. Şekil 1, Şekil 2, Şekil 3, Şekil 4

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada sunulan protokol, temel dokuların zamanında ve verimli bir şekilde toplanmasını sağlarken çeşitli deneyim seviyelerindeki kullanıcılar için esneklik sağlamak üzere tasarlanmıştır. Yeni kullanıcıların, dokuların sistematik olarak toplanmasını sağlamak için protokoldeki her adımı belirtildiği gibi takip etmeleri önerilir. Bununla birlikte, daha deneyimli kullanıcılar, belirli adımları atlamayı ve yalnızca ihtiyaç duydukları dokuları örneklemeyi tercih edebilir. Örneğin, mezenterin a...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan etmek için rekabet eden çıkarları yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, NIH'nin OD R24 hibe ODO31956 tarafından desteklenmiştir. Ayrıca yardımları ve destekleri için Samantha Jalbert ve Jill Ralston'a teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1x PBS Corning21-040-CV
5x LED Işıklı ve Standlı Büyüteçamazon.comB08QJ6J8P1ışık ısı üretmemelidir
Tek Kullanımlık Transfer PipetleriVWR414004-036
İnce Uçlu Forseps DiseksiyonuFisher Scientific08-875
Diseksiyon makası keskin piont, düz 6.5 "VWR76457-374
Diseksiyon TepsisiFisher Scientific14-370-284strafor levhalar kabul edilebilir bir alternatiftir
Ötenazi kabıUS Plastic Ürün  2860alternatif opak kaplar kabul edilebilir
Ötenazi konteyner kapağıUS Plastic Ürün  3047
İridektomi Makası 6 "VWR470018-938iris makası kabul edilebilir bir alternatiftir
MS-222: Syncaine (eski adıyla tricaine)Pentair AESTRS1
Sıçan Diş Dokusu Forseps 5.5 inç, Paslanmaz ÇelikFisher ScientificS08100
Sodyum Bikarbonat, Toz, USPFisher Scientific18-606-333
Numune Forsepsleri, TırtıklıVWR82027-442
Fisher SinetificS99385'iDiseksiyon için T-Pimleri

Kaynaklar

  1. Duncan, A. R., Khokha, M. K. Xenopus as a model organism for birth defects—Congenital heart disease and heterotaxy. Semin Cell Biol. 51, 73(2016).
  2. Kawasumi-Kita, A., et al. hoxc12/c13 as key regulators for rebooting the developmental program in Xenopus limb regeneration. Nat Commun. 15, 3340(2024).
  3. Hoppler, S., Conlon, F. L. Xenopus: experimental access to cardiovascular development, regeneration discovery, and cardiovascular heart-defect modeling. Cold Spring Harb Perspect Biol. 12 (6), a037200(2020).
  4. Patmann, M. D., Shewade, L. H., Schneider, K. A., Buchholz, D. R. Xenopus tadpole tissue harvest. Cold Spring Harb Protoc. 2017 (11), (2017).
  5. Porro, L. B., Richards, C. T. Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography. J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).
  6. Laznovsky, J., et al. Unveiling vertebrate development dynamics in frog Xenopus laevis using micro-CT imaging. Gigascience. 13, giae037(2024).
  7. Ruehl-Fehlert, C., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 1. Exp Toxicol Pathol. 55 (2-3), 91-106 (2003).
  8. Kittel, B., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55 (6), 413-431 (2004).
  9. Morawietz, G., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55 (6), 433-449 (2004).
  10. Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. Techniques for rapidly sampling six crucial organs in adult Xenopus. J Vis Exp. (204), (2024).
  11. Lőw, P., Molnár, K., Kriska, G. Dissection of a frog (Rana sp.). Atlas of animal anatomy and histology. , Springer. Cham. 213-263 (2016).
  12. O'Rourke, D. P. Amphibians used in research and teaching. ILAR J. 48 (3), 183-187 (2007).
  13. Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. Effective rapid blood perfusion in Xenopus. J Vis Exp. (195), e65287(2023).
  14. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. 37, 2020 edition, AVMA Veterinary Medical Association. https://www.avma.org/resources-tools/avma-policies/avma-guidelines-euthanasia-animals (2020).
  15. Balls, M., Worley, R. S. Amphibian cells in vitro. II. Effects of variations in medium osmolarity on a permanent cell line isolated from Xenopus. Exp Cell Res. 76 (2), 333-336 (1973).
  16. Mason, M., Wang, M., Narins, P. Structure and function of the middle ear apparatus of the aquatic frog, Xenopus laevis. Proc Inst Acoust. 31, 13-21 (2009).
  17. Holz, P. H., Raidal, S. R. Comparative renal anatomy of exotic species. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 9 (1), 1-11 (2006).
  18. Adamson, R. H. Permeability of frog mesenteric capillaries after partial pronase digestion of the endothelial glycocalyx. J Physiol. 428, 1-13 (1990).
  19. O'Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio Protoc. 6 (4), e1733(2016).
  20. Vitt, L. J., Caldwell, J. P. Anatomy of amphibians and reptiles. Herpetology: An Introductory Biology of Amphibians and Reptiles. , Academic Press. 35-81 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Xenopus Doku ÖrneklemesiKurbağa DiseksiyonuKantitatif ProteomikBiyokimyasal AnalizDoku ToplamaAmfibi ModellerKarşılaştırmalı BiyolojiPerfüze DokularTekrarlanabilir Protokol
Erişkin Xenopus'ta Erişilebilir Dokuların Kapsamlı Örneklemesi için Etkili Teknikler
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.