Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Aort Hastalıklarında Damar Onarımı için Hassas Ultrason Kılavuzluğunda Kök Hücre Verilmesi

1.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/68433

⸱

20 Haziran 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pathophysiology, School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 2Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 3Core Facilities Centre, Capital Medical University, 4Department of Radiology, The Second Medical Center & National Clinical Research Center for Geriatric Diseases, Chinese PLA General Hospital, 5Department of Cardiology, The First Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 6School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 7College of Basic Medicine, Inner Mongolia Medical University, 8State Key Laboratory of Neurology and Oncology Drug Development, 9Chinese Institute for Brain Research

Bu makalede

Özet

Bu makale, vasküler kök hücrelerin aort damar duvarına hassas ultrason eşliğinde verilmesi için bir protokol sunmaktadır. Teknik, damar duvarını etkili bir şekilde hedefler ve aort anevrizmalarında ve diseksiyonlarında vasküler onarımı destekler.

Özet

Aort anevrizmaları ve diseksiyon rüptürleri hayatı tehdit eden kardiyovasküler acillerdir. Hastalığın ilerlemesinin erken önlenmesi ve kontrolü, hasta sonuçlarının iyileştirilmesi için çok önemlidir. Vasküler kök hücreler, çeşitli vasküler hastalıklarda vasküler yaralanmaların onarımında çok önemli bir rol oynar. Bununla birlikte, intravasküler kök hücre enjeksiyon tedavileri, vasküler duvar içinde ekzojen kök hücrelerin verimli bir şekilde aşılanmasını sağlamada zorluklarla karşılaşmaktadır.

Aort hastalıklarında kök hücrelerin verilmesi için daha etkili ve minimal invaziv bir yaklaşımı keşfetmek için, ultrason kılavuzluğunda hassas hedefli bir kök hücre dağıtım teknolojisi geliştirdik. Spesifik olarak, teknik, aort hastalığı fare modellerinde çıkan aortun vasküler duvarını hassas bir şekilde bulmak için ultra yüksek çözünürlüklü küçük bir hayvan renkli Doppler ultrason görüntüleme sistemi kullandı. Daha sonra, 25 μL Matrigel içinde karıştırılmış 1 ×10 6 mCherry işaretli vasküler kök hücreler, 29 G'lık bir iğne kullanılarak enjekte edildi. Hastalığın ilerlemesi küçük hayvan ultrasonu ile izlendi. Son olarak, aort çıkarıldı ve enjekte edilen vasküler kök hücreleri izlemek için bir ışık tabakası mikroskobu ile 3D görüntüleme kullanılarak analiz edildi.

Yukarıdaki sonuçlar, enjekte edilen vasküler kök hücrelerin minimal invazivlik ile çıkan aortun vasküler duvarına doğru bir şekilde verildiğini ve böylece aort anevrizmalarında ve diseksiyonlarında vasküler onarımı etkili bir şekilde desteklediğini göstermektedir. Bu ultrason kılavuzluğunda kök hücre dağıtım teknolojisi, gelecekte kliniklerde aort anevrizmalarının ve diseksiyonlarının ve diğer ilgili kardiyovasküler hastalıkların ilerlemesini potansiyel olarak kontrol eden kök hücre nakli için umut verici, minimal invaziv bir yöntem sunar.

Giriş

Aort anevrizmaları ve diseksiyonları (AAH), tipik olarak sinsi başlangıçlı ve hızlı seyirli ile karakterize, sık görülen ve oldukça ölümcül kardiyovasküler hastalıklardır. AAD insidansı %1,3 ila %8 arasında değişmekte olup, her yıl dünya çapında tahmini 150.000 ila 200.000 ölümmeydana gelmektedir 1,2. Akut başlangıçlı ve ince klinik semptomlar nedeniyle, birçok hasta tanı anında kritik durumdadır ve tedavi için en uygun pencereyi kaçırır. β-adrenerjik blokerler ve anjiyotensin reseptör blokerleri gibi farmakolojik tedaviler anevrizma genişlemesini bir dereceye kadar yavaşlatabilse de, bu tedaviler öncelikle semptomatik rahatlama sağlar ve AAD3'ün başlamasını veya ilerlemesini etkili bir şekilde önlediği gösterilmemiştir.

Şu anda, klinik yönetim esas olarak aort kökü rekonstrüksiyonu, yükselen aort replasmanı, Bentall cerrahisi ve aort anevrizmalarının endovasküler onarımı dahil olmak üzere cerrahi müdahalelere dayanmaktadır 4,5. Bununla birlikte, genetik AAD'li hastalar, özellikle henüz cerrahi endikasyonlara ulaşmamış olanlar için, etkili etiyolojik tedaviler eksiktir ve farmakolojik yaklaşımlar uzun vadeli hastalık ilerlemesini kontrol etmek için mücadele eder. Marfan sendromlu (MFS) hastalarda, medikal tedavi aort genişlemesini geciktirebilse de, çalışmalar bazı bireylerin daha hızlı aort genişlemesi oranı yaşadığını ve daha yüksek aort diseksiyonu riskiyle karşı karşıya olduğunu göstermektedir5. Bu nedenle, henüz cerrahi kriterleri karşılamayan bu hastalar için etkili girişimlerin sağlanması önemli bir klinik zorluk olmaya devam etmektedir. Aort hastalıklarının tedavisinde daha hedefe yönelik terapötik stratejilerin geliştirilmesi üzerinde durulması gereken önemli bir konu haline gelmiştir.

AAD'nin patogenezi öncelikle düz kas hücrelerinin (SMC'ler) geniş apoptozunu ve ortamın incelmesini içerir, bu da aort duvarının yapısal kırılganlığına yol açar. Spesifik olarak, aort SMC'lerinin ilerleyici kaybı, SMC'lerin apoptozu, hücre dışı matris (ECM) bozulması, immün hücre infiltrasyonu ve artmış oksidatif stres2 ile kendini gösteren AAD'nin ayırt edici bir özelliğidir. Vasküler kök hücreler, damar duvarında bulunan, SMC'lere veya endotel hücrelerine farklılaşabilen bir tür yetişkin kök hücredir. Normal fizyolojik koşullar altında kök hücreler hareketsiz kalır, ancak patolojik koşullar altında aktive olurlar, doku onarımına katkıda bulunmak için kendini yenileme ve farklılaşma geçirirler6. Son zamanlarda yapılan çalışmalar, vasküler duvar kök hücrelerinin vasküler hasarda, özellikle ven greftlerinin yeniden şekillenmesinde, aterosklerozda, restenozda, hipertansiyonda ve AAD 7,8,9,10,11,12,13 gibi hastalıklarda veya patolojik durumlarda kritik rolünü vurgulamıştır.

Dokuya özgü lokal enjeksiyon ve sistemik intravenöz infüzyon gibi kök hücre iletimi için mevcut teknolojiler nispeten gelişmiş olsa da, kök hücrelerin aort duvarına verilmesi önemli zorluklar ortaya çıkarmaktadır14,15. Aorttaki hızlı kan akışı, vasküler duvarın dinamik kasılması ve gevşemesi ile birleştiğinde, verimli hücre iletimini zorlaştırır ve nakledilen hücrelerin vasküler dokuda uzun süreli hayatta kalmasını sağlar.

Bu çalışmada, vasküler duvar kök hücrelerinin ultrason rehberliğinde minimal invaziv, hassas hedefe yönelik olarak verilmesini sağlayan yeni, kapalı damar duvarı epi membran enjeksiyon tekniği tanımlanmıştır. Bu yaklaşım, torakotomi veya laparotomiye gerek kalmadan kolay gerçekleştirilme avantajını sunar ve ilişkili komplikasyonları önler. Ayrıca, enjeksiyon işlemi sırasında daha fazla esneklik sağlayarak, bağışıklık tepkilerini ve diğer yan etkileri en aza indirirken istenen bölgede hedeflenen kök hücre konsantrasyonunu sağlar. Ayrıca, doku optik temizleme teknolojisindeki ilerlemeler artık farelerin tüm vücudunun hücre altı çözünürlükte görüntülenmesine izin vererek, doku yapılarının yüksek çözünürlüklü, üç boyutlu rekonstrüksiyonu, patolojik mekanizmaların araştırılması, hastalık modellemesi ve ilaç taramasında geniş uygulamalar sunmaktadır. Işık tabakası mikroskobu ile birleştirildiğinde, bu teknoloji yüksek uzamsal çözünürlüğesahip 3D görüntüleme sağlar 16. Bu yaklaşımı kullanarak, enjekte edilen vasküler kök hücreleri izleyebilir ve göç yeteneklerini gözlemleyebiliriz. Bu nedenle, ultrason kılavuzluğunda kök hücre dağıtımı, kök hücre nakli için umut verici bir minimal invaziv yöntemi temsil eder.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneysel işlemler, Capital Medical University Hayvan Araştırma Komitesi yönetmeliklerine uygun olarak yürütülür ve Capital Medical University Hayvan Refahı ve Etik Kurulu tarafından onaylanmıştır.

1. Enjekte edilen vasküler kök hücrelerin hazırlanması

NOT: Vasküler kök hücrelerin enjeksiyon sonrası durumunu ve etkilerini doğrulamak için, Sca1+ hücreleri, daha önce tarif edildiği gibi immünomanyetik boncuk seçimi kullanılarak izole edilir 17,18,19, hücre yerleşiminin ve dağılımının daha sonra gözlemlenmesi için mCherry raportörünü taşıyan bir lentivirüs ile transfekte edilir ve daha sonra kültürlenir. İyi büyüme koşullarına ve mCherry etiketli Sca1 + ekspresyonuna sahip 5 veya daha önceki pasajlardan alınan hücreler, sonraki deneyler için kullanılır20.

  1. Aortu 6-8 haftalık C57BL / 6J farelerinden alın, adventisyel dokuyu mikroskop altında ayırın ve yaklaşık 0,5 mm'ye kadar kıyın. Hücre bağlanmasını ve çoğalmasını teşvik etmek için% 5 CO2 inkübatöründe kültür şişesinin dibine% 0.04 jelatin uygulayın. 20 dakika sonra jelatini aspire edin ve kıyılmış dokuyu 2-3 saat boyunca alt kısmı yukarı bakacak şekilde kültür şişesinin17,21 dibine yerleştirin. Doku, kültür şişesi tabanına sıkıca bağlandıktan sonra, kültür şişesinin altını aşağı doğru yerleştirin, şişeye kültür ortamı ekleyin ve 37 ° C'de% 5 CO2 inkübatörde inkübe edin.
  2. 3 saat sonra kültür şişesini çıkarın ve% 20 fetal sığır serumu, 10 ng / mL LIF, 100 U / mL penisilin / streptomisin içeren DMEM ortamı ekleyin.
  3. 3 gün sonra, hücreler dokudan göç ettiğinde ve% 80 -% 90 birleşmeye ulaştığında,% 0.05 tripsin ekleyin ve bunları 1: 3 oranında alt kültüre edin.
  4. 3. pasaj için, ortamı %15 fetal sığır serumu içeren DMEM ile değiştirin; geçiş 5 için, ortamı% 10 fetal sığır serumu içeren DMEM ile değiştirin (diğer bileşenler değişmeden kalır).
  5. Adventisyel vasküler hücreleri sindirin ve anti-Sca1 + mikro boncuklarla buz üzerinde inkübe edin. Hücre süspansiyonunu manyetik hücre sıralama sistemi ile donatılmış bir sütuna ekleyin ve toplayın18. Sonraki deneyler için 5 veya daha önceki pasajlardan iyi büyüme koşullarına sahip hücreleri kullanın.
    NOT: Hücre canlılığını sağlamak için, in vivo enjeksiyon için hücrelerin, Tripan mavisi boyama ile belirlendiği gibi% ≥90'lık bir canlılığa sahip olması önerilir.
  6. Enjeksiyondan bir saat önce, hücrelere% 0.05 tripsin ekleyin, bunları bir hemositometre kullanarak sayın ve süpernatanı oda sıcaklığında 200 × g'da 5 dakika santrifüjleyerek çıkarın.
  7. İn vivo büyüme ortamını taklit etmek için kök hücre nakli için bir taşıyıcı olarak 4 × 107 hücre / mL konsantrasyonda Matrigel içindeki hücreleri (4 ° C'de önceden çözülmüş) yeniden askıya alın. Karışımı nazikçe girdap haline getirin ve enjeksiyona hazır olana kadar buz üzerinde tutun.

2. Farelerin preoperatif hazırlığı

  1. Fareleri enjeksiyondan 12 saat önce suyu kısıtlamadan oruç tutmaya tabi tutun.
  2. Anestezi indüksiyon odasını ve ultrason platformunu %75 etanol ile iyice silin.
  3. Göz merhemi uygulayın ve fareyi oksijen akışı 1 L/dk'ya ayarlanmış ve izofluran konsantrasyonu %2-3'e ayarlanmış anestezi indüksiyon odasına yerleştirin. Ağrı refleksi kaybolana kadar bekleyin, bu da anestezinin başarılı olduğunu gösterir ve ardından fareyi odadan dikkatlice çıkarın.
  4. Farenin burnunu ve ağzını bir anestezi maskesinin altına yerleştirin ve izofluran konsantrasyonunu% 1.5-2'ye ayarlayın. Karın maruziyetini en üst düzeye çıkarmak için fareyi 37 °C'lik bir platforma dorsal olarak yerleştirin.
  5. Platformdaki dört elektroda iletken jel uygulayın ve fizyolojik durumu izlemek için farenin dört pençesini elektrotlara sabitlemek için tıbbi bant kullanın.
    NOT: Operatör steril eldiven, maske, cerrahi başlık ve steril cerrahi önlük giyer.
  6. Enjeksiyon bölgesine tüy dökücü krem uygulamak için steril bir pamuklu çubuk kullanın, 1 dakika bekletin ve ardından yeni bir bezle nazikçe silin. Enjeksiyon bölgesini iyot tentürü 3x kullanarak dezenfekte edin.
  7. Cerrahi bölgeyi örtün, aseptik olarak steril bir şırınga hazırlayın ve steril alanı koruyun.

3. Vasküler duvar hücrelerinin ultrason eşliğinde enjeksiyonu

NOT: Tüm ultrason prosedürleri bir ultrason görüntüleme sistemi ve yazılımı kullanılarak gerçekleştirilir (Malzeme Tablosuna bakın). Merkez frekansı 40 MHz olan problar kullanın ve 29 G iğneler kullanılır.

  1. Ultrason platformunu zemine göre yaklaşık 30°'lik bir açıyla ayarlayın. Operatörün, hayvanın başı sola bakacak şekilde hayvanın sağ tarafına bakmasını sağlayın. Epilasyondan arındırılmış ve dezenfekte edilmiş bölgeye ultrason jeli sürün.
  2. Aort arkının uzun eksenini göstermek için probu sternumun sağ tarafına yerleştirin.
  3. Matrigel içindeki 1 × 106 vasküler duvar kök hücrelerinin 25 μL süspansiyonunu 29 G iğneye yükleyin. Kök hücrelerin ektopik implantasyonunu en aza indirmek için enjeksiyondan önce iğne ucunu steril alkolle silin.
  4. Hücre süspansiyonunu içeren şırıngayı ultrason kılavuzluğunda enjeksiyon aparatına sabitleyin, iğne yönünün prob ile hizalandığından ve göğüs duvarına göre 45°'lik bir açıyla olduğundan emin olun.
  5. Enjeksiyon iğnesini yavaşça ultrason görüş alanına yönlendirin, odak düzlemine ayarlayın ve enjeksiyon yolunun işaretleme çizgisi ile hizalayın.
  6. İğne cilt kenarına yaklaşırken, cildi ve karın duvarını kavramak için künt forseps kullanın ve iğneyi göğüs duvarından hızla ilerletin.
  7. Ultrason rehberliğinde, iğneyi innominat arter ile aort arkı arasındaki adventif bölgeye yönlendirin. İğne konumunu doğrulamak için şırıngayı yavaşça yukarı ve aşağı çıkarın.
  8. Hücre süspansiyonunu hedef bölgeye enjekte etmek için şırıngaya basın.
  9. Enjeksiyon iğnesini yavaşça geri çekin ve delinme bölgesini standart prosedürlere göre dezenfekte edin.
    NOT: Cerrahi prosedürleri takiben, fareler tamamen bilinçli ve sternal yaslığı koruyabilecek duruma gelene kadar 37 °C'lik bir ısıtma yastığına yerleştirilmeli ve ısıtma yastığı üzerindeyken sürekli olarak izlenmelidir. Daha sonra, hayvanları taze yataklarla temiz kafeslere aktarın. Kambur duruş ve azalmış aktivite dahil olmak üzere potansiyel postoperatif komplikasyonları değerlendirmek için 24 saat boyunca saatlik olarak sürekli izleme yapılmalıdır.

4. Vasküler doku netleştirme

  1. mCherry etiketli Sca1 + kök hücrelerini, innominat arter ve aort arkının birleştiği yerdeki adventif bölgeye enjekte edin. 4 hafta sonra, fareleri CO2 kullanarak ötenazi yapın, ardından perfüzyonu takiben aort dokusunu toplayın.
  2. Aort dokusunu oda sıcaklığında 4 saat boyunca% 4 paraformaldehit içinde sabitleyin, ardından 3 x 1 saat boyunca PBS yıkamaları yapın. Dokuyu doku temizleme solüsyonuna aktarın ve şeffaflık elde etmek için 2 gün boyunca 37 ° C'de çalkalama platformunda inkübe edin.
    NOT: Referans verilen doku temizleme çözeltisi, ddH2O 11 içinde çözülmüş %10 N-butildietanolamin ve %10 Triton-X-100 karışımıdır.
  3. Dokuyu oda sıcaklığında PBS ile 3 x 2 saat yıkayın. Dokuyu CD31 primer antikoru (1:100) içeren PBS'ye aktarın ve 24 saat boyunca 4 ° C'de inkübe edin.
  4. PBS ile 3 x 1 saat yıkadıktan sonra, dokuyu eşek anti-keçi (1:800) ile oda sıcaklığında 3-4 saat inkübe edin, ardından 3 x 1 saat PBS yıkayın.
  5. Dokuyu kırılma indisi eşleştirme solüsyonuna aktarın ve sürekli şeffaflık için en az 2 gün daha inkübe edin.
    NOT: Referans verilen kırılma indisi eşleştirme çözeltisi, ddH2O11 içinde çözünmüş %45 antipirin, %30 nikotinamid ve %0.5 N-butiletanolamin karışımıdır.
  6. % 2'lik bir agaroz jeli hazırlayın, ısıtın ve eritin, şeffaf dokuyu agaroz jele gömün ve şeklini 5 mm çapında bir silindir şeklinde tutmak için soğumaya bırakın. Hafif tabaka mikroskobunun sahnesinde sabitleyin ve 3D tarayın. Aşağıdaki özellikler altında: Aydınlatma Objektifi: 2 adet 10x 0.3 Sayısal Açıklıklı (NA) su daldırma merceği; Algılama Hedefi: 1 adet 10x 0.5 NA çok daldırmalı lens; Büyütme Değiştirici: 1x/0.75x, görüntüleme yapıldı.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Vasküler kök hücrelerin ultrason eşliğinde verilmesi
Bu çalışmada, küçük hayvan renkli Doppler ultrason görüntüleme sistemi kullanılarak ultrason eşliğinde enjeksiyon yapıldı (Şekil 1A,B). Prosedür sırasında, fareler ısıtılmış bir ultrason platformunda hareketsiz hale getirildi, gerektiğinde platformda ve ultrason probunda ayarlamalar yapıldı (Şekil 1C).

<...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Genetik mutasyonların neden olduğu AAD'ler, MFS'nin en yaygın olduğu kalıtsal AAD olarak sınıflandırılır. AAD, MFS22'nin hayatı en çok tehdit eden komplikasyonunu temsil eder. Bu durumu araştırmak için, kendiliğinden aort anevrizmaları geliştiren ve erken müdahale çalışmaları için ideal hale getiren MFS'nin (Fbn1C1041G / + fareler) iyi bilinen bir fare modelini kullandık. Bu model aynı zamanda diğer modelleme yaklaşımlarıyla ilişkili ek doku ha...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Ulusal Bilim ve Teknoloji Büyük Projesi (2023ZD0503304), Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (32271231) ve Çin Ulusal Anahtar Araştırma ve Geliştirme Programı (2023YFC3606500) tarafından sağlanan bir hibe ile desteklenmiştir. 3D görüntülemede teknik destek için Dr. Chao Zheng'e teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
%0,1 Jelatin çözeltisiOriCell     GLT-11301 (İngilizce)
1,5 mL mikrotüplerAxygenMCT-150-C
10 μ L pipet uçlarıLaboratuvar seçimiT-001-10
1000 μ L pipet uçlarıLaboratuvar seçimiT-001-1000
15 mL santrifüj tüpüLaboratuvar seçimiCT-002-15A
200 μ L pipet uçlarıLaboratuvar seçimiT-001-200
5 mL mikro santrifüj tüpüBiyokeskinBS-50-M
50 mL santrifüj tüpüLaboratuvar seçimiCT-002-50A
AntipirinMacklin HakkındaA800873
Anti-Sca-1 MicroBead Kit   Miltenyi Biotec     130-123-124
Bruker Luxendo MuVi -SPIM sistemi
CD31R& DAF3628Seyreltme oranı 1:100
KÜBIK-LDoku temizleme solüsyonu
KÜBIK-RAKırılma İndeksi Eşleştirme Çözümü
DMEMATCC30-2002
eşek anti-keçi ikincil antikoru, Alexa Fluor 488DavetliA11055 SerisiSeyreltme oranı 1:800
FBS'ninCorning35-076-CV
HBLV-mcherry-PURO     HANBIO
Homojenizatör tüpleriLaboratuvar seçimiHGT-003-200
Görüntü Kılavuzluğunda İğne Enjeksiyon Aparatı  Görsel ses
İnsülin ŞırıngasıBD328421
İzofluranAmeixinENLEM-YFW
Işık Tabakası MikroskoplarıBruker Luxendo       MuVi-SPIM
MatrisCorning356234
Microscan MS400 transdüser       Görsel ses
Fare Kullanımı ve Fizyolojik İzleme PlatformuGörsel ses
N-Butyldiethanolamine       Macklin     N802391
NikotinamidMacklin HakkındaN814605
PBSBiyokeskinBL302A
Puralube oftalmik merhemEQUL1703321138
Triton X-100 Sigma-AldrichT9284 Serisi
Tripan Mavi Leke SolüsyonuGüneş EnerjisiC0040 Serisi
Tripsin-EDTAGibco25200-072
Vevo 2100 görüntüleme sistemiYiswelsonics
Vevo Entegre Raylı Sistem IIYiswelsanics

Kaynaklar

  1. Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
  2. Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
  3. Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
  4. Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
  5. Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
  6. De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
  7. Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
  8. Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
  9. Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
  10. Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
  11. Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
  12. Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
  13. Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
  14. Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
  15. Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
  16. Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
  17. Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
  18. Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
  19. Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
  20. Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
  21. Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
  22. Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
  23. Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
  24. Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Ultrason Eşliğinde EnjeksiyonVasküler Kök HücrelerAort AnevrizmasıAort DisseksiyonuKüçük Hayvan UltrasonuIşık Sayfası MikroskopisiMinimal İnvaziv TeknikmCherry Etiketleme
Aort Hastalıklarında Damar Onarımı için Hassas Ultrason Kılavuzluğunda Kök Hücre Verilmesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.