Yöntem makalesi

Nesli Tükenmekte Olan Tıbbi Orkide Hemipilia cucullata'nın Olgun Tohumlardan Asimbbiyotik Çimlenmesi ve Yaprak Eksplant Bazlı Rejenerasyonu

DOI:

10.3791/68541

⸱

19 Eylül 2025

 ,  ,  , 
1Zhejiang Province Key Laboratory of Plant Secondary Metabolism and Regulation, College of Life Sciences and Medicine, Zhejiang Sci-Tech University, 2Laboratory of Systematic & Evolutionary Botany and Biodiversity, College of Life Sciences, Zhejiang University

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Burada, Hemipilia cucullata'da asimbbiyotik tohum çimlenmesini, fide gelişimini ve sürgün uzamasını optimize etmek için bir protokol sunuyoruz. Protokol aynı zamanda steril yaprak eksplantlarından protokorm benzeri cisimlerin indüklenmesini sağlayarak, nesli tükenmekte olan bu tıbbi orkidenin korunması ve sürdürülebilir kullanımı için verimli in vitro çoğaltmayı kolaylaştırır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hemipilia cucullata (Orchidaceae), tıbbi özellikleri ve süs çekiciliği nedeniyle yaygın olarak değer verilen karasal bir orkidedir, ancak habitat bozulması, düşük tohum canlılığı ve sınırlı tozlaşma başarısı nedeniyle yabani popülasyonları tehlike altındadır. Korunmasını ve sürdürülebilir kullanımını desteklemek için bu çalışma, olgun tohumların asimbbiyotik çimlenmesi, protokorm gelişimi, sürgün uzaması ve steril yaprak eksplantlarından protokorm benzeri gövde (PLB) indüksiyonu için optimize edilmiş bir protokol geliştirdi. 0,5 mg/L NAA ile desteklenmiş 1/2 MS sıvı ortamda kültürlenen tohumlar, kontrol (%46) ve katı ortamdan (%31) önemli ölçüde daha yüksek olan %72 ± %6'lık bir çimlenme oranı gösterdi ve çimlenme sıvı kültürde yaklaşık 21 gün daha erken başladı. Protokormlar, 0.5 mg/L BA, 0.2 mg/L NAA ve 100 mL/L hindistan cevizi suyu içeren B5 ortamında alt kültürlendi ve bu da verimli çoğalmaya yol açtı. 5-6 hafta sonra bitkicikler sürgün uzama ortamına (0,5 mg/L BA ve 1 mg/L NAA ile desteklenmiş B5) aktarıldı ve burada güçlü sürgün uzaması ve sağlıklı yaprak oluşumu sergilediler. PLB indüksiyonu için en yüksek indüksiyon oranı (%44.3 ± %5.1) BA (3 mg/L) ve NAA (0.2 mg/L) içeren MS ortamında elde edildi. Bu kapsamlı ve tekrarlanabilir protokol, H. cucullata'nın büyük ölçekli çoğaltılması ve ex situ korunması için etkili bir platform olabilir ve nesli tükenmekte olan bu orkidenin kurtarma çabalarına değerli destek sunabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hemipilia cucullata (L.) Y.Tang, H.Peng & T.Yukawa, genellikle cucullate neottianthe orkide olarak bilinir, ılıman Avrasya'ya özgü bir vahşi karasal orkidedir ve Polonya'dan Japonya'ya kadar geniş bir dağılıma sahiptir1. Başlangıçta Neottianthe cinsinde sınıflandırılan bu tür, yakın zamanda moleküler kanıtlara2 dayanarak Hemipilia cinsi, Neottianthe bölümüne yeniden atanmıştır. Bitki yer altı yumrularından büyür ve 30 cm yüksekliğe kadar ulaşır, tek taraflı başak şeklinde düzenlenmiş pembemsi veya mor-kırmızı çiçekler üretir. Çiçeklerinin zarif şekli ve çekici rengi nedeniyle önemli bir süs değerine sahiptir. Ek olarak, bitkinin tamamı, kalp rahatsızlıklarının tedavisi, kan dolaşımının arttırılması, morlukların giderilmesi ve kırık iyileşmesinin desteklenmesi dahil olmak üzere çeşitli terapötik amaçlar için yaygın olarak kullanıldığı birçok ülkede şifalı bir bitki olarak kabul edilmektedir 3,4. Son fitokimyasal çalışmalar, bu türde antioksidan ve vazoprotektif özelliklere sahip olan ve tıbbi etkilerine katkıda bulunabilecek siyanidin 3-oksalilglukozit, krizantemin ve siyanin gibi birkaç antosiyanin tanımlamıştır 5,6.

Şu anda, H. cucullata'nın vahşi popülasyonları, habitat kaybı ve çevresel rahatsızlıklardan kaynaklanan tehditlerle karşı karşıyadır, bu da ciddi popülasyon düşüşlerine yol açmakta ve bazı bölgelerde türleri yok olmaya yaklaştırmaktadır 3,7,8. Ancak bu türün korunması, doğal yayılımındaki zorluklar nedeniyle özellikle zordur. Vahşi doğada, H. cucullata hem klonal hem de cinsel olarak çoğalır, ancak her iki mod da verimsizdir. Doğal klonal yayılma yavaş ve seyrektir, eşeyli üreme ise zayıf tozlaşma başarısı ve düşük tohum canlılığı ile sınırlıdır 9,10. Ayrıca, saha araştırmaları, özellikle antropojenik veya pirojenik stres koşulları altında, genç bireylerin azlığı ve sınırlı doğal işe alım ile belirgin şekilde dengesiz bir yaş yapısını ortaya çıkarmıştır 7,8,11. H. cucullata'nın tohumları, birçok orkide gibi çok küçüktür, endospermden yoksundur ve çimlenme için belirli mantar ortaklarına ihtiyaç duyar, bu da doğal yenilenmeyi daha da karmaşık hale getirir. Sonuç olarak, geniş coğrafi dağılımına rağmen, yabani popülasyonların popülasyon büyüklüğü ve yaş yapısı azalmakta ve yerel yok olma riskleri artmaktadır7. Bu nedenle yapay hızlı çoğaltım için etkili bir yöntemin oluşturulması, hem germplazm kaynaklarının korunması hem de bu orkide türünün sürdürülebilir kullanımı açısından önemlidir.

Mevcut çoğaltma teknikleri arasında, orkide mikorizal mantarları ile ilişkiye dayanan simbiyotik çimlenme, doğal süreçleri yakından simüle edebilir, ancak türe özgü mantar ortaklarına bağımlılığı nedeniyle standartlaştırılması genellikle zordur 12,13,14. Buna karşılık, asimbbiyotik çimlenme, orkide doku kültürü sistemlerinde yaygın olarak kullanılan daha basit ve daha tekrarlanabilir bir alternatif sunar15. Bletilla, Dendrobium ve Cypripedium16,17,18,19 gibi çeşitli tıbbi orkideler için asimbbiyotik çimlenme ve hızlı yayılma protokolleri geliştirilmiş olmasına rağmen, kültür ortamının ve doku kültürü koşullarının türe özgü optimizasyonu H. cucullata hala gereklidir.

Bu çalışmada, olgun tohum tohumlarını kullandık H. cucullata asimbbiyotik tohum çimlenmesi, fide gelişimi ve sürgün uzaması için etkili bir protokol oluşturmak ve optimize etmek için doğu Çin'deki Tianmu Dağı'nda (30°20′ K, 119°22′ E) yabani bireylerin manuel çapraz tozlaşması yoluyla elde edilen (Şekil 1A). Ek olarak, PLB indüksiyonu yoluyla yaprak eksplantlarından bir rejenerasyon sistemi geliştirdik ve böylece nesli tükenmekte olan bu şifalı orkidenin korunmasına ve yetiştirilmesine katkıda bulunduk.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOT: Deneye başlamadan önce eldiven, laboratuvar önlüğü ve koruyucu gözlük dahil olmak üzere kişisel koruyucu ekipman kullanın. Sterilite için tüm prosedürleri laminer akış başlığı altında gerçekleştirin. Etanol ve sodyum hipokloriti dikkatli kullanın ve atıkları laboratuvar güvenlik düzenlemelerine göre atın.

1. Kapsül sterilizasyonu ve tohum ekstraksiyonu

  1. Kapsülü bir behere yerleştirin. 1-2 damla deterjan ekleyin ve yüzeydeki kirleticileri gidermek için musluk suyuyla iyice durulayın.
  2. Kapsülü akan su altında 5 dakika yıkayın. Yüzey suyunu steril emici kağıtla emdirin.
  3. Daha fazla dezenfeksiyon için kapsülü steril bir çalışma tezgahına aktarın.
  4. Kapsülü 30 saniye boyunca %75 (h/h) etanole batırın.
  5. Kapsülü, 50 mL %20 (h/h) sodyum hipoklorit çözeltisine (~%5 kullanılabilir klor içeren ticari bir ağartıcıdan seyreltilmiş) daldırarak, 2 damla seyreltilmemiş ev tipi bulaşık deterjanı ilavesiyle 10-12 dakika sterilize edin.
  6. Dezenfektan kalıntılarını gidermek için kapsülü steril damıtılmış suyla beş kez durulayın.
  7. Steril bir neşter kullanarak, kapsülün hem tepesinden hem de tabanından (pedicel ucu) yaklaşık 1 mm çıkarın.
  8. Tohumları ortaya çıkarmak için kapsülün üst ucunda küçük bir kesi yapın. Tohum ekstraksiyonu için kapsülü steril bir Petri kabına yerleştirin.

2. Kültür ortamının hazırlanması

  1. 1/2 MS sıvı ortamı hazırlayın: Standart MS ortamının makro besin konsantrasyonlarının yarısını kullanın, diğer tüm bileşenleri MS ortamındaki gibi koruyun, 20 g/L sakaroz ve α-naftalinasetik asit (NAA, 0,5 mg/L) ekleyin ve pH'ı 5,8'e ayarlayın.
  2. Kaynattıktan sonra, ortamı hemen 500 mL'lik kültür şişelerine dağıtın (şişe sayısı istenen yayılma ölçeğine göre ayarlanabilir).
  3. Dağıtılan ortamı bir otoklava yerleştirin ve 121 °C'de 15 dakika sterilize edin. Sterilizasyondan sonra ortamı otoklavdan çıkarın ve kullanmadan önce oda sıcaklığına soğumasını bekleyin.

3. Tohum çimlenmesi

  1. Her bir besiyeri şişesine yaklaşık 500-600 tohumu eşit olarak dağıtmak için steril forseps kullanın (adım 2.3'te hazırlanmıştır). Tohumların suyu emmesine ve sıvı ortamın dibine çökmesine izin verin.
  2. Kültürleri 12 saatlik bir aydınlık/karanlık döngüsü ve 36 μmol·m-2·s-1 ışık yoğunluğu ile 25 °C'de tutun.
  3. Tohum çimlenmesini haftalık olarak gözlemleyin, morfolojik değişiklikleri kaydedin ve belgeleme için fotoğraf çekin.
  4. Yaklaşık 12 hafta sonra, tohumların çoğu çimlendiğinde, çimlenen tohumların sayısını sayın ve çimlenme oranını hesaplayın. Tohum içeren bir döngü dolusu sıvı ortamı rastgele toplamak için steril bir aşılama döngüsü kullanın. Örneklenen tohumları bir petri kabına veya cam lam üzerine aktarın ve stereomikroskop altında gözlemleyin.
  5. Çimlenmiş olarak protokorm oluşturan tohumların sayısını sayın. Aşağıdaki formülü kullanarak çimlenme oranını hesaplayın:
    Çimlenme oranı (%) = (Çimlenen tohum sayısı/Örnekteki toplam tohum sayısı) × 100.

4. Protokorm alt kültürü ve çoğalması

  1. B5 ortamını (3.21 g/L) hindistan cevizi suyu (100 mL/L), 6-benzilaminopurin (BA, 0.5 mg/L) ve NAA (0.2 mg/L) ile destekleyerek proliferasyon ortamını hazırlayın. 20 g/L sakaroz ve 7,3 g/L agar ekleyin ve pH'ı 5,8'e ayarlayın.
  2. Kaynattıktan sonra, ortamı hemen 150 mL'lik kültür şişelerine dağıtın (şişe sayısı istenen yayılma ölçeğine göre ayarlanabilir).
  3. Dağıtılan ortamı bir otoklava yerleştirin ve 121 °C'de 15 dakika sterilize edin. Kullanmadan önce ortamın oda sıcaklığına soğumasını bekleyin.
  4. Şişe başına 10-15 çimlenmiş protokormu (0.3-1 cm boyutunda) adım 4.3'te hazırlanan kültür ortamına aseptik olarak aktarın.
  5. 5 haftalık bir yetiştirme döneminden sonra, çoğalma durumunu değerlendirin ve şişe başına yeni oluşan protokormların sayısını kaydedin.
  6. Sürgün uzaması için transferden önce, görünür sürgün tepesi ve rizoid benzeri yapılara sahip bitkiciklerin gelişmesine izin vermek için çoğalan protokormları 4-6 hafta daha kültürlemeye devam edin.
    NOT: Kültürleri 12 saatlik bir aydınlık / karanlık döngüsü ve 36 μmol ·m - 2 · s-1 ışık yoğunluğu ile 25 ° C'de tutun.

5. Çekim uzaması

  1. B5 ortamını (3,21 g/L) BA (0,5 mg/L) ve NAA (1 mg/L) ile destekleyerek besiyerini sürgün uzaması için hazırlayın. 20 g/L sakaroz ve 7,3 g/L agar ekleyin ve pH'ı 5,8'e ayarlayın.
  2. Kaynattıktan sonra, ortamı 150 mL'lik kültür şişelerine dağıtın (şişe sayısı istenen yayılma ölçeğine göre ayarlanabilir).
  3. Sürgün uzaması için sağlıklı bitkicikler (1-2 cm boyutunda, belirgin kararma veya tamamen sararma olmadan) seçin. Sterilize edilmiş ve soğutulmuş forseps kullanarak, Adım 5.1'de hazırlanan taze ortam içeren her 150 mL'lik kültür şişesine 8-12 bitkicik aseptik olarak aktarın. Bitkiciklerin her şişeye eşit şekilde dağıldığından emin olun.
  4. 5 haftalık sürgün uzama süresinden sonra, yaprak eksplant örneklemesi için tam gelişmiş sürgünlere ve sağlıklı yapraklara sahip bitkicikleri seçin.
    NOT: Kültürleri 12 saatlik bir aydınlık / karanlık döngüsü ve 36 μmol ·m - 2 · s-1 ışık yoğunluğu ile 25 ° C'de tutun.

6. Yaprak eksplantlarından PLB'lerin indüksiyonu

  1. MS bazal ortamını (4.43 g/L) BA (3 mg/L) ve NAA (0.2 mg/L) ile destekleyerek PLB'lerin indüksiyon ortamını hazırlayın. 20 g/L sakaroz ve 7,3 g/L agar ekleyin ve pH'ı 5,8'e ayarlayın.
  2. Kaynattıktan sonra, ortamı 150 mL'lik kültür şişelerine dağıtın (şişe sayısı istenen yayılma ölçeğine göre ayarlanabilir).
  3. 5 haftalık sürgün uzamasından sonra sağlıklı bitkicikleri seçin (adım 5.4). Tamamen genişlemiş steril yaprakları çıkarın, apikal bölgeyi ve kenar boşluklarını çıkarın ve aseptik koşullar altında steril bir neşter kullanarak her yaprağı yaklaşık 0,5 cm × 0,5 cm'lik segmentler halinde kesin.
  4. 10 yaprak segmentini, adaksiyal yüzey yukarı bakacak şekilde PLB indüksiyon ortamına yerleştirin ve ortam yüzeyi ile sıkı temas sağlayın.
  5. 5 haftalık kültürden sonra, başarılı bir şekilde indüklenen PLB'lerin sayısını değerlendirin ve indüksiyon oranını (%) hesaplayın. Ek olarak, ortalama tomurcuk yüksekliğini (cm) ve eksplant başına oluşan tomurcuk sayısını kaydedin.
    NOT: Kültürleri 12 saatlik bir aydınlık / karanlık döngüsü ve 36 μmol ·m - 2 · s-1 ışık yoğunluğu ile 25 ° C'de tutun.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışmada sunulan protokol adımları, H. cucullata'da asimbbiyotik tohum çimlenmesini, protokorm proliferasyonunu, sürgün uzamasını ve PLB indüksiyonunu iyileştirmeyi amaçlayan bir dizi karşılaştırmalı deney yoluyla geliştirilen optimize edilmiş metodolojiyi temsil etmektedir. Örneğin, tohum çimlenmesini teşvik etmek için PGR'lerin seçiminde NAA, embriyo gelişimini ve su alımını artırırken, BA, tomurcuk farklılaşmasını ve hücre bölünmesini destekler. Sinerjik etkilerinin, orkide tohumu kültüründe çimlenme oran...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Orkide kapsülleri tipik olarak, genellikle on bini aşan çok sayıda tohum içerir, ancak endospermin yokluğu ve simbiyotik mantar birliklerine ve belirli çevresel ipuçlarına yüksek bağımlılıkları nedeniyle doğal çimlenmeleri son derece sınırlıdır20. Bu nedenle, bu sınırlamaları aşmak ve kontrollü koşullar altında verimli fide çoğalmasını sağlamak için asibiyotik çimlenme protokolleri yaygın olarak benimsenmiştir. Örneğin, Chen ve ark.15, ilk ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hiç kimse.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1/2 MS Vitaminli Baz TuzlarSoğutucuPM1061
6-BenzilaminopurinŞangay Macklin Biyokimyasal Teknoloji Co, Ltd1214-39-7
Agar GücüPekin Chembase Technology Co., Ltd.1400
Temiz TezgahSuzhou Arıtma Ekipmanları Co., Ltd.SW-CJ-2G
Hindistan cevizi suyuİYİ ÇİFTÇİhttps://e.tb.cn/h.6F8GTrHG7pif7Tj?tk=jFTyVPU3OBs
DeterjanLiby Bilim ve Teknoloji6920174756784
Gamborg B5 OrtaFitoTeknoloji LaboratuvarlarıG398 Serisi
Cam şişeMorebetter Biyoteknoloji Co., Ltd.MBT-BL-240 Serisi
Murashige & Skoog Bazal TuzlarıFitoTeknoloji LaboratuvarlarıM519 Serisi
PipetEppendorf Belediyesi3123000268
Hassas TeraziMETTLER TOLEDO30834109
SPSS DergisiUluslararası İş Makineleri Şirketiİstatistiksel anlamlılık testi için kullanılan yazılım
SakarozSinopharm kimyasal Reaktif Co., Ltd.20210802
Thidiazuron HakkındaŞangay Macklin Biyokimyasal Teknoloji Co, Ltd51707-55-2
&alfa;-Naftalinasetik AsitŞangay Macklin Biyokimyasal Teknoloji Co, Ltd86-87-3

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chen, X., et al. Flora of China. , Science Press and Missouri Botanical Garden Press. Beijing, St. Louis, MO. (2009).
  2. Tang, Y., Yukawa, T., Bateman, M., Jiang, H., Peng, H. Phylogeny and classification of the East Asia Amitostigma alliance (Orchidaceae: Orchideae) based on six DNA markers. BMC Evol Biol. 15 (1), 1-32 (2015).
  3. Minarchenko, M. Threatened medicinal plants of Ukraine: An assessment of the current protection status. J Plant Dev. 24, 117-131 (2017).
  4. Pant, B., Raskoti, B. Medicinal Orchids of Nepal. , Himalayan Map House Pv Ltd. Kathmandu, Nepal. (2013).
  5. Strack, D., Busch, E., Wray, V., Grotjahn, L., Klein, E. Cyanid 3oxalylglucoside in orchids. Naturforsch C. 41 (7-8), 707-711 (1986).
  6. Strack, D., Busch, E., Klein, E. Anthocyanin patterns in European orchids and their taxonomic and phylogenetic relevance. Phytochemistry. 28 (8), 2127-2139 (1989).
  7. Ilyina, N., Kozlovskaya, O. V. Dynamics of the population structure and abundance of the rare species Neottianthe cucullata (L Schlechter under conditions of pyrogenic load in the territory adjacent to the Buzuluksky Bor National Park (Samara region). Samara J Sci. 13 (2), 35-41 (2024).
  8. Khapugin, A., Chugunov, G., Silaeva, T., Kunaeva, E. Neottianthe cucullata (L Schltr. (Orchidacea Juss.), an endangered orchid in central Russia. Wulfenia. 23, 189-202 (2016).
  9. A method for the rapid propagation of Hemipilia cucullata. using its floral bracts as explants. China patent. , CN106993535A (2017).
  10. Johnson, D., Edwards, T. The structure and function of orchid pollinaria. Plant Syst Evol. 222, 243-269 (2000).
  11. Ilyina, V., Senator, S., Mitroshenkova, A., Kozlovskaya, O. Peculiarities of the Neottianthe cucullata population structure under industrial loads (Samara Oblast). AIP Conf Proc. 3184 (1), 8(2024).
  12. Zhang, L., et al. Symbiotic culture of three closely related Dendrobium species reveals a growth bottleneck and differences in mycorrhizal specificity at early developmental stages. Diversity. 14 (12), 1119(2022).
  13. Leng, C., Hou, M., Xing, Y., Chen, J. Perspective and challenges of mycorrhizal symbiosis in orchid medicinal plants. Chin Herb Med. 16, 172-179 (2024).
  14. Zoubi, L. Complexities and innovations in orchid germination: A review of symbiotic and asymbiotic techniques. J Plant Sci. 12 (4), 90-94 (2024).
  15. Chen, J., et al. Symbiotic and asymbiotic germination of Dendrobium officinale (Orchidaceae) respond differently to exogenous gibberellins. Int J Mol Sci. 21 (17), 6104(2020).
  16. JinYing, C., Xuefeng, W., Baocai, L., Yuqing, Z. Efficient germination system in asymbiotic culture of Bletilla striata (Thunb Reichb). f. Fujian J Agric Sci. 33 (2), 131-135 (2018).
  17. Mei, H., JiJun, K., ZhenYong, X., LiMing, Z., Hong, J. Study on seedlings of nonsymbiotic germination of Paphiopedilum wenshanense. J West China For Sci. 49 (3), 56-59 (2020).
  18. Teixeirada Silva, A., Cardoso, J. C., Dobránszki, J., Zeng, S. Dendrobium micropropagation: A review. Plant Cell Rep. 34, 671-704 (2015).
  19. Zeng, S., et al. Seed biology and vitro seed germination of Cypripedium. Crit Rev Biotechnol. 34 (4), 358-371 (2014).
  20. Cozzolino, S., Widmer, A. Orchid diversity: An evolutionary consequence of deception. Trends Ecol Evol. 20 (9), 487-494 (2005).
  21. Miura, C., et al. Autoactivation of mycorrhizal symbiosis signaling through gibberellin deactivation in orchid seed germination. Plant Physiol. 194 (1), 546-563 (2023).
  22. Bustam, B., Dixon, K., Bunn, E. vitro propagation of temperate Australian terrestrial orchids: Revisiting asymbiotic compared with symbiotic germination. Bot J Linn Soc. 176 (4), 556-566 (2014).
  23. Gogoi, K., Kumaria, S., Tandon, P. Ex situ conservation of Cymbidium eburneum Lindl.: a threatened and vulnerable orchid, by asymbiotic seed germination. 3 Biotech. 2, 337-343 (2012).
  24. Robinson, E. J., Kakati, J. P., Sebastinraj, S., Suriya, K. I vitro seed germination of Cymbidium aloifolium L Sw., a potential medicinal orchid from Eastern ghats of Tamil Nadu India. J Plant Biotechnol. 44, 343-348 (2017).
  25. Hossain, M., Sharma, M., Teixeirada Silva, J. A., Pathak, P. Seed germination and tissue culture of Cymbidium giganteum Wall. Lindl. Sci Hortic. 123 (4), 479-487 (2010).
  26. Ibrahim, L., Jenkinson, P. Effect of artificial culture media on germination, growth, virulence and surface properties of the entomopathogenic hyphomycete Metarhizium anisopliae. Mycol Res. 106 (6), 705-715 (2002).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Orkide RejenerasyonuYaprak Eksplant K lt rProtokorm Geli imiPLB nd ksiyonuDoku K lt r ProtokolTohum SterilizasyonuS rg n UzamasEx Situ Konservasyon

İlgili makaleler