Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

In vivo (İn canlı) Larva Zebra Balıklarında Hipotalamik Peptiderjik Nöronların Tam Hücre Yama-klemp Kaydı

780 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/68943

⸱

22 Ağustos 2025

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Shanghai University, 2Division of Biology and Biological Engineering, California Institute of Technology

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu makale, sağlam larva zebra balıklarında tam hücre yama-klemp elektrofizyolojisi kullanılarak hipotalamik peptiderjik nöronların elektriksel aktivitesinin in vivo olarak kaydedilmesi için bir protokol sunmaktadır.

Özet

Hipotalamus, uyku ve uyanıklık, iştah, enerji homeostazı, anksiyete, depresyon ve sosyal etkileşim dahil olmak üzere fizyoloji ve davranışın çeşitli yönlerini düzenleyen eski bir beyin bölgesidir. Hipotalamustaki spesifik nöronal popülasyonlar, etkilerini nörotransmiterlerin ve nöropeptitlerin salınması yoluyla gösterir. Tüm hücre yama-klemp kaydı, bu faktörlerin sinaptik iletim ve beyin fonksiyonundaki rollerini incelemek için vazgeçilmez bir yaklaşımdır. Bununla birlikte, beynin derinliklerindeki konumları nedeniyle sağlam memelilerde elektrofizyolojik kayıtlar için hipotalamik nöronlara erişmek zordur. Sonuç olarak, hipotalamik nöronların içsel özellikleri ve fizyolojik işlevleri hakkındaki anlayışımız sınırlıdır. Larva zebra balığı, şeffaf ve küçük ama iyi korunmuş omurgalı beyni nedeniyle hipotalamik nöronları incelemek için yararlı bir alternatif modeldir. Burada, sağlam larva zebra balıklarında hipotalamik nöronların in vivo tam hücre yama kelepçe kayıtları için bir protokol sunuyoruz. Bu tekniği kullanarak, hipotalamustaki peptiderjik nöronlardan kayıt yapabilir, bu nöronların duyusal uyaranlara verdiği tepkileri inceleyebilir ve aşağı akış nöronları üzerindeki etkilerini keşfedebiliriz. Bu nedenle bu deneysel teknik, sağlam hayvanlarda hipotalamik nöropeptiderjik nöronların fizyolojik fonksiyonlarını incelemek için yararlı bir yaklaşım sağlar.

Giriş

Popüler bir omurgalı hayvan modeli olan zebra balığı (Danio rerio), sinirbilim araştırmalarında yaygın olarak kullanılmaktadır ve çeşitli avantajlara sahiptir1. Genlerin ve beyin mimarisinin tamamlayıcısı memelilerde yüksek oranda korunur ve zengin bir davranış repertuarına sahiptirler, bu da onları uyku, anksiyete, depresyon ve sosyal etkileşim gibi davranışların altında yatan genetik ve nöronal mekanizmaları incelemek için yararlı kılar 2,3,4,5,6 . Küçük boyutları ve düşük bakım maliyetleri, onları nöropsikiyatrik hastalıkların tedavisine yönelik genlerin veya ilaçların yüksek verimli taraması için ideal kılar 7,8. Son olarak, larva zebra balığının optik şeffaflığı, gelişmiş ışık tabakası mikroskop teknikleri ve çoklu floresan raportörlerin mevcudiyeti ile birleştiğinde, onları tüm beyin boyunca hücresel çözünürlükte nöronal ve astroglial aktiviteyi izlemek için özellikle uygun hale getirir 9,10,11.

Ventral diensefalonun derinliklerinde bulunan zebra balığı hipotalamusu, memeli hipotalamus ile anatomik ve moleküler olarak korunur, ancak 2-3 kat daha küçüktür ve hipotalamus fonksiyonunu incelemek için daha basit bir sistem sağlar12. Hipotalamik nöronlar, talamus, beyin sapı, hipofiz bezi ve telensefalon dahil olmak üzere birden fazla beyin bölgesi ile geniş sinaptik bağlantılar oluşturur ve bu sayede fizyolojik homeostazı, nöroendokrin sinyalleşmeyi ve otonomik davranışları düzenlerler13,14. Davranış ve fizyolojinin bu şekilde modülasyonu, büyük ölçüde, G-proteinine bağlı reseptörlere (GPCR'ler) bağlanarak hareket eden kısa zincirli amino asitler olan nöropeptitlere dayanır15. Sinapsta hızlı etkili amino asit nörotransmitter salınımının aksine, nöropeptitler hacim iletimi yoluyla daha uzun mesafelere yayılabilir ve sinaptik iletim ve nöronal uyarılabilirlik üzerinde yavaş modülatör etkilere aracılık edebilir16.

Zebra balıklarında yapılan son çalışmalar, tüm beyin kalsiyum görüntüleme, tek hücreli RNA dizilimi, yüksek verimli davranış analizi ve nöronal devre haritalama gibi multidisipliner yaklaşımlar yoluyla hipotalamik nöropeptitlerin çeşitli işlevlerini ortaya çıkarmıştır 4,12,17,18. Ortaya çıkan bu teknikler, hücresel çeşitliliği büyük ölçekte karakterize etme, moleküler mekanizmaları devre düzeyinde nöropeptit işlevleriyle köprüleme ve belirli davranışların altında yatan nöral devreleri haritalama yeteneğimizi dönüştürmüştür19,20. Bununla birlikte, bu yaklaşımlar, nöropeptit fonksiyonunun altında yatan hızlı fizyolojik dinamikleri ve kesin sinaptik mekanizmaları çözme yeteneklerinde sınırlı kalmaktadır.

Neher ve Sakmann tarafından geliştirilen yama-kelepçe tekniği, benzersiz zamansal çözünürlüğü ve biyofiziksel hassasiyeti nedeniyle nöronal fizyolojiyi araştırmak için altın standart olmaya devam ediyor ve zar potansiyel dalgalanmalarının, sinaptik akımların ve iyon kanalı dinamiklerinin doğrudan ölçülmesini sağlıyor21,22. Bu teknik, karakteristik patlama paternleri ve nöromodülatör etkileri, davranış ve homeostazdaki rollerini tam olarak anlamak için doğrudan elektrofizyolojik ölçüm gerektiren nöropeptiderjik hücreleri incelemek için özellikle paha biçilmezdir 15,16,23.

Burada, bu nöronların derin anatomik konumunun ortaya çıkardığı teknik zorluklara rağmen, larva zebra balığı hipotalamik peptiderjik nöronlarının güvenilir tam hücre yama kelepçesi kayıtlarını sağlayan optimize edilmiş bir protokol geliştirdik. Bu metodoloji, bu hücrelerin elektriksel aktivitesine doğrudan erişim sağlayarak, görsel ve işitsel uyaranlara verdikleri tepkilerin ayrıntılı olarak araştırılmasına izin verir (Şekil 1). Yama-kelepçe elektrofizyolojisini optogenetik ile entegre ederek, hipotalamik devreler ve aşağı akış nöronları arasındaki fonksiyonel bağlantıyı kesin olarak karakterize edebiliriz (Şekil 2 ve Şekil 3), fizyolojik homeostaz ve davranışsal kontrolde nöropeptitlerin çalışmasını kolaylaştırabiliriz. Bu yaklaşım, nörobilim araştırmalarında kritik bir boşluğu doldurarak, hipotalamik nöron fonksiyonunun biyofiziksel, hücresel ve devre seviyelerinde aynı anda mekanik olarak araştırılmasına izin verir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneyler, Şanghay Üniversitesi'ndeki Kurumsal Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) (hayvan protokolü YS 2025-169) ve Kaliforniya Teknoloji Enstitüsü'ndeki IACUC (hayvan protokolü 1836) tarafından onaylandı. Döllenmeden 5 ila 7 gün sonra (dpf) zebra balığı rotiferlerle beslendi ve deneyler için kullanıldı. Gelişimin bu aşamasında cinsiyet belirlenmez. Sedef [mitfa(w2/w2)] arka plan24 üzerinde yetişkin zebra balığı üreme için kullanılmıştır.

1. Çözümler ve tarifler

  1. 5 mM NaCl, 0.17 mM KCl, 0.33 mMCaCl2 ve 0.33 mM MgS04 içeren E3 ortamını hazırlayın. Çözeltiyi NaOH ile pH 7.2'ye ayarlayın. 1 ay içerisinde kullanmak üzere oda sıcaklığında saklayınız.
  2. 134 mM NaCl, 2.9 mM KCl, 2.1 mM CaCl2, 1.2 mM MgCl2, 10 mM HEPES ve 10 mM glikoz içeren hücre dışı çözeltiyi hazırlayın. Hücre dışı çözeltinin ozmolalitesi ~ 290 mOsmol L-1'dir. Çözeltiyi NaOH ile pH 7.8'e ayarlayın. 1 ay içinde kullanmak üzere 4 °C'de saklayın.
  3. 100 mM K-glukonat, 10 mM KCl, 2 mM CaCl2, 2 mM Mg-ATP, 0.3 mM Na-GFP, 10 mM HEPES ve 10 mM EGTA içeren hücre içi çözeltiyi hazırlayın. Hücre içi çözeltinin ozmolalitesi ~ 280 mOsmol L-1'dir. Çözeltiyi KOH ile pH 7.4'e ayarlayın. 100 μL iç çözeltiyi mikrofüj tüplerine alın ve 1 yıl içinde kullanmak üzere -20 °C'de saklayın.
    NOT: Uzun süreli ve stabil kayıtlar için Mg-ATP ve Na-GTP'nin eklenmesi önerilir. Hücre içi çözeltinin, sızdırmazlık oluşumunu tehlikeye atabilecek veya pipet tıkanmasına yol açabilecek partikülleri ve mikrobiyal kirleticileri gideren 0,22 μm'lik bir zardan filtrelenmesi gerekir.
  4. α-bungarotoksin: 1 mg α-bungarotoksini 1 mL E3 ortamında 1 mg / mL'lik bir nihai konsantrasyona kadar çözün. Çözeltinin 20 μL'sini mikrofüj tüplerine alın ve 1 yıl içinde kullanmak üzere -20 ° C'de saklayın.
  5. Düşük erime noktalı agaroz: 0.75 g agarozu 50 mL E3 ortamında bir cam şişede %1.5'lik bir nihai konsantrasyona kadar çözün. Karışımı, agaroz eriyene ve çözelti berrak ve homojen görünene kadar bir mikrodalga fırında ısıtın. Erimiş agarozu 1 ay içinde kullanmak üzere bir su banyosunda 42-45 °C'de tutun.

2. Zebra balığı hazırlama ve diseksiyon

  1. İstenen bir transgen içeren tek erkek ve dişi yetişkin balıkları, örneğin Tg(hcrt:RFP) balığı25'i bir çiftleşme tankına koyun ve gece boyunca net bir bölücü ile ayırın. İkinci günün sabahı, balığın üremesine izin vermek için bölücüyü çıkarın. Tankın dibinde döllenmiş embriyoları toplayın ve yetişkin balıkları öğleden sonra erken saatlerde ev tanklarına geri koyun.
  2. Embriyoları %0.0005 metilen mavisi içeren E3 besiyeri ile 9 cm çapında bir Petri kabında büyütün. Embriyoları 28.5 ° C'de 14:10 saat aydınlık: karanlık döngülerle bir inkübatöre yerleştirin. E3 çözümünü her gün değiştirin.
    NOT: E3 ortamındaki metilen mavisi, döllenmeden 3 gün sonrasına (dpf) kadar mantar büyümesini önlemek için kullanılır, ancak metilen mavisi gelişimin sonraki aşamalarında hücresel metabolizmayı ve mitokondriyal fonksiyonu etkileyebileceğinden, 3 dpf'de tek başına E3 ortamı ile değiştirilir26.
  3. Larva balıklarını yaklaşık 3 dpf'den başlayarak maksimum büyütme (~ 115x) ile epi-floresan stereomikroskop altında tarayın. Sıralamayı kolaylaştırmak için balıkları tek tek su damlacıklarına (vücut boyutlarından daha büyük) yerleştirin. 3 dpf'den daha eski balıklar için, spontan lokomotor aktiviteyi baskılamak için% 0.01 trikain içeren 3 mL E3 ortamı kullanarak balığı uyuşturun. Hipotalamusta parlak florofor ekspresyonu olan larvaları toplayın.
    NOT: Tricaine ile çalışırken nitril eldiven, koruyucu gözlük ve laboratuvar önlüğü giyin. Fazla trikain, hayvan protokollerine göre kimyasal atık olarak bertaraf edilmelidir.
  4. Taramadan sonra, trikaini hemen E3 ortamı kullanarak yıkayın ve bu larvaları tekrar inkübatöre koyun. Deneylerin yapıldığı güne kadar 5 dpf'den başlayarak Petri kabına rotifer içeren ~ 5 mL besleme solüsyonu ekleyin. E3 solüsyonunu değiştirin ve balıkları her gün rotiferlerle besleyin.
  5. 5-7 dpf'de, sağlıklı görünen ve aktif hareket gösteren larva balıklarını toplayın. Bunları bir cam pipet kullanarak küçük bir petri kabına (3,5 cm çapında) aktarın.
  6. Balığın etrafındaki suyu alın ve balığın üzerine ~ 30 saniye boyunca 20 μL 1 mg / mL α-bungarotoksin ekleyin. Daha sonra Petri kabına ~ 3 mL E3 ortamı ekleyerek ilacı yıkayın.
    NOT: α-bungarotoksin kullanırken nitril eldiven, koruyucu gözlük ve laboratuvar önlüğü giyin. Fazla α-bungarotoksin, hayvan protokollerine göre kimyasal atık olarak bertaraf edilmelidir.
  7. Balıkları karanlıkta tutmak ve yavaş yavaş felç olmak için Petri kabını alüminyum folyo ile örtün.
    NOT: α-bungarotoksin, özellikle nöromüsküler kavşağa etki eden ve böylece sinir sistemini etkilemeden balıkları felç eden bir asetilkolin reseptör blokeridir. Balıklar felçten sonra hala çevresel uyaranları algılayabilir ve beyin fonksiyonu normaldir 9,27.
  8. Bir stereomikroskop kullanarak ~ 15 dakika sonra felç olup olmadığını kontrol edin ve normal bir kalp atışı ve beyinde ve vücutta sağlam kan dolaşımı gösteren felçli bir balık seçin.
  9. Balıkları, ortasında 10 mm çapında bir delik bulunan 35 mm'lik bir Petri kabı ve deliği kapatmak için altta yapıştırılmış 20 x 20 mm'lik bir cam lamel olan özel yapım bir kayıt odasına aktarın. Suyu çıkarın ve ~ 200 μL %1.5 düşük erime noktalı agaroz ekleyin.
  10. Forseps kullanarak balığın sırt tarafını agarozun içine yerleştirin (Dumont #5). Agaroz tamamen katılaştığında, agarozu kaplamak için hücre dışı çözeltiyi ekleyin. Agarozun tamamen katılaşması 5-10 dakika sürer.
  11. Bir mikro bıçak kullanarak balığın başının üzerindeki agarozu kesin ve çıkarın. Ardından, bir sonraki adımda pipetin beyne ilerlemesi için ~ 1 μm uç açıklığına sahip bir cam mikropipet kullanarak optik tektum ve beyincik arasında beyin ventrikülünün üzerindeki deride küçük bir kesi yapın.
  12. Kırık bir cam pipet kullanarak diseksiyon deliğinin etrafındaki doku kalıntılarını veya kan pıhtılarını temizleyin.

3 Tam hücre yama kelepçesi kaydı

  1. Deney günü borosilikat kılcal damarlar kullanarak ~1 μm uç açıklığı ve ~20 MΩ dirençli kayıt mikropipetleri hazırlayın. Çekilmiş mikropipetleri bir kapta saklayın ve kontaminasyonu önlemek için aynı gün kullanın.
  2. Bilgisayarı, CCD kamerayı, monitörü, amplifikatörü, sayısallaştırıcıyı, mikromanipülatörü ve ilgili yazılımı açın. Amplifier ve sayısallaştırıcı, yazılımı açmadan önce açılmalıdır.
  3. Balıkları dikkatlice yama kelepçesi deneyinin yapılacağı elektrofizyolojik bir teçhizata taşıyın.
  4. Balık sağlığını ve hücre canlılığını korumak için peristaltik bir pompa kullanarak balığı dakikada ~ 2 mL'de oksijenli hücre dışı çözelti ile perfüze edin.
  5. Balıkları dik bir mikroskop altında 4x objektifin görüş alanında ortalamak için bir XY tercümanı (özel yapım) kullanarak kayıt odasını hareket ettirin.
  6. 60x'lik bir hedefe geçin ve hedef hipotalamus bölgesini görselleştirmek için çevirmeni hareket ettirin. Hücrelerin en iyi şekilde görselleştirilmesini sağlamak için Nomarski diferansiyel girişim kontrastını (DIC) 900 nm kızılötesi ışıkla ayarlayın.
  7. Floresan uyarma ışık kaynağını (örn. cıva ampulü) açın ve hipotalamustaki floresan nöronları görselleştirmek için kullanın. Parlak floresan ve net hücre sınırları gösteren sağlıklı nöronları bulun, bu da genellikle iyi hücresel sağlığı gösterir ve yüksek kaliteli elektrofizyolojik kayıtları kolaylaştırır.
  8. İnce bir mikro yükleyici ucu kullanarak bir kayıt mikropipetini hücre içi solüsyonla yavaşça geri doldurun.
  9. Elektrodu kafasına takıntage amplifier ve hava sızıntısını önlemek için düğmeyi sıkın. Tutucuya bağlı boru aracılığıyla mikropipetin içine hafif bir pozitif basınç (~150-200 mBar) uygulayın, bu da hava-çözelti arayüzündeki kirleticilerin elektrot ucuna girmesini önler.
  10. Hızlı modda bir mikromanipülatör kullanarak mikropipeti banyo solüsyonuna indirin ve mikropipet ucunu 4x objektifin altındaki disseke deliğin üzerine yerleştirin.
  11. Mikromanipülatörü yavaş moda getirin ve hedefi 60x moduna değiştirin. Cam pipetin ucunu diseksiyon deliğinden yavaşça ve iki tektal hemisfer arasındaki ventrikül boyunca ilerletin.
  12. Pipet ucunu hem DIC hem de floresan kullanılarak görüntülenen bir hedef floresan hücresine dik olarak getirin. Pipet ucu hücre zarına temas ettiğinde küçük bir girinti oluşur.
    NOT: Hipotalamus gibi derin dokuları görselleştirmek için, IR-DIC için hassas bir şekilde ayarlanmış polarizör ve analizör filtreleri ile birlikte 900 nm IR-DIC kullanılır.
  13. Uç bir hücreye temas ettiğinde pozitif basıncın hızlı bir şekilde serbest bırakılması, hücrenin pipet ile bir sızdırmazlık oluşturmasını sağlar. Eşzamanlı olarak, tutucuya bağlı boru aracılığıyla kısa bir negatif basınç uygulayın.
    NOT: Yazılım üzerindeki direnç değeri hızla > 1 GΩ'a yükselmelidir, bu da yüksek dirençli bir contanın oluştuğunu gösterir. Floresan hipotalamik hücre başarılı bir şekilde kaydedildiğinde, kayıt mikropipetinin ucunda floresan hücre zarı bulunmalıdır.
  14. Hücreyi -60 mV'de sıkıştırın ve taban çizgisi ve erişim direnci stabil olana kadar 1-2 dakika bekleyin. Mikropipet ucunun altındaki hücre zarını yırtmak için kısa bir elektrik darbesi veya ağızdan hafif bir emme uygulayın.
  15. Elektrofizyolojik bir yazılım konfigürasyonunda kapasitif akımı ve seri direnci telafi edin. Seri direnç 100 MΩ'dan büyükse ve kayıtlarda %20'> değişiyorsa verileri atın.
  16. Deneylerden önce ve sonra içsel membran direncini izlemek için voltaj modunda 1 s -10 mV'luk bir voltaj darbesi uygulayın. Zar direnci veya zar potansiyeli çok değişirse hücreyi atın.
  17. Hücre negatif bir değerde tutulduğunda voltaj kelepçesi (VC) modunda ilk kayıt. Sabit bir kayıt oluşturduktan sonra, gerekirse akım kelepçesi (IC) moduna geçin.
    NOT: Giga-conta, yırtılmadan kısa bir süre sonra stabil olmayabilir, bu nedenle bir deneyin başında birkaç dakika boyunca VC modunda hücreyi -60 mV'de sıkıştırmak daha iyi hücresel koşullar sağlayabilir.
  18. Deney tamamlandıktan sonra elektrofizyolojik verilerin analizini ve ani yükselme tespitini MATLAB kullanarak çevrimdışı olarak işleyin.
  19. Deneylerden sonra larva balıklarını %1,5 Sodyum hipoklorit (NaClO) kullanarak ötenazi yapın ve kurumsal hayvan bakım protokollerine göre atın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu yazıda, özellikle hipokretin (Hcrt) nöronlarına odaklanarak, sağlam zebra balıklarında hipotalamik nöronları araştırmak için geliştirilmiş bir in vivo tam hücre yama-klemp kayıt tekniği sunuyoruz.

Şekil 1'de sunulduğu gibi, metodolojimiz, geleneksel in vitro dilimlerin veya disseke beyin preparatlarının sınırlamalarının üstesinden gelerek, sağlam bir hayvanda beynin derinliklerindeki bu nöronlardan doğrudan elektrofizyolojik kayıtlar yapılması...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada açıklanan protokol, erişilmesi en derin ve teknik olarak en zorlu beyin bölgelerinden biri olan larva zebra balığı hipotalamusundaki peptiderjik nöronların yama kelepçesi kayıtlarını sağlar. Bu hazırlığın doğasında var olan zorluk nedeniyle, başarılı yama kelepçesi kayıtları, pipet kalitesi, yaklaşım tekniği, çözelti saflığı ve doku sağlığı gibi birkaç kritik parametreye titiz bir şekilde dikkat edilmesini gerektirir. Bu faktörler toplu olarak stabil giga-seal kayıtların elde edil...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmez ve ifşa edecek hiçbir şey beyan etmez.

Teşekkürler

Optogenetik deneyler için cihazlar tasarlama konusundaki yardımları için Dr. Daniel Wagenaar'a teşekkür ederiz. Bu çalışma, Ulusal Sağlık Enstitüleri'nden DAM'a R35 NS122172 ve R34 NS126800 hibeleri ve RZ'ye Şanghay Denizaşırı Yetenekler Tanıtım Programı ile desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
YükselteçAkson700B
Borosilikat cam kılcal damarlarSutterBF100-58-10 Serisi
CCD kameraDage-MTIIR-1000 Serisi
Elektrofizyolojik kayıtlar için bilgisayarlarDellHassasiyet 3660
Dijital verilerAkson1440A
Faraday KafesiIsmarlama
ForsepsF.S.T.Dumont #5
KuvözYalnızlıkGZP-150B
Membran filtreMillipore SigmaSLGV004SL
Mikro bıçakF.S.T.10318-14
NesnelOlympusMplan 5X/0.1; UMPlanFI/IR 60X/0.9w
Peristaltik pompaUzunBT100-1L
Pipet tutucuNarishige HakkındaH-7diseksiyon için
ÇektirmeSutter EnstrümanıP-97
Floresan tarama ve diseksiyon için stereomikroskopOlympusSZX16 Serisi
UyarıcıAMPIUsta8
Üç boyutlu mikromanipülatörSutter EnstrümanıMPC-325 Serisi
Dik kızılötesi DIC mikroskobuOlympusBX51WI
Titreşim yalıtıcı tablasıTMC61-541-06
Video monitörüGÜNEŞ ENERJISISP-717 Serisi
Su banyosuYihengHWS-12
X-Y çevirmeniIsmarlama

Kaynaklar

  1. Bradbury, J. Small fish, big science. PLoS Biology. 2, e148(2004).
  2. Rihel, J., et al. Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation. Science. 327, 348-351 (2010).
  3. Oikonomou, G., Prober, D. A. Attacking sleep from a new angle: Contributions from zebrafish. Curr Opin Neurobiol. 44, 80-88 (2017).
  4. Lovett-Barron, M., et al. Multiple convergent hypothalamus-brainstem circuits drive defensive behavior. Nat Neurosci. 23, 959-967 (2020).
  5. Wagle, M., et al. Brain-wide perception of the emotional valence of light is regulated by distinct hypothalamic neurons. Mol Psychiatry. 27, 3777-3793 (2022).
  6. Dreosti, E., Lopes, G., Kampff, A. R., Wilson, S. W. Development of social behavior in young zebrafish. Front Neural Circuits. 9, 39(2015).
  7. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14, 721-731 (2015).
  8. Zon, L. I., Peterson, R. T. In vivo drug discovery in the zebrafish. Nat Rev Drug Discov. 4, 35-44 (2005).
  9. Ahrens, M. B., et al. Brain-wide neuronal dynamics during motor adaptation in zebrafish. Nature. 485, 471-477 (2012).
  10. Mu, Y., et al. Glia Accumulate Evidence that Actions Are Futile and Suppress Unsuccessful Behavior. Cell. 178, 27-43 (2019).
  11. Yang, E., et al. A brainstem integrator for self-location memory and positional homeostasis in zebrafish. Cell. 185, 5011-5027.e20 (2022).
  12. Machluf, Y., Gutnick, A., Levkowitz, G. Development of the zebrafish hypothalamus: Hypothalamic neuronal specification. Ann N Y Acad Sci. 1220, 93-105 (2011).
  13. Tessmar-Raible, K., et al. Conserved sensory-neurosecretory cell types in annelid and fish forebrain: Insights into hypothalamus evolution. Cell. 129, 1389-1400 (2007).
  14. Bonnavion, P., et al. Hubs and spokes of the lateral hypothalamus: Cell types, circuits, and behaviour: LHA cell types and circuits. J Physiol. 594, 6443-6462 (2016).
  15. van den Pol, A. N. Neuropeptide transmission in brain circuits. Neuron. 76, 98-115 (2012).
  16. Watts, A. G. Neuropeptides and the integration of motor responses to dehydration. Annu Rev Neurosci. 24, 357-384 (2001).
  17. Lovett-Barron, M., et al. Ancestral circuits for the coordinated modulation of brain state. Cell. 171, 1411-1423.e17 (2017).
  18. Chiu, C. N., et al. A zebrafish genetic screen identifies neuromedin U as a regulator of sleep/wake states. Neuron. 89, 842-856 (2016).
  19. Chowdhury, S., et al. Brainstem neuropeptidergic neurons link a neurohumoral axis to satiation. Cell. 188, 1563-1579 (2025).
  20. Herget, U., Ryu, S. Coexpression analysis of nine neuropeptides in the neurosecretory preoptic area of larval zebrafish. Front Neuroanat. 9, 1-11 (2015).
  21. Sakmann, B., Neher, E. Single-Channel Recording. , Springer. New York. (2009).
  22. Zhang, R., Du, J. In vivo whole-cell patch-clamp recording in the zebrafish brain. , Springer. New York. (2016).
  23. Barrios, J. P., et al. Hypothalamic dopamine neurons control sensorimotor behavior by modulating brainstem premotor nuclei in zebrafish. Curr Biol. 30, 4606-4618 (2020).
  24. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2, 183-189 (2008).
  25. Liu, J., et al. Evolutionarily conserved regulation of hypocretin neuron specification by Lhx9. Development. 142, 1113-1124 (2015).
  26. Nipu, N., et al. Methylene blue at recommended concentrations alters metabolism in early zebrafish development. Commun Biol. 8, 1-11 (2025).
  27. Du, W., et al. The locus coeruleus modulates intravenous general anesthesia of zebrafish via a cooperative mechanism. Cell Rep. 24, 3146-3155.e3 (2018).
  28. Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish. Elife. 4, 1-22 (2015).
  29. Lin, J. Y., et al. ReaChR: A red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nat Neurosci. 16, 1499-1508 (2013).
  30. Zhang, R., Wei, H., Xia, Y., Du, J. Development of light response and GABAergic excitation-to-inhibition switch in zebrafish retinal ganglion cells: Functional development of zebrafish retinal ganglion cells. J Physiol. 588, 2557-2569 (2010).
  31. Zhang, R., Du, W., Prober, D. A., Du, J. Müller Glial cells participate in retinal waves via glutamate transporters and AMPA receptors. Cell Rep. 27, 2871-2880.e2 (2019).
  32. Kole, M. H. P., Stuart, G. J. Signal processing in the axon initial segment. Neuron. 73, 235-247 (2012).
  33. Petersen, C. C. H. Whole-cell recording of neuronal membrane potential during behavior. Neuron. 95, 1266-1281 (2017).
  34. Jin, K., et al. Brain-wide cell-type-specific transcriptomic signatures of healthy ageing in mice. Nature. 638, 182-196 (2025).
  35. Scala, F., et al. Phenotypic variation of transcriptomic cell types in mouse motor cortex. Nature. 598, 144-150 (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Hipotalamik N ronlarn Vivo Kay tElektrofizyolojik Kay tSinaptik letimN rotransmitter Sal n mN ropeptid SinyalizasyonuOmurgal Beyni
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.