Yöntem makalesi

Transplantasyon Öncesi Hasarlı Akciğer Greftlerinin Rehabilitasyonu için Ex-vivo Akciğer Perfüzyonu Sırasında Termal Ön Koşullandırma

697 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/69084

⸱

31 Ekim 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Service of Thoracic Surgery, Department of Surgery and Anesthesiology Services, Lausanne University Hospital and Faculty of Biology and Medicine, Lausanne University, 2Service of Adult Intensive Care Medicine, Department of Interdisciplinary Centers and Logistics, Lausanne University Hospital and Faculty of Biology and Medicine, Lausanne University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, kalibre edilmiş bir termal strese geçici olarak maruz kalmayı içeren ve hasarlı akciğer greftlerinin terapötik olarak yenilenmesi için endojen koruyucu mekanizmaları destekleyen bir sıçan ex-vivo akciğer perfüzyon modeli sunar. Yaklaşım ölçeklenebilir ve tekrarlanabilirdir ve akciğer nakli başarısını artırmak için ilaç dışı tedavilerin geliştirilmesini destekler.

Özet

Ex-vivo akciğer perfüzyonu (EVLP), akciğer transplantasyonunda hem donör akciğerlerin fonksiyonel değerlendirmesini hem de marjinal greftleri rehabilite etmek için terapötik müdahaleleri mümkün kılan bir atılım olarak ortaya çıkmıştır. Rekondisyonel stratejiler, farmakolojik ve farmakolojik olmayan yaklaşımları içerir. İkincisi arasında, geçici, kontrollü ısı stresinin ("Termal Ön Koşullandırma", TP), endojen bir koruyucu ısı şoku tepkisini indükleyerek hasarlı akciğerleri onarmanın etkili bir yolu olduğunu gösterdik. Burada, dolaşım ölümünden (DCD) sonra bağışı simüle eden, sıcak iskemiye maruz kalan akciğerleri yenilemek için TP'yi içeren bir sıçan EVLP modeli için adım adım bir protokol sunuyoruz. Protokol, akciğer hazırlığını, kanülasyonu, perfüzyonu ve ısı şoku yanıtının indüksiyonunu detaylandırır. TP, EVLP'nin başlarında perfüzyon sıcaklığının 30 dakikalık bir artışla 41.5 °C'ye yükselmesinden ve ardından perfüzyonun geri kalanı için 37 °C'ye hızlı bir dönüşten oluşur. 6 saatlik bir EVLP modelinde, TP ile tedavi edilen akciğerler (n = 30), kontrollere kıyasla ısı şoku proteini 70 ekspresyonunda artış, statik pulmoner kompliyansta iyileşme, ödemde azalma, von Willebrand faktörünün (endotel yaralanması biyobelirteci) daha düşük salınımı ve histolojik hasarın zayıfladığını gösterdi (n = 30). Protokol, vasküler direncin, hava yolu basınçlarının, pulmoner kompliyansın ve oksijenasyonun gerçek zamanlı izlenmesini sağlar ve hem perfüzyon hem de dokuda moleküler ve morfolojik analizleri destekler. Bu tekrarlanabilir, ölçeklenebilir protokol, daha büyük hayvan veya insan EVLP sistemlerine uyarlanabilir ve nakil sonuçlarını iyileştirmeyi amaçlayan farmakolojik olmayan müdahaleleri incelemek için pratik bir translasyonel platform sağlar.

Giriş

Ex-vivo akciğer perfüzyonu (EVLP), akciğer nakli alanında büyük bir ilerlemeyi temsil etmektedir. En önemli etkisi, aksi takdirde transplantasyon için atılacak organların kullanımına izin vermek için marjinal akciğerlerin fonksiyonel değerlendirmesini sağlayarak mevcut donör akciğer greftleri havuzunu genişletmede yatmaktadır 1,2. Marjinal (veya genişletilmiş kriterler) donör akciğerleri aşağıdaki kriterlerden bir veya daha fazlasını ifade eder: donör yaşı 55'ten fazla, PaO2/FiO2 300'den az, iskemi süresi 6 saatten fazla, pozitif balgam mikrobiyolojisi, anormal radyografi3. Fizyolojik değerlendirmeye ek olarak, EVLP, transplantasyondan önce greft kalitesini iyileştirmeyi amaçlayan çeşitli terapötik müdahalelerin uygulanması için bir platform görevi görebilir (terapötik yenileme kavramı)4. Bu nedenle, EVLP, hasarlı (marjinal) akciğerleri rehabilite etmek ve akciğer nakli sonrası hem erken hem de uzun vadeli sonuçları bozan önemli bir komplikasyon olan primer greft disfonksiyonu (PGD) riskini azaltmak için eşsiz bir fırsat sağlar 5,6. PGD, patofizyolojisi oksidatif stres, inflamasyon, kompleman ve pıhtılaşma kaskadlarının aktivasyonu ve hücre ölümü süreçlerinin indüklenmesine dayanan iskemi-reperfüzyon hasarı (IRI) sürecinin klinik ifadesidir 7,8,9. Sonuç olarak, bu mekanizmalar akciğer endotel ve epitelinin normal fonksiyonlarının bozulmasına katkıda bulunur ve PGD 6,10,11,12'nin iki temel özelliği olan oksijenasyon kapasitesinin azaldığı kardiyojenik olmayan pulmoner ödemlere yol açar.

Hem klinik öncesi hem de klinik olarak artan sayıda deneysel çalışma, akciğer nakli sırasında IRI'yi hafifletmek için çeşitli ex-vivo terapötik stratejilerin etkinliğini göstermiştir. Örnekler arasında oksidanları ve serbest radikalleri hedef alan farmakolojik ajanlar, hücre ölüm yolları, inflamatuar mediatörler ve ayrıca hücresel bazlı ve gen tedavileri yer alır, bunlardan sadece birkaçı 13,14,15,16,17,18,19,20. Bu tür terapötik yaklaşımların ötesinde, EVLP, sonraki patofizyolojik hakaretlere adaptif bir tolerans sağlayan içsel koruyucu mekanizmaları ortaya çıkarmak için fizyolojik stresin doğrudan akciğer greftine uygulanması için bir platform görevi görebilir. Böyle bir strateji, EVLP sırasında akciğer greftine geçici, öldürücü olmayan ısı stresinin uygulanmasını içerir. Gerçekten de, ısı stresi koşullarının, moleküler şaperonlar olarak hareket eden ve çeşitli stresli uyaranlara daha fazla maruz kalmaya karşı direnç kazandıran bir dizi ısı şoku proteininin (HSP) ekspresyonundan kaynaklanan adaptif bir ısı şoku tepkisini teşvik ettiği uzun zamandır bilinmektedir21. HSP indüksiyonunun yanı sıra, ısıya maruz kalmanın ardından (a) ısı stresi üzerine aktivasyonu sitoprotektif gen hem oksijenaz 22,23'ü önemli ölçüde yukarı regüle eden NF-E2 ile ilgili faktör 2 (NRF2) antioksidan ve sitoprotektif yol; (b) endoplazmik retikulumda proteotoksik stresle (ER stresi) ilgilenen ve termal stresinyoğunluğuna bağlı olarak ısı ile aktivasyonu koruyucu veya zararlı olabilen katlanmamış protein yanıtı (UPR) 24,25,26; (c) otofaji, sıcaklığa ve zamana bağlı bir şekilde ısı ile aktive edilebilen veya inhibe edilebilen, hasarlı organellerin ve makromoleküllerin lizozomal bozunmasını teşvik eden sitoprotektif bir süreç 27,28.

Bu tür bir "termal ön koşullandırmanın" oksidatif stres, inflamasyon, hücre ölümü ve endotel disfonksiyonunun azalması açısından büyük faydalar sağladığını ve akciğer IRI'sine karşı önemli korumaya yol açtığını gösterdik. Bu nedenle, termal ön koşullandırmanın, transplantasyondan önce hasarlı akciğer greftlerinin ex-vivo terapötik rehabilitasyonu için yeni, farmakolojik olmayan bir yöntemi temsil edebileceğini öne sürdük 29,30,31. Termal ön koşullandırma, mevcut farmakolojik ve farmakolojik olmayan stratejilere göre çeşitli avantajlar sunabilir. Entegre bir hücresel endojen yanıtı ortaya çıkararak, aynı anda IRI ile ilgili farklı patofizyolojik yollara karşı koruma sağlayabilirken, diğer stratejiler genellikle tek bir yolu hedefler. Ayrıca farmakolojik bileşiklerin kullanımıyla ilişkili potansiyel yan etki riskini de ortadan kaldırır. Bu makalenin amacı, hasarlı sıçan akciğerlerinin ex-vivo akciğer perfüzyonu sırasında, özellikle araştırma amacıyla daha büyük hayvan modellerine veya insan akciğerlerine uygulanabilen, çeşitli ortamlarda uygulanabilecek ayrıntılı bir adım adım termal ön koşullandırma protokolü sunmaktır.

EVLP için sıçan izole perfüze akciğer sistemi IPL-2'yi kullanıyoruz. Kurulum Şekil 1'de açıklanmıştır ve aşağıdakileri içerir: Perfüzyon rezervuarı (Şekil 1-1); perfüzyon sirkülasyonu (Şekil 1-2A) ve perfüzyon örneklemesi (Şekil 1-2B) için iki silindirli pompa; perfüzyon sıcaklığının korunması için bir termostatik su banyosu (Şekil 1-3); bir membran gaz eşanjörü (Şekil 1-4) bir karışım içeren bir gaz tankına bağlı (Şekil 1-4) 6% O2 , % 10 CO2 ve% 84 N2 giriş perfüzyonunu oksijensizleştirmek ve karboksillemek için; sol atriyal (LA) ve pulmoner arter (PA) basınçlarını izlemek için iki basınç sensörü (Şekil 1-5) (PA basınç sensörü şekilde görünmemektedir); PA, LA ve trakeal kanüller için özel bağlantılara sahip kalp-akciğer bloğunu barındıran ısıtılmış ve sızdırmaz bir oda (Şekil 1-6); akciğer ventilasyonu ve hava yolu basıncı ve statik akciğer kompliyansının ölçümü için trakeal kanüle bağlı bir ventilatör (Şekil 1-7); PA girişi seviyesinde perfüzyon sıcaklığını görüntülemek için bir elektronik termometre (Şekil 1-8). Elemanları Şekil 2'de ayrıntılı olarak gösterilen bir bağlantı platformu (Şekil 1-9): PA (Şekil 2-1), LA (Şekil 2-2) ve trakeal (Şekil 2-3) kanüller için bağlantı; kalp-akciğer bloğunun ağırlığının sürekli izlenmesi için bir ağırlık modülüne (Şekil 2-4) bağlantı; PA girişindeki perfüzyon sıcaklığının izlenmesi için bir sıcaklık sensörü (Şekil 2-5). Devrenin ayrıntılı bir şematik açıklaması başka bir yerdebulunabilir 18.

Protokol

NOT: Bu çalışma için yetişkin erkek Sprague-Dawley sıçanları kullanıldı (n = 60; yaş, 8-11 haftalık; ağırlık, 300-450 g). Hayvanlar, yiyecek ve suya sınırsız erişim ile 12 saat aydınlık/12 saat karanlık döngüsü altında tutulan yerel hayvan tesisimizde barındırıldı (2 sıçan/kafes). Tüm hayvanlar "Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu"na (NIH Yayın no. 96-23) uygun olarak tedavi edildi ve tüm deneyler, yerel hayvan bakım komitemiz tarafından onaylanan deneysel protokole uygun olarak gerçekleştirildi (Direction Générale de l'Agriculture, la Viticulture et Affaires Vétérinaires de l'Etat de Vaud (yetkiler 3456a ve 3456x1). Hayvanların boyutu ve ağırlığı, sıçan EVLP modelinde önceki çalışmalarımıza dayanarak ve anatomik kolaylık (akciğerlerin ve damarların boyutu) için seçilmiştir. Sprague-Dawley suşu, diğer suşların (özellikle Wistar sıçanlarının) perfüzyon çözeltisi1,32'de bulunan dekstran çözeltisine karşı aşırı duyarlılık reaksiyonları sergileyebileceği göz önüne alındığında seçilmiştir.

1. EVLP devresinin genel açıklaması

NOT: Kurulum Şekil 1'de açıklanmıştır ve bağlantı platformunun elemanları (Şekil 1-9) Şekil 2'de ayrıntılı olarak gösterilmektedir. Devrenin ayrıntılı bir şematik açıklaması daha önceaçıklanmıştır 18.

  1. Ex-vivo perfüzyon için hücresiz tamponlu hücre dışı bir çözelti kullanın. Perfüzyonun rezervuardan gaz eşanjörü boyunca aktığından ve akciğer perfüzyonu için PA kanülünden yönlendirildiğinden ve ardından LA kanülünden rezervuara geri çıktığından emin olun. Giriş (PA) ve çıkış (LA) basınçlarını sürekli olarak izleyin.
  2. Tüm dönüştürücüleri (PA basıncı, LA basıncı, akciğer ağırlığı, pompa hızı) Analog/Dijital dönüştürücü kutusuna bağlayın (Şekil 3). Temel Veri Toplama Yazılımını (BDAS) açın. Bir su sütunu kullanarak iki noktalı kalibrasyon (0; 10 cm H2O) kullanarak basınç sinyallerini kalibre edin. Ağırlık modülünü iki noktalı kalibrasyon (0 g ve 1 g) kullanarak kalibre edin. 10 mL/dk'da 1 dakikalık perfüzyon örneklemesi kullanarak pompa hızını kalibre edin. Bilinen basınçları ve pompa hızını uygulayarak ve sonuçların yeterliliğini değerlendirerek sinyallerin kalitesini kontrol edin (sinyal kalibrasyonu için ayrıntılı protokol ve video ek materyallerde bulunabilir).
  3. Tüm önemli parametreleri (PA, LA basınçları, akciğer ağırlığı ve akış) sistem yazılımı tarafından gerçek zamanlı olarak kaydedin ve kişisel bir bilgisayarda görsel olarak görüntülenmelerini gözlemleyin.
    NOT: BDAS tarafından kaydedilen fizyolojik sinyaller, menü çubuğundaki Dosya dışa aktarma komutu kullanılarak bir metin dosyasına aktarılır. Seçilen zaman noktalarında (her 60 dakikada bir) çıkarılan veriler bir elektronik tabloya aktarılır ve ardından istatistiksel analiz için yazılıma kopyalanır/yapıştırılır.
  4. Denklem (1)'i kullanarak pulmoner vasküler direnci (PVR) hesaplayın:
    figure-protocol-1(1)
  5. Çeşitli biyolojik belirteçlerin ölçümleri için özel zaman noktalarında perfüzyon numuneleri (1-2 mL) alın.

2. Termal ön koşullandırma uygulaması

  1. Perfüzyonlu ısıtma için sabit, hassas ve ayarlanabilir bir su sıcaklığı sağlamak için bir termostatik su banyosu (Şekil 4-1) bağlayın. Isıtılmış suyu sirküle etmek için su banyosunun içinde entegre bir motor pompası kullanın.
  2. Isıtılmış suyu kabın duvarları arasında dolaştırarak perfüzyon sıcaklığını korumak için rezervuar olarak çift cidarlı bir cam kap kullanın (Şekil 4-2).
  3. Perfüzyonu sürmek için ısıtılmış bir su kabı (Şekil 4-3) içinde serpantin borulu bir ısıtma bobini kullanın ve ex-vivo akciğer preparasyonuna girmeden hemen önce sudan perfüzyona ısı alışverişine izin verin.
  4. Kalp-akciğer bloğunu, sıcak bir ortam sağlamak için termostatik su banyosundan dolaşan suyla dolu çift duvarlı bir kap olan organ odasına (Şekil 4-4) yerleştirin.
  5. Sıcaklık sensörü ve termometre için (Şekil 2-5 ve Şekil 4-5), pulmoner artere (PA) giren gerçek perfüzyon sıcaklığının sürekli izlenmesi için giriş kanülüne güvenli ve sıkı bir şekilde bir K Tipi boncuk hava/yüzey sensörü uygulayın. Sıcaklık dijital bir termometrede görüntülenir.
  6. Giriş sıcaklığını 37 °C'de tutmak için su banyosunu 38-38,5 °C'ye ayarlayın.
    NOT: Borudaki seyri boyunca perfüzyondan kaynaklanan ısı kayıplarını telafi etmek için, kendi koşullarımızda, girişte 38 °C'yi korumak için su banyosu sıcaklığının 38.5-37 °C'ye ayarlanması gerektiğini belirledik. Perfüzyondan kaynaklanan ısı kayıplarına bağlı olarak, bu ayarların girişte istenen sıcaklığı garanti edecek şekilde uyarlanması gerekebilir.
  7. 60 dakikalık EVLP'den sonra, 5 dakika boyunca elde edilen ve 30 dakikadan fazla tutulan 41,5 °C'lik bir giriş sıcaklığına ulaşmak için su banyosu sıcaklığını 43 °C'ye yükselterek ex-vivo ısıtma protokolünü başlatın.
    NOT: Önceki çalışmamızda29, Şekil 5'te gösterildiği gibi 40 °C ila 43,5 °C sıcaklık aralığı ve 3 saatlik bir EVLP protokolü kullanarak termal ön koşullandırma (TP) için en uygun sıcaklığı belirledik. Herhangi bir zararlı etki olmaksızın optimum koruma sağlayan ısıtma sıcaklığı (Şekil 5B'de özetlendiği gibi) 41,5 °C olarak bulunmuştur. Bu nedenle bu sıcaklık, 6 saate kadar EVLP süreleri ile sonraki tüm deneylerimizde kullanıldı29,30,31.
  8. Bu geçici ısıtmadan sonra, giriş kanülündeki perfüzyon sıcaklığını 37 °C'ye geri getirmek için su banyosu sıcaklığını hızla (5 dakika içinde) tekrar 38 °C'ye düşürmek için su banyosuna buz ekleyin ve bu sıcaklığı EVLP protokolünün sonuna kadar koruyun.
  9. Fizyolojik değişkenleri (akciğer kompliyansı), ödem oluşumunu ve moleküler son noktaları (ısı şoku proteinlerinin, antioksidan enzimlerin, inflamatuar sitokinlerin ve apoptoz, otofaji, endoplazmik retikulum stresi ve endotel hücre hasarının biyobelirteçlerinin ekspresyonu) belirleyin.

3. Termal ön koşullandırma için ayrıntılı EVLP protokolü

  1. Hayvan hazırlama
    1. Kanüller ve cerrahi aletler de dahil olmak üzere gerekli malzemeleri hazırlayın (Şekil 6A, B ve Malzeme Tablosu).
    2. Uygulanan tüm maddeler, perfüzyon akışı ve havalandırma parametreleri için uygun dozajları hesaplamak için hayvanı tartın.
    3. Anestezik karışımı hazırlayın: 80 mg/kg ketamin ve 8 mg/kg ksilazin aynı şırıngada.
      NOT: Anestezik maddeler güvenli bir dolapta saklanmalıdır.
    4. İzotonik salin (1 mL şırınga) içinde vücut ağırlığının 1.7 U/g heparini hazırlayın.
    5. Hayvanı% 5 izofluran (özel bir indüksiyon odasında buharlaştırılmış) kullanarak uyuşturun, ardından hazırlanan anestezik karışımın intraperitoneal enjeksiyonunu yapın. Anesteziyi bir yüz maskesi aracılığıyla %1-2 izofluran ile sürdürün.
      NOT: Kan kaybı sırasında nefes nefese kalmamak için derin anesteziyi sürdürmek önemlidir.
      Operatörü korumak için izofluran ekstraksiyon sistemine sahip bir kurulum kullanın.
      Tüm iğneleri ve şırıngaları uygun biyolojik tehlike ve keskin atık kaplarına atın. Mühürlü keskin ve biyolojik tehlike kapları daha sonra belirlenen atık akışlarına atılır.
    6. Hayvanı boğazdan penis bölgesine kadar tıraş edin ve nemli, ılık kağıt kullanarak kalan tüyleri çıkarın.
    7. Arka pençeyi sıkıştırarak anestezi derinliğini doğrulayın; Refleksler varsa izofluran konsantrasyonunu artırın.
    8. Hayvanı sırtüstü pozisyona getirin ve yapışkan bant kullanarak dört uzvunu da sabitleyin.
  2. EVLP için kalp-akciğer bloğunun çıkarılması
    NOT: Prosedür, farklı adımları zamanında, atravmatik ve yüksek oranda tekrarlanabilir bir şekilde gerçekleştirmek için yoğun eğitim gerektirir. En hassas adım, en iyi sonuçlar için speküler operatif mikroskop kullanılarak büyütme altında gerçekleştirilmesi gereken pulmoner arter kanülasyonudur. Prosedürün tamamı, iyi eğitimli tek bir araştırmacı tarafından gerçekleştirilebilir. Bu tür deneysel bağımsızlığa ulaşmak için, deneyimli bir araştırmacının gözetiminde en az 15 tam prosedür gereklidir.
    1. Boğazın orta hattındaki cildi nazikçe kaldırın ve küçük bir makas kullanarak kaudal ila sefalik eksen boyunca 5 cm'lik uzunlamasına bir kesi yapın.
    2. Tükürük bezi loblarını ayırın ve gırtlak ve trakea açıkça ortaya çıkana kadar kavisli forseps kullanarak fasyayı sternohyoid kaslar üzerinde dikkatlice inceleyin.
    3. Trakeanın altından 4-0 ipek sütür geçirin ve forsepsleri trakeanın altında yerinde bırakarak önceden bağlanmış bir düğüm hazırlayın.
    4. Stahl formülü33'ü kullanarak in vivo ventilasyon ve akciğer alımı için tidal hacmi (Vt) hesaplayın:
      figure-protocol-2× figure-protocol-3
    5. İn vivo ventilasyon ve akciğer tedariki için ayrılmış ventilatörü (Malzeme Tablosuna bakınız) 70 nefes/dak solunum hızı, 0,5 solunan oksijen fraksiyonu (FiO 2 ) ve 3 cm H2O pozitif ekspirasyon sonu basıncı (PEEP) ile hesaplanan tidal hacme ayarlayın.
      NOT: PEEP'i 3 cm H2O'ya ayarlamak için, ventilatörün ekspiratuar kolunu su dolu bir kabın yüzeyinin 3 cm altına yerleştirilmiş platinle kürlenmiş bir silikon tüpe bağlayın.
    6. İki kıkırdaklı halka arasında enine bir kesi oluşturun, havalandırma için 2 mm dış çaplı bir kanül (14 mm uzunluk, EVLP ventilasyon kanülü, Şekil 6B) yerleştirin ve dikişi sıkarak sabitleyin.
    7. Kanülü ventilatöre bağlayın ve ventilatörün ekspiratuar koluna bağlı su dolu kapta kabarcıkların varlığıyla etkili ventilasyonu onaylayın.
    8. Küt uçlu makas kullanarak karın boyunca deriyi kesip periton boşluğuna girin, orta hat karın duvarı kaslarını diyaframa kadar keserek devam edin.
    9. İnferior vena kavayı ortaya çıkarmak için pamuklu çubuklar kullanarak bağırsakları nazikçe kenara çekin.
    10. Hazırlanan heparin solüsyonunu damara enjekte edin ve 5 dakika dolaşmasına izin verin. Ardından, kan kaybı için vena kava ve aortu kesin.
    11. Hayvan tamamen kandan arındırıldıktan ve öldüğü doğrulandıktan sonra, ventilasyonu durdurun ve akciğerlerin sönmesine izin vermek için ventilatörü trakeal kanülden ayırın, bu da sıcak iskeminin başlangıcını işaret eder. Toplam sıcak iskemik süreyi (WIT) 1 saat olarak tutun.
      NOT: Klinik DCD akciğer bağışında bildirilen medyan WIT 33 dakika olmasına rağmen, 60 dakikaya kadar WIT sürelerinin 1 yıllık sağkalım üzerinde zararlı bir etkisi bildirilmemiştir. Bu nedenle, çoğu merkez şu anda WIT34'ün kabul edilebilir bir üst sınırı olarak 60-90 dakika üzerinde hemfikirdir. Daha önce ayrıntılı olarak açıklandığı gibi, sıçan modelimizde 1 saatlik WIT kullanımı bu nedenle klinik senaryo35 ile ilgilidir.
    12. 1 saatlik toplam sıcak iskemik sürenin bitiminden on beş dakika önce (yani, 45 dakikalık sıcak iskemiden sonra), 60 mL'lik bir şırıngayı (bir tutucuya sabitlenmiş) soğuk (4 °C, buzdolabında saklanır) koruma solüsyonu ile doldurun ( Tablo 1'deki bileşime bakınız).
      NOT: Şırınganın alt kısmı hayvanın 20 cm yukarısına yerleştirilmiştir. Şırıngayı buzlu suya batırılmış silikon boru kullanarak PA kanülüne bağlayın (Şekil 6C).
    13. Dokuya zarar vermemek için künt uçlu Lister makası kullanarak medyan sternotomi yapın ve elastik bantlara bağlı künt ekartörler ve akciğerleri açığa çıkarmak için diyaframa bağlı bir mikro sivrisinek kanama durdurucu kullanarak göğüs duvarını dikkatlice geri çekin. Akciğer parankimiyle doğrudan temastan kaçının.
      NOT: Bu adımdan itibaren, doku kurumasını önlemek için, gerektiğinde akciğer yüzeyine az miktarda fizyolojik salin uygulayın.
    14. Kalbin sol ventrikülünün tepesinde bir "X" kesisi yapın ve LA kanülünün daha sonra yerleştirilmesini kolaylaştırmak için makası kalbin içinde sol atriyuma doğru kaydırın.
    15. Ana PA'nın altından 5-0 ipek sütür geçirin ve önceden bağlanmış bir çift düğüm hazırlayın ve dikişi ev yapımı bir tutucu ile bir tarafta tutun (Şekil 6D ve Şekil 7A).
    16. LA kanülünün daha sonra sabitlenmesi için kalbin etrafına ek bir dikiş hazırlayın (Şekil 7B).
    17. Ana PA'da küçük bir kesi yapın ve PA kanülünü yerleştirin, hava kabarcığı oluşmadığından emin olun.
    18. PA kanülü aracılığıyla akciğerlere hemen 25 mL soğuk koruma solüsyonu perfüze edin ve soğuk iskemi süresini başlatın.
      NOT: Bu perfüzyon için yukarıda açıklanan tutucu üzerindeki şırınganın yüksekliğinden pasif basınç kullanın.
    19. Kanülü önceden bağlanmış dikişle yerine sabitleyin.
    20. PA kanülasyonundan hemen sonra, trakeal kanülü ventilatöre yeniden bağlayın ve solunum hızını 25 nefes/dakikaya düşürerek başlangıç ayarlarıyla ventilasyona devam edin.
    21. LA kanülünü sol ventriküldeki kesiden sol atriyuma yerleştirin.
    22. Kanülü önceden bağlanmış ikinci dikişle (kalbin etrafında) sabitleyin, sol atriyumdan akışın engellenmesini önlemeye dikkat edin ve 25 mL hacimdeki soğuk koruma solüsyonunun tamamının geçmesine izin verin (~15 dakika sürer).
    23. Koruma solüsyonu perfüzyonunun sonunda, PA kanülünü bir bulldog kelepçesi (Şekil 7C, mavi daire) ile kelepçeleyin ve borudan ayırın.
    24. Akciğerleri harekete geçirmek için trakea ve çevresindeki dokuları dikkatlice inceleyin.
    25. Akciğerler tamamen şişirilmişken (bir tidal hacim) bir anevrizma klipsi (Şekil 7C, kırmızı daire) kullanarak trakeayı klempleyin.
    26. Kalp-akciğer bloğunu serbest bırakmak için inen aortu ve diğer destekleyici damarları inceleyin ve trakeayı nazikçe kavrayarak kaldırın.
    27. Kalp-akciğer bloğunu yüzüstü pozisyonda koruma solüsyonu içeren bir tabağa yerleştirin ve 1 saatlik toplam soğuk iskemi süresi boyunca 4 °C'de saklayın.
      NOT: Ameliyatın sonunda, biyolojik kalıntıları özel servis tarafından daha fazla ortadan kaldırılması için atık imha torbalarına koyun.
  3. Ex-vivo Akciğer Perfüzyonu ve Termal Ön Koşullandırma
    NOT: Protokolün farklı aşamalarında ilerlemeyi yönlendirmek için ana adımları özetleyen akış şemasına bakın (Şekil 8).
    1. Perfüzyon sıcaklığını 15 °C'ye düşürmek için termostatik su banyosuna bir buz kovası yerleştirin.
    2. Rezervuarı 100 mL perfüzyon ile doldurun ve sistemde dolaşmasına izin verin. Ex-vivo perfüzyon için hücresiz tamponlu hücre dışı çözelti olarak insan albümin bazlı perfüzyon solüsyonunu (Tablo 1'deki bileşime bakınız) kullanın.
    3. Perfüzyonun pH'ını ölçün ve fizyolojik seviyede (7.35-7.45) tutun, buna göre tris(hidroksimetil)aminometan (THAM) tamponu ekleyin.
    4. Kalp-akciğer bloğunu tartın ve anevrizma klipsini trakea üzerinde yerinde tutarken ventilasyon kanülünden başlayarak EVLP sistemine monte edin.
    5. PA kanülünü, akciğer damar sistemine hava kabarcıklarının girmesini dikkatlice önleyerek bağlayın (kabarcık tuzağının dolu olduğundan emin olun).
    6. Birkaç damla perfüzyon solüsyonunun LA kanülünden çıkmasına ve bağlanmasına izin verin.
    7. Drenaj devresine bağlı çıkış hattının yüksekliğini ayarlayarak sol atriyal basıncı 3 mm Hg'ye ayarlayın.
    8. Ağırlık modülünü sıfırlayın ve EVLP boyunca kalp akciğer bloğunun ağırlığındaki değişimi izleyin.
    9. Lindstedt ve Schaeffer tarafından geliştirilen formülü kullanarak teorik kalp debisini (CO) hesaplayın:
      figure-protocol-4
    10. Perfüzyonu başlatın (teorik CO'nun %2'si) ve Tablo 2'de belirtildiği gibi perfüzyon akışını (teorik CO'nun %7,5'i) ve sıcaklığı belirtilen parametrelere göre kademeli olarak artırın.
      NOT: EVLP sırasında, perfüzyon akışı hesaplanan teorik CO'nun %2 ila %7,5'i arasında ayarlanır. Bu düşük perfüzyon akışı, pulmoner arter basıncını normal aralıklarda tutmaya ve özellikle sıcak iskemik hasarlı akciğerlerde erken pulmoner ödem riskini azaltmaya izin verir. Bu, kullanıcıların hazırlığı uzun süre sürdürmelerine olanak tanır. Diğer araştırmacılar, sıçan EVLP'si için karşılaştırılabilir akışlar kullanırken, bazıları teorik CO38'in %20'sine kadar akışlar kullandı.
    11. Su banyosunun sıcaklığını kademeli olarak artırarak perfüzyonun sıcaklığını ayarlayın.
      NOT: Olası yaralanmaları önlemek için ellerinizi tüm ısıtma ekipmanlarından uzak tutmaya dikkat edin.
    12. Perfüzyon sıcaklığı 35 °C'ye ulaştığında, anevrizma klipsini trakeadan çıkararak ve ex-vivo ventilasyon için ayrılmış ventilatörü başlatarak mekanik ventilasyonu başlatın (bkz.
      NOT: Basınç kalibrasyonu, iki noktalı kalibrasyon (0 ve 30 cm H2O) kullanılarak her 14 günde bir gerçekleştirilir. Tüp kalibrasyonu, tüplerin ve kanülün direnciyle ilgili dış faktörleri düzeltmek için programlanmış bir protokole göre her kullanımda gerçekleştirilir.
      1. Hava yolu basıncının eşzamanlı ölçümü ile akciğer hacminin kademeli olarak artırılmasına yönelik programlanmış bir protokole göre, özel zaman noktalarında solunum sinyallerinin ve akciğer kompliyansının sürekli kayıtlarını sağladığından, ventilatör ayarları ve veri toplama için başvurulan yazılımı kullanın (bkz. akış şeması, Şekil 8).
      2. Uyumluluk daha sonra basınç hacmi döngüsünün söndürme koluna (Salazar-Knowles denklemi) takılan bir denklemle otomatik olarak hesaplanır.
      3. Tüm ventilasyon verilerini görüntüleyin, özel bir kişisel bilgisayarda saklayın ve bir elektronik tabloya aktarın. Seçilen zaman noktalarında verileri çıkarın, başka bir elektronik tabloya aktarın ve ardından istatistiksel analiz yazılımına kopyalayıp yapıştırın.
    13. Solunum hızını ve tidal hacmi 10 dakika boyunca sırasıyla 7 vuruş/dakika ve 3 mL/kg'a ayarlayın ve ardından 10 dakika boyunca 15 vuruş/dakika ve 6 mL/kg'a ve son olarak EVLP'nin sonuna kadar 30 vuruş/dakika ve 6 mL/kg'a yükseltin. EVLP boyunca pozitif ekspirasyon sonu basıncını (PEEP) 3 cm H2O'ya ayarlayın (Tablo 2).
    14. Hava yolu basıncını 6 saniye boyunca 15 cm H2O'ya ayarlayarak atelektaziyi önlemek için her 30 dakikada bir EVLP'de bir işe alım manevrası uygulayın.
    15. 1 saat, 2 saat, 3 saat, 4,5 saat ve 6 saat EVLP'de, akciğer kompliyansını ve pik inspiratuar basıncı (Pmax) belirlemek için toplam akciğer hacmi 10 mL/kg vücut ağırlığına kadar kademeli bir akciğer şişirme uygulayın.
      NOT: Uygunluk ölçümleri, yukarıda açıklanan bir işe alım manevrasını takiben gerçekleştirilir.
    16. 60 dakikalık EVLP'den sonra giriş PA kanülünde 37 °C'ye ulaşmak için perfüzyon sıcaklığını artırın.
    17. 60 dakikalık EVLP'den sonra ex-vivo ısıtma protokolünü başlatın.
    18. Şekil 2, Şekil 3 ve Şekil 4-5'te gösterildiği gibi, giriş PA kanülünde 41,5 °C'ye ulaşmak için su banyosu sıcaklığını 43 °C'ye yükseltin (bu ~ 5 dakika sürer).
    19. Bu sıcaklığı 60 dakika ila 90 dakika EVLP (toplam 30 dakika) arasında tutun.
      NOT: Önceki çalışmamızda, 30 dakika boyunca 41.5 °C'nin tüm akciğer29 seviyesinde termal hasarı teşvik etmediğini gösterdik. Bu gibi durumlarda termal hasarı test etmek için spesifik in vitro hücre canlılığı testleri yapmadık.
    20. 30 dakikalık ısıtmadan sonra, giriş kanülündeki sıcaklığı hızla (5 dakika) tekrar 37 °C'ye ayarlamak için su banyosuna buz ekleyin.
      NOT: Kontrol grubunda, perfüzyon sıcaklığı, termal ön koşullandırma uygulaması olmaksızın EVLP boyunca 37 °C'de tutulur (bkz. Bir "sahte ısıtma" grubu dahil etmiyoruz (örneğin, sıcaklık artışı olmadan su banyosu ısı ayarı ile).
    21. EVLP'nin sonuna kadar giriş PA kanülünde perfüzyon sıcaklığını 37 °C'de tutun.
    22. Şekil 1-2B'de gösterildiği gibi, devreye bağlı örnekleme portlarından birinden (akciğer preparasyonunun yukarı veya aşağı akışı) 1 saat, 2 saat, 3 saat, 4.5 saat (her zaman noktasında 1-2 mL) ve 6 saat (10 mL) EVLP'de perfüzyon çözeltisi örnekleri toplayın. Gaz analizleri için numuneleri hemen kullanın (CG4+ kartuşu kullanılarak pH, PCO2 ve PO2 ölçümü). Daha fazla biyokimyasal ölçüm için numuneleri santrifüjleyin (500 × g, 4 °C'de 10 dakika) ve berrak süpernatanı kullanana kadar -80 °C'de tutun.
    23. 6 saatlik EVLP'den sonra, anevrizma klipsini trakeaya tekrar uygulayın (akciğer tamamen şişirildikten sonra) ve PA kanülünü bir bulldog kelepçesi ile klempleyin.
    24. Nihai ağırlığını elde etmek için kalp-akciğer bloğunu tartın.
      NOT: EVLP sırasında ağırlıktaki artış, nihai ve başlangıç ağırlıkları arasındaki fark olarak değerlendirilebilir veya yukarıda açıklanan ağırlık modülü ile EVLP sırasında sürekli olarak izlenebilir.
    25. Tek tek lobları ayırarak akciğerleri dikkatlice inceleyin.
    26. Dokuyu sonraki uygulamalar için koruyun: sıvı nitrojen içinde anında dondurun ve biyokimyasal analizler için -80 °C'de saklayın veya histolojik değerlendirme için paraformaldehit (PFA) içinde sabitleyin. Sol akciğer tutulabilir ve akciğer nakli için hazırlanabilir.

4. İstatistikler

  1. Hayvanları belirli tedavi gruplarına tahsis edin (kontrole karşı termal ön koşullandırma, n = 5/her deneysel son nokta için grup).
    NOT: Hayvanları rastgele bir veya diğer gruplara atamıyoruz, ancak gruplar her gün dönüşümlü olarak yapılıyor. Protokol (ısı ve kontrol), deneyler sırasında perfüzyonun sıcaklığının kesin olarak bilinmesi gerekliliği nedeniyle kör bir şekilde gerçekleştirilemez. Buna karşılık, biyolojik ve histolojik analizler, tahsis edilen tedavi grubu tanımlanmadan kör bir şekilde yapılır.
  2. Verileri analiz edin.
  3. Sonuçları SEM ± ifade edin.
  4. Kolmogorov-Smirnov testini kullanarak verilerin normal dağılımını doğrulayın.
  5. Zaman noktası deneyleri için, iki yönlü ANOVA kullanarak zaman ve grup tahsisinin etkilerini değerlendirin, ardından referans olarak 1 saat kullanarak Sidak'ın grup etkileri için post-hoc testi ve zaman etkileri için Bonferroni düzeltmesi yapın. 0,05< bir p değerini istatistiksel olarak anlamlı olarak kabul edin. ANOVA'yı uygulamadan önce normal olmayan dağılım durumunda verilerin günlük dönüşümünü göz önünde bulundurun.
  6. Histolojik analizler için, perivasküler ödemi 10 alan/kesitte ölçerek her numunenin akciğer hasarı skorunu (kör bir şekilde) belirleyin.
    1. Perivasküler ödemi olan damarların nispi sayısını kullanın (A): 0: yok; 1: hafif (%<25); 2: orta (%25-50); 3: şiddetli (%>50).
    2. İç damar çaplarının yüzdesi olarak hesaplanan perivasküler ödem kalınlığını (B) kullanın (0: ödem yok; 1: <25; 2: %25-50; 3: %>50).
    3. 10 puanını hesaplamak için incelenen31 bölümdeki A + B toplamını kullanın.
    4. Parametrik olmayan Mann-Whitney testini kullanarak (verilerin normal dağılımı olmaması nedeniyle) istatistiksel karşılaştırmalar yapın, anlamlılık p < 0.05'e atanmıştır.

Sonuçlar

Pulmoner arter basıncı (PAP), hesaplanan pulmoner vasküler direnç ve statik pulmoner kompliyans (SPC) ve pik hava yolu basıncı (Pmax) dahil olmak üzere ventilasyon parametreleri dahil olmak üzere akciğer fizyolojik değişkenleri prosedür boyunca sürekli olarak izlenir. Ayrıca ağırlık modülü, akciğerdeki sıvı birikiminin dolaylı olarak ölçülmesini sağlayarak ödem oluşumunun değerlendirilmesine olanak tanır. Kontrol akciğerlerine (Ctrl) göre termal ön koşullandırmanın (TP) faydaları arasında SPC'nin iyileştirilmesi (Şekil 9A, her zaman noktasında SPC'nin ilk SPC değerine oranı olarak ifade edilir, n = 5/grup) ve EVLP sırasında akciğer kilo alımının azaltılması (Şekil 9B, n = 5/grup) yer alır. Veriler SEM ± araçlar olarak sunulmaktadır.

Perfüzyon sıvısı, çeşitli biyobelirteçler için test edilebilir. Örneğin, termal ön koşullandırma, EVLP'nin sonunda bir endotel hücre biyobelirteci olan von Willebrand'ın (vWF) önemli ölçüde azaltılmış bir salınımı ile ilişkilidir (Şekil 9C, n = 5/grup, ± SEM anlamına gelir).

EVLP sonunda elde edilen akciğer dokusunun morfolojik analizleri histoloji ve immünohistokimyayı içerir. Hematoksilen ve eozin (H & E) boyalı bölümlerin örnekleri Şekil 9D'de gösterilmiştir, termal ön koşullandırmaya maruz kalan akciğerlerde azalmış histolojik hasarı gösterir, akciğer hasarı skoru olarak ifade edilir (Şekil 9E, n = 5/grup). Skor, perivasküler ödemin 10 alan/kesitte ölçülmesiyle belirlendi (bkz. protokol adımları 4.6.1 ve 4.6.2). İncelenen 10 bölümdeki A + B toplamı31 puanını hesaplamak için kullanıldı.

EVLP'nin sonunda akciğer dokusundaki moleküler analizler, RNA veya protein ekspresyon profilini içerir. Örnek olarak, indüklenebilir ısı şoku proteini HSP70'in protein ekspresyon seviyeleri, termal ön koşullandırmaya maruz kalan akciğerlerde ısı şoku tepkisinin gelişimini göstermek için ELISA ile ölçülebilir (Şekil 9F, farklı EVLP sürelerine sahip bir zaman süreci deneyini göstermektedir, n = 5/grup her zaman noktasında). TP grubunda HSP70 ekspresyonu 3 saatlik EVLP'den sonra, yani TP'nin bitiminden 90 dakika sonra zirve yaptı ve bundan sonra EVLP'nin sonuna kadar sabit kaldı. Veriler SEM ± araçlar olarak sunulmaktadır.

figure-results-1
Şekil 1: EVLP platformunun açıklaması. (1) Perfüzyon için çift cidarlı rezervuar. (2A) Perfüzyon sirkülasyonu için makaralı pompa. (2B) Perfüzyon numunesi alma için makaralı pompa (biyokimyasal ölçümler ve gaz analizleri). (3) Termostatik su banyosu. (4) Bir gaz tankına bağlı membran gaz eşanjörü (gösterilmemiştir). (5) Sol Atriyal Basınç sensörü. (6) Isıtmalı ve sızdırmaz oda. (7) EVLP ventilatörü. (8) Sıcaklık probu ve termometre. (9) Elemanları Şekil 2'de detaylandırılan kalp-akciğer bloğu için bağlantı platformu. (Not: PA basınç sensörü görünmez). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Şekil 2: Kalp-akciğer bloğu için bağlantı platformu. (1) Pulmoner artere giriş kanülü. (2) Sol atriyumdan çıkış kanülü. (3) Trakeal kanül bağlantısı. (4) Ağırlık modülü. (5) Giriş kanülüne sıkıca tutturulmuş şirket içi tasarlanmış sıcaklık probu. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: Sinyal dönüştürücüler/amplifikatörler ve Analog/Dijital dönüştürücü kutusu. (A). Pulmoner arter basınç dönüştürücüsü/yükselticisi. (B). Pompa hızı akış kontrolörü. (C). Sol atriyal basınç dönüştürücü/amplifikatör. (D). Akciğer ağırlığı modülü. (E). Analog/Dijital dönüştürücü. (F). Veri görüntüleme ve kaydetme için kişisel bilgisayar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-4
Şekil 4: EVLP sırasında perfüzyonatın sıcaklık bakımı. (1) Termostatik su banyosu. (2) Termostatik su banyosundan gelen suyun dolaştığı çift cidarlı cam hazneli perfüzyon haznesi. (3) Termostatik su banyosuna bağlı ısıtılmış su kabının içindeki ısıtma bobini borusu. (4) Su banyosundan ılık su sirkülasyonu için çift cidarlı cam hazneli organ odası. (5) Elektronik termometre ve şirket içi tasarlanmış sıcaklık probu, giriş kanülüne sıkıca tutturulmuştur. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-5
Şekil 5: Termal ön koşullandırma için en uygun sıcaklığın belirlenmesi. (A) Farklı ısıtma sıcaklıklarının değerlendirilmesi için EVLP Protokolü. 60 dakikadan 90 dakikaya kadar EVLP, belirtilen sıcaklıklarda perfüzyon sıcaklığı artırıldı. EVLP'nin 90 dakikasında, çeşitli fizyolojik ve moleküler ölçümlerin yapıldığı EVLP'nin sonuna kadar 90 dakika boyunca sıcaklık 37 °C'ye döndürüldü. (B) Farklı ısıtma sıcaklıklarının fizyolojik ve moleküler parametreler üzerindeki etkilerinin sonuç özeti (yeşil olumlu etkileri; kırmızı olumsuz etkileri ve turuncu karışık etkileri gösterir). 41,5 °C'lik ısıtma sıcaklığı en koruyucu etkiyi sağladı. Kısaltmalar: EVLP = ex-vivo akciğer perfüzyonu; TP = termal ön koşullandırma. Bu rakam Ojanguren ve ark.21'den değiştirilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-6
Şekil 6: Cerrahi malzeme. (A) Kalp-akciğer bloğunun çıkarılması için aletler: Anevrizma klipsi tutucusu ve anevrizma mikroklipsi (Yaşargil sistemi), bulldog kelepçesi, makas, mikro makas, elastik bantlara bağlı ekartörler. (B) Pulmoner arter (PA), sol atriyum (LA) ve trakea için EVLP kanülleri. (C) Akciğerlerin soğuk perfüzyon yıkaması için ev yapımı perfüzyon sistemi. Hayvandaki PA seviyesi ile şırınganın tabanı arasındaki mesafe 20 cm olarak ayarlanmıştır. ( C) Ev yapımı tutucu. (Gösterilmemiştir: cerrahi mikroskop, ventilatör ve anestezi kurulumu). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-7
Şekil 7: Cerrahi hazırlığın temsili resimleri (A) Pulmoner arter çevresinde önceden bağlanmış düğüm. (B) Kalbin ucuna önceden bağlanmış düğüm. (C) PA kanülünde Bulldog kelepçesi (mavi daire) ve trakeada anevrizma klipsi (kırmızı daire). Kısaltma: PA = pulmoner arter. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-8
Şekil 8: Akış Şeması. Protokolün farklı aşamalarında ilerlemeye rehberlik edecek önemli adımlar. 1 saat ile 1,5 saat EVLP arasındaki süre, grup atamasına göre (kontrol ve termal ön koşullandırma) tedavi protokolünü belirtmek için büyütülür. Kısaltmalar: CI = soğuk iskemi; EVLP = ex-vivo akciğer perfüzyonu; PA = pulmoner arter; SPC = statik pulmoner kompliyans; TP = termal ön koşullandırma; WI = sıcak iskemi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-9
Şekil 9: Hasarlı sıçan akciğerlerinde termal ön koşullandırmanın etkilerinin temsili sonuçları. 1 saatlik sıcak iskemi nedeniyle hasar gören akciğerler, 6 saat boyunca EVLP sisteminde perfüze edildi. 60 ila 90 dakikalık EVLP'den bir grup akciğer, 41.5 °C'de (TP grubu) termal ön koşullandırmaya tabi tutuldu. EVLP boyunca bir kontrol grubu akciğer 37 °C'de tutuldu. (A) Kontrolde (Ctrl, n = 5) ve TP akciğerlerinde (n = 5) başlangıç değerinin oranı olarak ifade edilen statik pulmoner kompliyans (SPC). SPC, TP akciğerlerinde daha iyi korunmuştur. (B) Kontrolde EVLP sırasında akciğerlerin kilo alımı (n = 5) ve TP akciğerleri (n = 5). TP grubunda ödem oluşumunda anlamlı azalma oldu. (C) Endotel hücre biyobelirteci von Willebrand Faktörünün perfüzyonundaki salınım, TP grubunda (n = 5) kontrollere (n = 5) kıyasla baskılanmıştır. (D) Kontrol (n = 5) ve TP akciğerlerinde (n = 5) EVLP'nin sonunda akciğer makroskopik ve mikroskobik (hematoksilen-eozin boyama) görünüm. (E) Akciğer hasarı skoru (histolojik hasarın ölçülmesi için) TP grubunda (n = 5) kontrol grubuna (n = 5) kıyasla daha düşüktü. (F) Kontrol ve TP gruplarında 1, 2, 3, 4.5 ve 6 saat EVLP'den sonra ölçülen akciğer dokusu ekstraktlarındaki indüklenebilir ısı şoku proteini HSP70'in protein seviyeleri (n = her zaman noktasında 5/grup), TP grubunda belirgin ısı şoku tepkisi gösterir. TP grubunda HSP70 ekspresyonu, 3 saatlik EVLP'den sonra (TP'nin bitiminden 90 dakika sonra) zirve yaptı ve daha sonra EVLP'nin sonuna kadar sabit kaldı.
Tüm grafikler ± SEM anlamına gelir. Zaman süreci deneyleri (A-C,F) için, istatistiksel karşılaştırmalar iki yönlü ANOVA kullanılarak yapıldı, ardından grup etkisi için Sidak'ın testi ve zamanın etkisi için Bonferroni'nin ayarlamaları (referans olarak 1 saatlik süre ile) yapıldı. Akciğer hasar skoru (E) için istatistiksel karşılaştırmalar Mann-Whitney testi kullanılarak yapıldı. * p < 0.05 (gruplar arası farklar), † p < 0.05'e karşı 1 saatlik EVLP. Kısaltmalar: Ctrl = kontrol; EVLP = ex-vivo akciğer perfüzyonu; HSP70 = ısı şoku proteini 70; SPC = statik pulmoner kompliyans; TP = termal ön koşullandırma. Parapanov ve ark.23'ten modifiye edilmiştir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 1: Protokolde kullanılan çözümlerin bileşimi. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 2: Perfüzyon akışı, giriş sıcaklığı (pulmoner arter kanülü seviyesinde) ve zaman içinde ventilasyon için EVLP ayarları. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 3: Sorun Giderme. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tamamlayıcı materyaller. Bu Dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Tekrarlanabilir ve fizyolojik olarak ilgili bir sıçan EVLP modelinin geliştirilmesi, akciğer nakli araştırmalarında ileriye doğru atılmış önemli bir adımı temsil etmektedir. Sıçan ve insan akciğeri arasındaki önemli tür farklılıklarına (yakın zamanda1'de gözden geçirilmiştir), özellikle sıçan akciğerinin daha fazla savunmasızlığına rağmen, sıçan EVLP modeli, yüksek tekrarlanabilirlik ve düşük maliyetle farmakolojik ve farmakolojik olmayan müdahaleler sunar. EVLP, donör akciğer fonksiyonunu değerlendirmek, iskemi-reperfüzyon hasarı gibi klinik yaralanma senaryolarını simüle etmek ve transplantasyondan önce terapötik müdahaleleri uygulamak için benzersiz bir platform sunar 2,39,40. Bu bağlamda, sıçan EVLP modeli, sıkı bir şekilde kontrol edilen koşullar altında yüksek verimli mekanik araştırmalara olanak tanır33. Son yıllarda, birkaç grup sıçan EVLP tekniklerinin geliştirilmesine katkıda bulunmuştur. Nelson ve ark. temel prosedür rehberliği sağladı39. Wang ve ark. dolaşım ölümü (DCD) simülasyonu41'den sonra bağışı taklit etmek için uyarlanmış modüler bir EVLP kurulumu önerdi. Gouchoe ve ark. yapay oksijen taşıyıcıları42 kullanarak yeni perfüzyon formülasyonlarını araştırdı ve Oliveira ve ark. uzun soğuk iskemi korumasından sonra inflamasyona odaklandı38. Bu mevcut bilgilere dayanarak, mevcut protokolümüz, sıcak iskemi ile hasar görmüş sıçan akciğer greftlerinin yenilenmesi için endojen koruyucu mekanizmaları aktive etmek üzere tasarlanmış yeni, farmakolojik olmayan bir strateji, yani termal ön koşullandırma sunmaktadır. DCD koşullarını simüle eden hasarlı akciğer modelimiz, erkek Sprague-Dawley sıçanlarında33 gerçekleştirildi.

Bu protokolün oluşturulması, akciğer canlılığını ve tekrarlanabilirliğini kritik bir şekilde etkileyen teknik olarak zorlu birkaç adıma dikkat edilmesini gerektirdi. Parankimal hasarı önlemek için akciğer alımı minimal manipülasyonla yapılmalıdır. Anestezi derinliği, nefes nefese kalmanın neden olduğu akciğer tıkanıklığını ve zayıf kan kaybını önlemek için çok önemlidir. Kanülasyon ve devre hazırlama sırasında hava kabarcıklarından kesinlikle kaçınılması esastır, çünkü küçük emboliler bile ödemi hızlandırabilir43. Yaygın protokol zorlukları için özel sorun giderme önerileri Tablo 3'te belirtilmiştir. Ventilasyon ve perfüzyon ayarları güvenli sınırlar içinde ayarlanabilirken, barotravma veya volutravmayı önlemek için akciğer koruyucu stratejiler sürdürülmelidir44. Perfüzyon akışı, domuzlar ve insanlar gibi daha büyük modellerde %40'a kıyasla, sıçanlarda tahmini kalp debisinin %20'sine kadar artırılabilir, ancak dikkatli bir şekilde titre edilmelidir45. Protokolümüzde, pulmoner arter basıncındaki dalgalanmaları ve sıcak iskemik hasarlı akciğerlerde erken pulmoner ödem gelişimini önlemek için daha düşük perfüzyon akışı (teorik kalp debisinin %7,5'i) kullanıyoruz ve böylece daha uzun süreli hazırlığa izin veriyoruz. Bazı laboratuvarlar inflamasyonu azaltmak için perfüzyon sırasında kortikosteroidler uygulasa da46,47, bilinen anti-inflamatuar etkileri bazı deneysel sonuçları karıştırabilir ve bu nedenle bunları akciğer hasarı ve inflamatuar süreçleri inceleme yeteneğini korumak için modelimizde kullanmıyoruz.

Termal ön koşullandırma hassas sıcaklık kontrolü gerektirir. Rezervuardan akciğere giden boru boyunca ısı kaybedildiğinden, preparasyon içindeki hedefe ulaşmak için perfüzyon sıcaklığı giriş kanülünde izlenmeli ve su banyosu ayarı istenen giriş sıcaklığının biraz üzerinde tutulmalıdır. Doğruluğu sağlamak için sensörler Çok Kanallı PCE-T 1200 Dijital Termometre kullanılarak yıllık olarak kalibre edilir.

Bulgularımız aynı zamanda geleneksel ısı terapisinin temel sınırlamalarını da ele alıyor. Sistemik ısı uygulaması, kesin olmayan sıcaklık regülasyonu, sistemik yan etkiler ve organ özgüllüğünün olmaması nedeniyle kısıtlanmaktadır. EVLP, kontrollü, lokalize bir ortam sağlayarak bu engelleri aşar ve termal stresin doğrudan akciğer dokusuna hassas bir şekilde iletilmesine izin verir29. Bu yöntem, termal hasarı tetiklemeden koruyucu hücresel tepkiyi optimize etmek için iki kritik parametre olan termal stresin hem büyüklüğünün hem de süresinin titiz bir şekilde modülasyonunu sağlar. Ayrıca, EVLP platformumuz moleküler, histolojik ve fonksiyonel analizler dahil olmak üzere birden fazla aşağı yönlü değerlendirmeye izin verir. Daha da önemlisi, EVLP'ye tabi tutulan akciğerler de nakledilebilir, bu da EVLP sonrası greft fonksiyonunun in vivo29 doğrudan değerlendirilmesine izin verir. Böylece model, hem izole organ hem de nakil sonrası seviyelerde değerlendirmeyi destekler. Bu bağlamda, EVLP sırasında 41,5 °C'ye geçici olarak maruz kalma olan termal ön koşullandırmanın entegrasyonu umut verici bir müdahale olarak ortaya çıkmaktadır. Bu yöntem, ısı şoku tepkisini ve diğer strese uyum sağlayan yolları uyararak, farmakolojik karıştırıcılar olmadan greft esnekliğini artırır. Sonuçlarımız, termal ön koşullandırmanın akciğer grefti fizyolojisini iyileştirdiğini, ödem oluşumunu ve hücresel hasarın inflamatuar mediatörlerinin ve biyobelirteçlerinin salınımını azalttığını göstermektedir (ısıl işlem görmüş akciğerlerin EVLP perfüzyonunda azaltılmış von Willebrand faktörü seviyeleri ile örneklendiği gibi). Morfolojik analizler, yapısal hasarın azalması ve doku bütünlüğünün korunmasıyla bu müdahalenin koruyucu etkisini daha da desteklemektedir. Deneysel sıçan EVLP verilerinin çoğu erkeklerde üretilmiştir ve bu da cinsiyete özgü içgörüyü sınırlamaktadır; İki çalışma, kadınlarda farklı sonuçlar bildirdi - birinde reperfüzyon hasarını azalttı ve diğerinde inflamasyonu artırdı 48,49. Çalışmamızda erkekler kullanılmasına rağmen, daha önce kadınları29 kullanan bir domuz EVLP modelinde TP faydalarını gözlemledik, bu da cinsiyetler arasında alaka olduğunu düşündürdü.

Yöntemimizin önemli kısıtlamaları ve sakıncaları vurgulanmalıdır. İlk olarak, akciğerlerin istenen gerçek sıcaklıkla perfüze edilmesini garanti etmek için, ikincisi, sıcaklık sensörü sıkıca uygulanarak giriş kanülünde izlenmelidir. İkincisi, sıcaklık değişimlerinin çok kısa süreler içinde elde edilmesi zorunludur, bu da ısıtma için hızlı tepki veren bir termal su banyosunun kullanılmasını ve hızlı soğutma için su banyosuna buz eklenmesini gerektirir. Üçüncüsü, ısı stresine verilen fizyolojik tepki, kullanılan türe göre farklılık gösterebilir ve büyük ölçüde stresin düzeyine ve süresine bağlıdır. Bu nedenle, bu protokolün farklı hayvan türlerine veya insan akciğerlerine uygulanması durumunda, çeşitli süreler boyunca çeşitli ısıtma sıcaklıkları kullanılarak pilot deneyler yapılması ve uygulanan ısı stresinin hem koruyucu hem de potansiyel zararlı etkilerine ilişkin spesifik son noktaların değerlendirilmesi zorunludur. Dördüncüsü, ısıya duyarlı genlerin kinetik ekspresyonu nedeniyle, termal ön koşullandırmanın etkileri, ısı stresi uygulamasını takiben geri kazanım süresine bağlıdır. Bu konudaki son yayınımızda gösterildiği gibi, ısı uygulamasının bu tür zamana bağlı etkilerini değerlendirmek için farklı ısı sonrası stres süreleri (yani, farklı EVLP süreleri ile) kullanan deneyler gereklidir30.

Toplamda, mevcut çalışmamız, marjinal donör akciğer kalitesini iyileştirmek için uygulanabilir bir strateji olarak termal ön koşullandırmayı içeren ayrıntılı, tekrarlanabilir bir sıçan EVLP protokolü oluşturmaktadır. Protokol ölçeklenebilir ve daha büyük hayvan veya insan EVLP sistemlerine uyarlanabilir, bu da translasyonel uygunluğunu güçlendirir. Bu model, hem metodolojik titizlik hem de fizyolojik doğruluk sağlayarak, iskemi-reperfüzyon hasarını azaltmayı ve nakil sonrası akciğer grefti sonuçlarını iyileştirmeyi amaçlayan farmakolojik olmayan müdahaleleri keşfetmek için yeni yollar açar.

Açıklamalar

Yazarların beyan edecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

İsviçre Ulusal Bilim Vakfı'ndan (Nr 310030_212252) TK ve LL'ye verilen bir hibe ile desteklenmiştir.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
genel ekipman
Anevrizma klibi B. BraunFE762K
Hava/yüzey boncuk termal sensörüTES Elektrik Elektronik Kurumu/Distrelec AGTP01/176-67-162
Küt RetraktörlerGüzel Bilim Araçları18200-09
Bulldog SerafinesGüzel Bilimler Aracı18051-50
Gaze Compresses Promedikal25404
Anestezi için bağlantı kitiHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3076
Pamuk ÇubuklarıUygulamalı SA6001109
Makas DiseksiyaB. Braun BC165R
Fare için yüz maskesiTem SegaPFM0006
Heparin 5000 U/mLB. Braun3522430
Anestezi için indüksiyon odasıHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı50-0116
İris Diseksiyon Pensetleri Tam KıvrımlıEskülap  OC022R
İzofluranProvet AG2222
İzofluran buharı 19.3Rothacher tıpCV30-310 O2/Air
iSTAT4 kartuşAxon lab AG03P85-25
Ketasol 100 (100 mg/mL)Dr. E. Graeub AGQN01AX03
Lister makas  B. BraunBC876R
Mikro Makas, Eğimli Küt/KütAesculap FM011R
Micro-Adson ForsepsGüzel Bilimler Aracı11018-12
Mikro-Sivrisinek HemostatlarıGüzel Bilimler Aracı13011-12
Microscop OPMI MDUZeiss267067
NaCl 0,9 % B. Braun534534
İğne 23 G x 25 mmBD Microlance 4300800
İğne 25 G x 25 mmBD Microlance 3300400
Perfadex (koruma çözümü)Xvivo perfüzyon AB19811
Perfüzyon şırınga 60 ml luer kilidiBD plastik300865
RasorAesculap GT-421
ÖlçekMettler toledoPB602-L
İpek dikiş 4-0B. BraunF1134035
İpek dikiş 5-0B. BraunF1134027
Steen (perfüzyon çözeltisi)Xvivo perfüzyon AB19004
Cerrahi eldivenlerAnsell93-843
Şırınge 1 mL, Omnifix-FB. Braun9161406V
BantLeukofix02136-00
TermometreTES Elektrik Elektronik Kurumu1303
Formol  içeren tüpler;Biosystems Switzerland AG87-0960-00-10113
Ventilatör (EVLP) (EVLP protokolüne göre gelgit hacmini ayarlayın)FlexiventFX3
Ventilatör (akciğer alımı)  (Gelgit hacmi: 7.69*(vücut ağırlığı (kg))^1.04) olarak ayarlandı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı683
WEITLANER RetractorB. BraunBV073R
Xylasol (1 mg/mL)Dr. E. Graeub AGQN05CM92
Yasargil uygulayıcısıB. BraunFE502T
IPL-2 EVLP sistemi
Pozitif basınç için adaptörHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3635
AME 14- SC0062 pompa borusu (tygon) 3 stop yakalı, 12 tane paketHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0126
AME 24- SC0072 pompa borusu (tygon) 3 stop yakalı, 12 adet paketHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0155
İzole perfüze akciğer boyutu 2 (IPL-2) tipi 829/2 için temel üniteHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-2266
Fiber oksijenatör D150 için bağlantı kitiHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3765
Sensörlü EBM Ödem Denge Modülü (EBM)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-4626
Fiber oksijenleyici tip D150, 5 adet paketHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3762
OP-tablo boyut 5 için aort veya trakeal kanülün sıkıştırılması için tutucuHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3855
Oksijenatörler için tutucuHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3061
HSE Ağırlık Ölçüm SistemiHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-4604
Windows 2000, XP, Windows 7 için HSE-BDAS temel veri toplama yazılımıHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-1712
HSE-USB veri toplama donanımı, Windows 10 veya 11 için bağımsız USB kutusuHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3330
ISM 827/230 V rulo pompa reglo analog, 4 kanal, 0.003-35 ml/dakika (2 x)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0114
Sol atrium kanülü (DD 4.0 mm)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0712
1/16" fitingli mini akışlı oksijen elektrodu (isteğe bağlı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-4189
Tutuculara fiber oksijenatör tip D150 montaj kitiHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3759
Tek yönlü 9500 tipi stop (biri PA için, biri LA için)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0097
OPPM plugsys oksijen kısmi basınç modülü tip 697  (İsteğe bağlı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0210
Plugsys temel sistem kasa tipi 603Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0045
pO2 sıfır çözelti 20 paket 20 ml  (İsteğe bağlı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3812
Basınç dönüştürücü P75 tip 379/HSE, aralık -75 ile + 75 mm Hg (PA, LA)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0020
Pulmoner arter kanül (OD 2,0 mm, Baş çapı, 2,5 mm)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0711
Tampon çözeltisi için rezervuar (kaplamalı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3496
Perfüzyon tip 704 için SCP plugsys servo kontrolörüHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-2806
Bir pO2 veya pCO2 mini sensör  için koruma kılıfı; (İsteğe bağlı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-4196
Tek bir O2 veya CO2 sensörü  için küçük montaj plakası; (İsteğe bağlı)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3000
TAM-A plugsys dönüştürücü amplifikatör modülü tip 705/1 (biri PA için, biri LA için)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0065
Termostatik sirkülatör E 103 (3 L)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0125
Üç yönlü stop tipi 9560 R (biri PA için, biri LA için)Hugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-0096
Sıvı hattı kapatma vanalı jacked buffer rezervuarı için tüp setiHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3456
Ventilasyon kanülü (trakeal) OD 2.0 mm, L 14 mmHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı73-3384
Bilgisayar yazılımları
Windows 2000, XP, Windows 7 için HSE-BDAS temel veri toplama yazılımıHugo Sachs Elektronik- Harvard AparatıV2.0
ExcelMicrosoft2502, Microsoft 365
FlexiwareScireq8
GraphPad PrizmasıGraphPad Software Inc.10.0.1
Sprague-Dawley fareleri Charles River Laboratuvarları (Saint-Germain-Nuelles, Fransa)  

Kaynaklar

  1. Wang, A., Ali, A., Keshavjee, S., Liu, M., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion for donor lung assessment and repair: A review of translational interspecies models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (6), L932-L940 (2020).
  2. Watanabe, T., Cypel, M., Keshavjee, S. Ex vivo lung perfusion. J Thorac Dis. 13 (11), 6602-6617 (2021).
  3. Kukreja, J., Chen, J., Brzezinski, M. Redefining marginality: Donor lung criteria. Curr Opin Organ Transplant. 25 (3), 280-284 (2020).
  4. Lyengar, A., Schiazza, A., Cantu, E. 3rd Ex-vivo lung perfusion therapies: Do they add value to organ donation. Curr Opin Organ Transplant. 27 (3), 204-210 (2022).
  5. Porteous, M. K., Diamond, J. M., Christie, J. D. Primary graft dysfunction: Lessons learned about the first 72 h after lung transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 20 (5), 506-514 (2015).
  6. Shah, R. J., Diamond, J. M. Primary graft dysfunction (pgd) following lung transplantation. Semin Respir Crit Care Med. 39 (2), 148-154 (2018).
  7. Shepherd, H. M., et al. Innate immunity in lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (7), 562-568 (2021).
  8. Talaie, T., et al. Ischemia-reperfusion injury in the transplanted lung: A literature review. Transplant Direct. 7 (2), e652(2021).
  9. Capuzzimati, M., Hough, O., Liu, M. Cell death and ischemia-reperfusion injury in lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 41 (8), 1003-1013 (2022).
  10. Cantu, E., et al. Gene set enrichment analysis identifies key innate immune pathways in primary graft dysfunction after lung transplantation. Am J Transplant. 13 (7), 1898-1904 (2013).
  11. Geraci, T. C., Chan, J. C. Y., Niroomand, A., Chang, S. H. Post lung transplant primary graft dysfunction. Semin Thorac Cardiovasc Surg. 37 (2), 192-198.e1 (2025).
  12. Ta, H. Q., Kuppusamy, M., Sonkusare, S. K., Roeser, M. E., Laubach, V. E. The endothelium: Gatekeeper to lung ischemia-reperfusion injury. Respir Res. 25 (1), 172(2024).
  13. Machuca, T. N., et al. Safety and efficacy of ex vivo donor lung adenoviral il-10 gene therapy in a large animal lung transplant survival model. Hum Gene Ther. 28 (9), 757-765 (2017).
  14. Nykanen, A. I., et al. Engineered mesenchymal stromal cell therapy during human lung ex vivo lung perfusion is compromised by acidic lung microenvironment. Mol Ther Methods Clin Dev. 23, 184-197 (2021).
  15. Yeung, J. C., et al. Ex vivo delivery of recombinant il-10 to human donor lungs. JHLT Open. 7, 100192(2025).
  16. Francioli, C., et al. Pyrrolidine dithiocarbamate administered during ex-vivo lung perfusion promotes rehabilitation of injured donor rat lungs obtained after prolonged warm ischemia. PLoS One. 12 (3), e0173916(2017).
  17. Wang, X., et al. Treatment with 3-aminobenzamide during ex vivo lung perfusion of damaged rat lungs reduces graft injury and dysfunction after transplantation. Am J Transplant. 20 (4), 967-976 (2020).
  18. Wang, X., et al. Pharmacological reconditioning of marginal donor rat lungs using inhibitors of peroxynitrite and poly (adp-ribose) polymerase during ex vivo lung perfusion. Transplantation. 100 (7), 1465-1473 (2016).
  19. Stone, M. L., et al. Ex vivo perfusion with adenosine a2a receptor agonist enhances rehabilitation of murine donor lungs after circulatory death. Transplantation. 99 (12), 2494-2503 (2015).
  20. Wong, A., et al. Potential therapeutic targets for lung repair during human ex vivo lung perfusion. Eur Respir J. 55 (4), 1902222(2020).
  21. Singh, M. K., et al. Heat shock response and heat shock proteins: Current understanding and future opportunities in human diseases. Int J Mol Sci. 25 (8), (2024).
  22. Ahmed, K., Zaidi, S. F., Mati Ur, R., Rehman, R., Kondo, T. Hyperthermia and protein homeostasis: Cytoprotection and cell death. J Therm Biol. 91, 102615(2020).
  23. Inouye, S., et al. Nrf2 and hsf1 coordinately regulate heme oxygenase-1 expression. Biochem Biophys Res Commun. 506 (1), 7-11 (2018).
  24. Park, S., et al. Modulation of protein synthesis by eif2alpha phosphorylation protects cell from heat stress-mediated apoptosis. Cells. 7 (12), 254(2018).
  25. Sharma, S., et al. Heat-induced endoplasmic reticulum stress in soleus and gastrocnemius muscles and differential response to upr pathway in rats. Cell Stress Chaperones. 26 (2), 323-339 (2021).
  26. Yang, Y., et al. Ursolic acid alleviates heat stress-induced lung injury by regulating endoplasmic reticulum stress signaling in mice. J Nutr Biochem. 89, 108557(2021).
  27. Mccormick, J. J., Dokladny, K., Moseley, P. L., Kenny, G. P. Autophagy and heat: A potential role for heat therapy to improve autophagic function in health and disease. J Appl Physiol (1985). 130 (1), 1-9 (2021).
  28. Mccormick, J. J., et al. Regulation of autophagy following ex vivo heating in peripheral blood mononuclear cells from young adults. J Therm Biol. 91, 102643(2020).
  29. Ojanguren, A., et al. Therapeutic reconditioning of damaged lungs by transient heat stress during ex vivo lung perfusion. Am J Transplant. 23 (8), 1130-1144 (2023).
  30. Parapanov, R., et al. Optimal duration of ex vivo lung perfusion for heat stress-mediated therapeutic reconditioning of damaged rat donor lungs. Eur J Cardiothorac Surg. 67 (2), ezaf027(2025).
  31. Parapanov, R., et al. Transient heat stress protects from severe endothelial damage and dysfunction during prolonged experimental ex-vivo lung perfusion. Front Immunol. 15, 1390026(2024).
  32. De Brito, F. B., Hanahoe, T. H., Shah, P., West, G. B. Delayed hypersensitivity reactions in rats and their response to clinical dextran. Int Arch Allergy Appl Immunol. 69 (2), 109-112 (1982).
  33. Stahl, W. R. Scaling of respiratory variables in mammals. J Appl Physiol. 22 (3), 453-460 (1967).
  34. Levvey, B., et al. Influence of lung donor agonal and warm ischemic times on early mortality: Analyses from the ishlt dcd lung transplant registry. J Heart Lung Transplant. 38 (1), 26-34 (2019).
  35. Parapanov, R., et al. Experimental models of ischemic lung damage for the study of therapeutic reconditioning during ex vivo lung perfusion. Transplant Direct. 8 (7), e1337(2022).
  36. Lindstedt, S. L., Schaeffer, P. J. Use of allometry in predicting anatomical and physiological parameters of mammals. Lab Anim. 36 (1), 1-19 (2002).
  37. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: Lessons learned from developing a rat evlp program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  38. Oliveira, P., Yamanashi, K., Wang, A., Cypel, M. Establishment of an ex vivo lung perfusion rat model for translational insights in lung transplantation. J Vis Exp. (199), e65981(2023).
  39. Nakata, K., Alderete, I. S., Hughes, B. A., Hartwig, M. G. Ex vivo lung perfusion: Recent advancements and future directions. Front Immunol. 16, 1513546(2025).
  40. Saddoughi, S. A., Cypel, M. Expanding the lung donor pool: Donation after circulatory death, ex-vivo lung perfusion and hepatitis c donors. Clin Chest Med. 44 (1), 77-83 (2023).
  41. Wang, Z., et al. Establishment of a novel ex vivo lung perfusion system for rat lungs after circulatory death. J Vis Exp. (212), e67168(2024).
  42. Gouchoe, D. A., et al. Exploring alternative perfusion solutions using next-generation polymerized hemoglobin-based oxygen carriers in a model of rat ex vivo lung perfusion. J Vis Exp. (208), e66702(2024).
  43. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: Detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  44. Braithwaite, S. A., Van Hooijdonk, E., Van Der Kaaij, N. P. Ventilation during ex vivo lung perfusion, a review. Transplant Rev (Orlando). 37 (2), 100762(2023).
  45. Iskender, I. Technical advances targeting multiday preservation of isolated ex vivo lung perfusion. Transplantation. 108 (6), 1319-1332 (2024).
  46. Noda, K., et al. Successful prolonged ex vivo lung perfusion for graft preservation in rats. Eur J Cardiothorac Surg. 45 (3), e54-e60 (2014).
  47. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (1), L61-L70 (2020).
  48. Mrazkova, H., Lischke, R., Herget, J. Influence of gender on ischemia-reperfusion injury in lungs in an animal model. Physiol Res. 65 (6), 953-958 (2016).
  49. Ricardo-Da-Silva, F. Y., et al. Male versus female inflammatory response after brain death model followed by ex vivo lung perfusion. Biol Sex Differ. 15 (1), 11(2024).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Akci er TransplantasyonuIs oku Yan tAkci er Grefti RehabilitasyonuS cak skemiPulmoner KomplansIs oku Proteini 70Vask ler DirenEndotelyal Hasar
Transplantasyon Öncesi Hasarlı Akciğer Greftlerinin Rehabilitasyonu için Ex-vivo Akciğer Perfüzyonu Sırasında Termal Ön Koşullandırma
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.