Tüm hayvan deneyleri, Laboratuvar Hayvanlarının Yönetimi Yönetmelikleri ve Hunan Kanser Hastanesi Deneysel Hayvan Merkezi'nin etik yönergelerine sıkı şekilde uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Çalışma protokolü, Hunan Kanser Hastanesi Hayvan Etik Komitesi tarafından onaylandı (Onay No.: KNZY-202416). Çalışma boyunca araştırmacılar, kullanılan hayvan sayısını en aza indirmek ve acılarını hafifletmek için her türlü çabayı gösterdiler.
Hayvan hazırlığı
Hunan Slack Jingda Laboratory Animal Co., Ltd.'den toplam 60 adet 10 haftalık erkek C57/BL6 faresi alındı (Lisans No.: SCXK [Hu] 2021-0002). Tüm fareler, kontrollü çevresel koşullar altında Hunan Kanser Hastanesi Deneysel Hayvan Merkezi'nde tutuldu: sıcaklık: 23 ± 2 °C, nem: %50 ± %10 ve 12 saat ışık/karanlık döngü (8:30-20:30). Farelerin yiyecek ve suya ima kadar erişimi vardı. Deneylerden önce, 3 gün boyunca 5 dakika boyunca günlük bakım yoluyla çevreye alıştılar. Aklimatizasyonun ardından, tüm 60 fare vücut ağırlığına göre sınıflandırıldı ve bilgisayar tarafından oluşturulan rastgele sayı tablosu kullanılarak altı gruba (n = 10 grup) ayrıldı. Gruplar arasında: boş kontrol, model, normal salin (NS) kontrol, yüksek dozlu JPSXD (40 mg/kg), orta doz JPSXD (30 mg/kg) ve düşük dozlu JPSXD (20 mg/kg) yer alıyordu. Rastgeleleştirme süreci, gruplar arasında ortalama vücut ağırlığında anlamlı bir fark olmamasını sağladı (p > 0.05). Rastgeleleştirme dizisi, yanlılığı en aza indirmek için sonraki deneysel prosedürlere dahil olmayan araştırmacılar tarafından oluşturulmuş ve yürütülmüştür.
Malzeme hazırlığı
Güvenlik ve atık bertarafı: Bu çalışma, son derece toksik bir kemoterapötik ajan olan CTX'i içeriyordu. Tüm prosedürler, Tehlikeli Kimyasalların Güvenlik Yönetimi Yönetmelikleri ve Biyogüvenlik Seviye 2 laboratuvar standartlarına sıkı şekilde uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Özel önlemler arasında tüm personel tarafından tek kullanımlık koruyucu giysiler, nitril eldivenler, N95 solunum cihazları ve koruyucu gözlükler kullanılıyordu. CTX hazırlanması ve uygulaması Sınıf II biyogüvenlik kabinde gerçekleştirildi. CTX enjeksiyon çözeltisi hazırlanış, aerosol oluşumunu önlemek için özel aletler kullanılarak bir duman davlumbazında gerçekleştirildi. CTX ile kirlenmiş keskin silahlar ve şırıngalar, eldivenler gibi, delinmeye dayanıklı keskin kaplara atıldı. Diğer kontamine malzemeler (örneğin yatak takımı, hayvan dokuları) %10 sodyum hipokloritle 24 saat boyunca inaktive edilip ardından sertifikalı tıbbi atık bertaraf sağlayıcısı tarafından yakıldı. CTX dökülmesi durumunda, alan hemen emici pamukla kaplanır ve %1 sodyum tiyosülfat çözeltisi ile nötralize edilirdi. Olay daha sonra güvenlik amirine bildirildi.
İlaçlar ve reaktifler: CTX enjeksiyonu Almanya'daki Baxter Oncology GmbH'den (Parti No.: HJ20160467) alınmıştır. JPSXD, Hunan Kanser Hastanesi Geleneksel Çin Tıbbı Bölümü tarafından hazırlanmıştır. 15 geleneksel ottan oluşuyordu — Panax ginseng, Astragalus membranaceus, Epimedium brevicornum, Atractylodes macrocephala, Dioscorea opposita, Salvia miltiorrhiza, Rehmannia glutinosa, Cuscuta chinensis, Lycium barbarum, Ligustrum lucidum, Angelica sinensis, kızarmış malt, tavuk gızı astarı, kurutulmuş mandalina kabuğu ve Coix tohumu — klasik uyumlulukoranlarına göre birleştirilmişti 20. Demlendirme, nihai konsantrasyon olarak 3 kg/L (yani 3 g/mL) konsantrasyonuna konsantre edildi. Gavajdan önce, konsantre NS ile seyreltilerek her doz grubu için gerekli konsantrasyonlara ulaşıldı: yüksek dozlu grup için 4 mg/mL (40 mg/kg), orta doz grubu için 3 mg/mL (30 mg/kg) ve düşük dozlu grup için 2 mg/mL (20 mg/kg)26. Gavaj hacmi, vücut ağırlığının 10 g'ı başına 0,1 mL olarak hesaplandı ve fare başına nihai uygulama hacmi 0,2-0,25 mL arasında (20-25 g ağırlık aralığına dayanarak)27 olarak hesaplandı.
ELISA kitleri: Fare Granülosit-Makrofaj Koloni Uyarıcı Faktörü (GM-CSF), EPO ve Trombopoietin (TPO) için ticari olarak mevcut ELISA kitleri kullanıldı. Serum örnekleri testten önce PBS tamponunda (pH 7.4) 1:5 seyreltildi. Standartlar, kuyu başına 100 μL olarak yeniden oluşturuldu.
İkincil antikor: HRP ile bağlanmış keçi anti-tavşan IgG, %5 yağsız kuru süt ve %0,05 Tween-20 içeren TBST tamponu içinde 1:5000 (nihai konsantrasyon: 0,04 μg/mL) seyreltilmiştir. Çözelti taze hazırlanıp oda sıcaklığında 1 saat kuluçka halindeydi.
Western blot için birincil antikorlar: GAPDH (tavşan poliklonal), AKT (tavşan poliklonal), JAK2 (tavşan monoklonal) ve EGFR (fare monoklonal) kullanıldı. Tüm antikorlar %5 BSA içeren TBST tamponu içinde seyreltilmiştir: GAPDH (1:1000), AKT (1:1000), JAK2 (1:800) ve EGFR (1:800). Kuluçka hacmi membran başına 100 μL idi.
Doku Fiksasyonu: PFA tozu PBS'de (pH 7.4) çözülerek %4 paraformaldehit (PFA) çözeltisi hazırlandı. 24 saat boyunca mendil düzeltildi.
Hematoksilin ve eozin (H&E) boyama çözeltisi: Hematoksilin çözeltisi (%0,1 Harris hematoksilin) ve eozin Y çözeltisi (%0,5) standart patolojiprotokollerine uygun olarak hazırlanmıştır 28. Boyama süreleri hematoksilin için 5 dakika, eozin için ise 3 dakika idi.
İmmünoflüoresans bloke tamponu: %10 keçi serumu ve %1 BSA içeren PBS tamponu bloklama için kullanıldı ve 30 dakikalık kuluçka yapıldı.
İmmünoflüoresans için antikor seyreltme tamponu: İmmünfloresans için birincil antikorlar (CD34+, TPO, EPO, GM-CSF) üreticinin önerdiği seyreltme oranına (1:200) uygun olarak %1 BSA içeren PBS tamponunda seyreltildi ve nihai konsantrasyon 2,5 μg/mL oldu. Kuluçka hacmi doku kesiti başına 50 μL idi.
Hayvan modelinin indüksiyonu
60 fare rastgele olarak altı gruba ayrıldı (n = 10 her grupta): boş kontrol, model, yüksek dozlu, orta dozlu, düşük dozlu ve NS kontrol. Boş kontrol grubu hariç, tüm farelere myelosupresyon modeli oluşturmak için 3 gün üst üste günde 1 kez intraperitoneal CTX (20 mg/kg) enjeksiyonları yapıldı. Tüm model farelerde WBC < 1.8 ×10 9/L, PLT <85 × 10⁹/L ve son enjeksiyondan 24 saat sonra kemik iliği çekirdekli hücrelerde %>55 azalma gösterdi. Bu protokol, yerleşik CTX kaynaklı miyelosupresyonmodelleri ile uyumludur 29,30. Enjeksiyondan sonra, fareler günlük olarak genel durum için izlendi; aktivite seviyesi, tüy görünümü ve vücut ağırlığındaki değişiklikler dahil. Modellemenin başlangıcından deneyin sonuna kadar, vücut ağırlığı her gün aynı zamanda elektronik bir denge kullanılarak kaydedildi. Vücut ağırlığı değişim oranı şu şekilde hesaplandı: (nihai ağırlık / başlangıç ağırlığı) x %100, JPSXD'nin genel fizyolojik durumu ve potansiyel koruyucu etkisi değerlendirilmiştir. Enjeksiyondan sonra, fareler bireysel olarak havalandırılan kafeslerde (IVC) tutuldu ve her biri açıkça CTX ile kontamine olarak işaretlendi. Yatak takımı her 2 günde bir değiştiriliyor ve kullanılan tüm yatak malzemeleri yukarıda açıklanan tehlikeli atık protokollerine uygun olarak bertaraf ediliyordu.
İntragastrik uygulama
Yüksek, orta ve düşük dozlu gruplardaki fareler, JPSXD'yi garaj yoluyla sırasıyla 40 mg/kg, 30 mg/kg ve 20 mg/kg dozlarda aldı. Tuzlu su kontrol grubu eşit miktarda NS aldı. Gavaj çözeltileri sırasıyla 4 mg/mL, 3 mg/mL ve 2 mg/mL konsantrasyonlarda hazırlandı ve vücut ağırlığının her 10 g'ı başına 0,1 mL hacimde uygulandı. Tüm fareler 7 gün ardışık günde 2 kez gavidasyon yapıldı. Salin kontrol grubu ise fare başına 0.2-0.25 ml NS aldı. Blank ve model gruplara herhangi bir tedavi yapılmadı. Gavaj sırasında öksürük veya zorlanma olmaması doğru uygulama yöntemini gösterir.
Kan toplama ve serum hazırlığı
CTX enjeksiyonundan sonraki 3. günde, tam otomatik hematoloji analizörü kullanılarak periferik kan hücresi sayıları ölçülerek model kurulumunun başarısını değerlendirmek için kuyruk damarından 0,2 mL kan alındı. JPSXD'nin son garajından 24 saat sonra, rastgele seçilmiş farelerin orbital sinüslerinden kan alındı (n = grup başına 10). Kanın bir kısmı tam kan sayım analizi için kullanılırken, geri kalan kısmı serum hazırlığı için işlendi. Örnekler 3.000 x g sıcaklıkta, 4 °C'de 15 dakika boyunca santrifüjlendi. Üst tabaka (şeffaf, soluk sarı üst katman) serum olarak toplandı ve sonraki ELISA testleri ile karaciğer/böbrek fonksiyonu testleri için -80 °C'de depolanmak üzere alikotlandı. Serum tabakasının kan hücresi tabakasından net şekilde ayrıldığı ve hemoliz veya bulanıklık belirtisi olmadığı gözlemlendi. Ölçülen hematolojik parametreler arasında WBC, RBC, PLT ve hemoglobin (Hb) seviyeleri bulunuyordu.
Karaciğer ve böbrek fonksiyonu değerlendirmesi
Serum karaciğer fonksiyon belirteçleri — alanin aminotransferaz (ALT) ve aspartat aminotransferaz (AST) — ile böbrek fonksiyonu belirteçleri - kan üre azotu (BUN) ve kreatinin (Cre) olmak için tam otomatik bir biyokimyasal analizör kullanıldı. Tüm prosedürler, enstrümanın standart çalışma protokolünü takip ediyordu. Özellikle, 100 μL serum, ilgili test kitleriyle (ALT, AST, BUN ve Cre) karıştırıldı ve 37 °C'de 5 dakika kuluçka edildi. Soğurma 340 nm olarak ölçüldü. Her örnek ikili olarak test edildi ve analiz için ortalama değer kullanıldı.
Org indeks hesaplaması
JPSXD'nin son gaaj uygulamasından 24 saat sonra, fareler kademeli doldurma karbondioksit (CO2) soluması (akış hızı: %20 odalık hacm/dakika) ile ötenazi edildi ve ardından ikincil yöntem olarak servikal dislokasyonuygulandı. Ötenazi sonrası hemen karaciğer, böbrekler, dalak ve timus ventral orta hat kesisinden aseptik olarak alındı. Organlar çevredeki bağ dokuları ve yağdan nazikçe ayrıldı, ardından buz gibi soğuk normal salinle (NS) durulandı ve kalan kan alındı. Organlar, standart basınç altında (3 hafif pres) önceden tartılmış filtre kağıdıyla kurutulmuş ve oda sıcaklığında (22 ± 1°C) kalibre edilmiş elektronik tartıda (doğruluk: ±0,1 mg) hemen tartılırdı.
Tüm işlemler, otolizi en aza indirmek için önceden soğutulmuş paslanmaz çelik bir tepsi üzerinde gerçekleştirildi. Organ indeksi, JPSXD'nin büyük organlar üzerindeki etkilerini değerlendirmek için organ ağırlığının (mg) vücut ağırlığına (g) bölünmesi olarak hesaplandı. Her dokunun bazı bölümleri Western blot analizi için ayrıldı, kalan örnekler ise sonraki histolojik değerlendirme için %4 PFA ile sabitlendi.
ELISA
TPO, EPO ve GM-CSF serum konsantrasyonları, üreticilerin talimatlarına göre ELISA kitleri kullanılarak ölçüldü. Tüm santrifüj adımları, örnek yıkama ve reaktif yeniden yapılandırma dahil, oda sıcaklığında 1.000 x g sıcaklıkta 5 dakika boyunca gerçekleştirildi. Yıkama adımları PBST tamponu (PBS %0,05 Tween-20 içerir) kullanılarak gerçekleştirildi; her kuyu başına 300 μL yıkama çözeltisi eklendi ve 3 kez tekrarlandı. Yıkamadan sonra, kuyuların dibinde kalıntı sıvı kalmamıştır. Renk gelişiminin ardından, belirgin bir mavi çökelti göründü. Reaksiyon sonlandırıldıktan sonra mikroplaka okuyucu kullanılarak absorbans 450 nm olarak ölçüldü.
H&E boyama
Ötenazi sonrası timus ve uyluk kemiği hasat edildi. Timus, timus indeksi hesaplanmak için tartıldı (timus ağırlığı [mg]/vücut ağırlığı [g]). Tartımdan sonra timusun bir kısmı Western blot analizi için kullanıldı, kalan kısmı ise femur ile birlikte %4 PFA ile sabitlendi. Femur örnekleri dereceli etanol dehidrasyonuna maruz kaldı (%70, %80, %95 ve %100, her biri 1 saat boyunca). Düzgün susuzluk, yumuşamadan veya deformasyon olmadan eşit beyaz bir görünümle gösterilirdi. Parafinle gömülü doku blokları, yüksek hassasiyetli tungsten-karbid bıçaklarla (Tip H31) donatılmış döner mikrotom kullanılarak 4 μm kalınlıkta kesitlendi. Bölümler, kırışıklıkları ortadan kaldırmak için %0,5 jelatin çözeltisi içeren 40 °C su banyosu üzerinde yüzdürüldü ve ardından mikroskop slaytlarına monte edildi. Tüm bölümler ışık mikroskopisi altında sağlam morfoloji, düzgün kenarlar ve uniform saydamlık sergileyerek optimal kesitleme kalitesini doğruladı. H&E boyama işlemi yapıldı, ardından sulu montajortamı 28 ile montaj yapıldı. Boyamadan sonra çekirdekler mavi ve sitoplazma pembe görünüyordu; ters mikroskop kullanılarak mikroskobik gözlem altında iyi tanımlanmış hücresel mimari oluştu. Histomorfolojik analiz yazılım kullanılarak yapılmıştır. Her H&E boyalı bölüm için, 200x büyütmede üç rastgele alan seçildi. Yazılım, ilgi alanının manuel olarak belirlenmesinden sonra birim alan başına çekirdeklenmiş hücre sayısını otomatik olarak nicelemiş ve sonuçlar ortalama ± standart sapma (x̄ ± s) olarak ifade edilmiştir.
Western Blot
Timus dokuları (50 ± 2 mg/örnek) 1 mL tampon başına 100 mg doku oranında, RNase içermeyen havalarla donatılmış motorlu pellet tokojenizici kullanılarak 1 mL tampon başına 100 mg doku içeren buz soğukluğu RIPA tamponu içinde homojenleştirildi. Homojenleştirme, buz üzerinde 15 darbe (1 saniye darbe/2 saniye duraklama) yapıldı, ardından her 10 dakikada bir girdap ile 30 dakikalık inkubasyon yapıldı. Homojenat, 4 °C'de 20 dakika boyunca 12.000 x g ile santrifüjlendi ve ortaya çıkan üst yüzey protein ölçüsü için toplandı. Üst yüzey şeffaf ve şeffaf görünüyordu, çökelti veya lipid tabakalarından arınmıştı. Protein konsantrasyonu, 0-2000 μg/mL standart eğri aralığı olan bir BCA protein test kiti kullanılarak ölçüldü. Western blot, timus dokusunda AKT1, JAK2 ve EGFR ekspresyon seviyelerini değerlendirmek için GAPDH'yi iç kontrol olarak kullandı. Elektroforez ve membran transferinden sonra, protein belirteci (10-200 kDa) net bantlar gösterir ve hedef bantlar beklenen moleküler ağırlıklarla hizalanmıştır (AKT1: 60 kDa, JAK2: 130 kDa, EGFR: 170 kDa ve GAPDH: 37 kDa).
Western blot bantlarının densitometrik analizi yazılım kullanılarak gerçekleştirildi. Analiz öncesi, bantlar görsel olarak incelenerek yayılma veya yayılma yokluğu doğrulandı. Analiz prosedürü şunları içeriyordu: Görüntü içe aktarmadan sonra hedef bant bölgelerinin manuel olarak seçilmesi, yazılım tarafından otomatik kenar algılanması ve ardından bantlara bitişik bölgelerle yerel arka plan çıkarılması ile gri değerleri düzeltildi. Daha sonra, hedef protein ile iç kontrol arasındaki gri değer oranı hesaplanarak göreli nicelik için yapıldı. Kullanılan normalizasyon formülü şuydu:
Hedef proteinin göreli ifadesi = (hedef bandın gri değeri −lokal arka plan) / (iç kontrolün gri değeri −yerel arka plan)
İmmünohistokimya
İmmünohistokimyasal boyama femur kesitlerinde gerçekleştirildi. Dilimler %0,1 Triton X-100 ile 10 dakika boyunca permeabilize edildi, ardından 30 dakika bloklandı. Birincil antikorlar gece boyunca 4 °C'de kuluçka, ikincil antikorlar ise oda sıcaklığında 1 saat kuluçka edildi. Boyamadan sonra, düşük arka plana sahip ve spesifik olmayan boyama olmayan belirgin pozitif sinyaller ışık mikroskobu altında gözlemlendi. Slaytlar, çekirdekleri maviye boyayan DAPI içeren bir anti-fade ortamı kullanılarak monte edildi. CD34+, TPO, EPO ve GM-CSF ekspresyonları daha sonra değerlendirildi. İmmünohistokimya görüntüleri, dijital patoloji yazılımı (Sürüm 2.1.0) kullanılarak analiz edildi. Analiz öncesinde, görüntülerin aşırı pozlama veya sinyal bozulması olmadığı doğrulandı. Analizprosedürü 32şunları içeriyordu:
Model Seçimi: Önceden eğitilmiş bir kemik iliği segmentasyon modeli (U-Net tabanlı) dokubölgelerini otomatik olarak tanımlamak için kullanıldı 33.
Eşik Ayarlaması: Pozitif sinyal eşikleri negatif kontrol grubuna göre tanımlandı. Kromojenik yoğunluğu arka plan ortalamasını üç standart sapma ile aşan bölgeler pozitif olarak sınıflandırıldı.
ROI Tanımı: Yazılım her alanı otomatik olarak 500 × 500 μm ızgara bölgesine ayırdı ve birim alan başına pozitif hücre sayısını hesapladı (pozitif hücre sayısı/alan alanı).
Veri İhracatı: Pozitif hücre yoğunluğuna dair istatistiksel bir rapor otomatik olarak üretildi.
İstatistiksel analiz
İstatistiksel analiz SPSS yazılımı (Sürüm 22.0) kullanılarak gerçekleştirildi. Veriler x̄ ± s olarak ifade edildi. Gruplar arası karşılaştırmalardan önce, normallik Shapiro-Wilk testi kullanılarak değerlendirildi ve varyansların homojenliği Levene testiyle değerlendirildi. Normal dağılım (p > 0.05) ve varyans homojenliği (p > 0.05) doğrulandıysa, grup karşılaştırmaları için tek yönlü ANOVA kullanıldı. Sonradan çoklu karşılaştırmalar En Az Anlamlı Fark (LSD) yöntemiyle yapıldı; Tip I hatasını kontrol etmek için, tüm sonradan P değerleri Bonferroni düzeltmesi kullanılarak ayarlandı ve ayarlanmış p < 0.05 istatistiksel olarak anlamlı olarak kabul edildi.
Eğer veriler normallik veya varyans homojenliği varsayımlarını karşılamazsa (her iki testte de p ≤0.05), Kruskal-Wallis testi uygulandı, ardından Bonferroni düzeltmesiyle sonradan analiz için Dunn testi uygulandı. Tüm istatistiksel grafikler ve görselleştirmeler GraphPad Prism (Sürüm 9.0) kullanılarak oluşturuldu. Anlamlılık seviyesi α = 0.05 olarak belirlendi. Bildirilen tüm p-değerleri ayarlanmış değerlerdi. Istisnalar Grubbs testi kullanılarak (α = 0.05) tanımlandı ve yalnızca açıkça deneysel hataya atfedilebilirse dışlandı. Kalan tüm veriler nihai analizde yer aldı. Sonuçlar x ± s olarak sunulur.
Ağ farmakolojisi metodolojisi
Bu çalışma, JPSXD'nin kemoterapi kaynaklı miyelosupresyonu hafiflettiği potansiyel mekanizmaları incelemek için ağ farmakolojisi yaklaşımı kullandı. İlk olarak, JPSXD'nin kimyasal bileşenleri ve ilgili hedefleri Geleneksel Çin Tıp Sistemleri Farmakoloji Veritabanı ve Analiz Platformu'ndan (TCMSP, https://old.tcmsp-e.com/tcmsp.php) alındı. Tarama kriterleri şu şekilde belirlendi: oral biyoerişilebilirlik (OB) %30 ≥ ve ilaç benzerliği (DL) ≥0,18. TCMSP veritabanına dahil olmayan bileşikler için hedef tahmini SwissTargetPrediction platformu (https://www.swisstargetprediction.ch/) kullanılarak gerçekleştirildi.
Seçilen bileşiklerin JPSXD'nin ana biyoaktif bileşenlerini kapsadığından emin olmak için, Çin Halk Cumhuriyeti Farmakopeisi34'e referans verildi. Özellikle, ginsenozidler, astragalosid IV, ikariin ve salvianolik asitler gibi işaretleyici bileşikleri her bitkinin Tanımlama ve Analiz bölümlerini gözden geçirerek tespit ettik. Bu bileşikler, genellikle kalite kontrol belirtisiolarak 35 kullanılır ve kimyasal yapılar ile nicel gereksinimler tanımlanmıştır. Doğruluk için, Farmakope'nin Genel Bildirimleri ve Eklerine çapraz referans vererek adlandırma kurallarını ve analitik yöntemleri (örneğin, yüksek performanslı sıvı kromatografisi, HPLC) doğruladık. Analiz, tarama kriterlerinin (OB ≥30%, DL ≥0.18) formül36'nın temel bileşiklerini, bunlar arasında ginsenozidler Rg1 ve Rb1 ( Panax ginsenginden), astragaloside IV ( Astragalus membranaceus'tan) ve ikariin ( Epimedium brevicornum'dan) gibi temel farmakopey bileşenleri etkili şekilde yakaladığını doğruladı; bu da seçilen bileşiklerin temsilci olduğunu ve JPSXD'nin qi- ve kan tonlamasından sorumlu birincil aktif bileşenleri kapsadığını gösteriyor etkiler.
Daha sonra, miyelosupresyonla ilişkili gen hedefleri GeneCards veritabanından (https://www.genecards.org/) alındı ve sonuçlar bir tabloya indirildi. ≥44 alaka puanına sahip genler daha ileri analiz için seçildi. İlaç hedefleri ile hastalıkla ilgili genlerin kesişimi Venn diyagramı kullanılarak görselleştirildi ve örtüşen genler STRING veritabanına aktarıldı (https://string-db.org/). Organizma insan olarak ayarlanmıştı ve etkileşim kaynakları minimum gerekli etkileşim puanı > 0.7 olan Deneyler ve Veritabanları ile sınırlıydı. Ortaya çıkan protein-protein etkileşimi (PPI) ağı, topolojik özellikler açısından analiz edilip çekirdek hedefleri belirlendi ve Cytoscape 3.10.2 kullanılarak görselleştirildi.
Belirlenen temel hedeflere dayanarak, Gen Ontolojisi (GO) ve Kyoto Genler ve Genomlar Ansiklopedisi (KEGG) zenginleştirme analizleri DAVID veritabanı kullanılarak yapıldı (https://david.ncifcrf.gov/). Parametreler şu şekilde ayarlandı: Sayı ≥5, EASE puanı ≥0.05 ve p-değeri < 0.01. Zenginleştirme sonuçları Microbiological Letter platformu (http://www.bioinfo-cloud.org/) aracılığıyla görselleştirildi. Yol analizi, temel sinyal yollarını ve düzenleyici belirteçleri daha da netleştirerek, JPSXD'nin kemoterapi kaynaklı miyelosupresyonu azaltma potansiyeli mekanizmalarını ortaya koydu.