Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Kronik Kraniyal Çok Elektroelektrotlu Elektroensefografi Kaydının Ameliyat Sonrası İyileşmesi ve Stabilitesi Farelerde

153 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/69937

⸱

24 Nisan 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Core Facility Center, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Intensive Care Unit, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Department of Neurosurgery, Anesthesiology, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 4First Affiliated Hospital of Jinzhou Medical University, 5Department of Cardiology, Beijing Anzhen Hospital, Capital Medical University, 6Institute of Heart Lung and Blood Vessel Disease, Beijing Key Laboratory of Precision Medicine of Coronary Atherosclerotic Disease, Clinical center for coronary heart disease, Capital Medical University, 7Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 8Department of Physiology, Amsterdam University Medical Centre

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Bu protokol, sıçanlarda kronik çoklu elektrotlu EEG implantasyonundan sonra ameliyat sonrası değerlendirme için standart bir çerçeve sunar; sinyal kalitesinin, davranışsal iyileşmenin ve nöroinflamatuar belirteçlerin ardışık izlenmesini içerir; böylece stabil uzun vadeli kayıtların uygun başlangıcını belirler.

Özet

Kraniyal çok elektrotlu implantasyon, beyin bölgeleri arasında sinir sinyallerinin eşzamanlı olarak alınmasını sağlar, ancak veri kalitesini ve deneysel zamanlamayı etkileyebilecek ameliyat sonrası bozulmalar getirir. Bu protokol, Sprague–Dawley sıçanlarında kronik çok bölgeli intrakraniyal EEG elektrot implantasyonu ve yapılandırılmış implantasyon sonrası değerlendirme için standartlaştırılmış bir iş akışını tanımlar. Tungsten tel elektrotlar, doku bozulmasını en az şekilde en aza indirmek için tasarlanmış cerrahi strateji kullanılarak önceden tanımlanmış üç intrakranial bölgeye (ön singulat korteks, hipokampus CA1 ve entorinal korteks) stereotaktik olarak yerleştirilir.

Implantasyondan sonra, protokol beş alan boyunca boylamasına değerlendirme sağlar: elektrot lokalizasyon doğruluğu, yerel alan potansiyel bütünlüğü, ağrıyla ilişkili davranış, beslenme davranışı ve nöroinflamatuar belirteçler. Elektrofizyolojik ve davranışsal değerlendirmeler, erken ameliyat sonrası etkilerin tutarlı izlenmesini desteklemek için önceden belirlenmiş ameliyat sonrası zaman noktalarında (başlangıç ve ameliyat sonrası günler 1, 4, 7, 10 ve 13) yapılır (n = 3). Histolojik analizler, çalışmanın sonunda lokal doku yanıtlarını karakterize etmek için kullanılır (n = 3 her zaman noktası).

Deneysel hazırlık ve uzun vadeli kayıtların başlatılması ile ilgili kararları yönlendirmek için operasyonel kriterler ve değerlendirme aralıkları sağlanır. Bu protokol, implantasyon sonrası izlemeye yapılandırılmış bir yaklaşım sağlar ve sonraki nörofizyolojik deneylerin uygun zamanlamasını bilgilendirir.

Giriş

Kafatası içi elektroensefalografi (EEG), beyin dokusundan doğrudan sinyal kaydederek sinirsel aktivitenin yüksek çözünürlüklüölçümünü sağlar 1,2, bu da saç derisi EEG yaklaşımlarına göre mekânsal özgüllük ve sinyal satikliğinde avantajlar sağlar3. Çoklu bölgeli intrakraniyal kayıtlar, biliş ve hastalığın altında yatan sinir dinamiklerini araştırmak için yaygın olarak kullanılan ve mekanik ve uzunlamasına çalışmalar için yaygın olarak uygulanan ağ düzeyindeki etkileşimlere dair içgörülersunar 4,5.

Tungsten tel elektrotlar, mekanik stabiliteleri ve biyouyumlulukları nedeniyle kronik kayıtlar içinyaygın olarak kullanılır 6,7,8. Ancak, implantasyon, sinir fizyolojisini, doku bütünlüğünü ve hayvan davranışını geçici olarak bozabilecek invaziv cerrahigerektirir 9,10,11. Akut cerrahi stres, lokal iltihaplanma, glial yanıtlar ve beslenme veya nosiseptif davranış değişiklikleri gibi zorluklar, erken implantasyon sonrası dönemde sinyal kalitesini ve deneysel yorumu etkileyebilir 12,13,14. Ancak, bu iyileşme dönemi büyük ölçüde ampirik olarak kalır ve rapor edilen iyileşme pencereleri 5 ila 7 gün arasında değişir 15,16. Uzun süreli gecikmeler ise, doku yeniden şekillendirilmesi veya elektrot yer değiştirme ile ilgili ek karıştırmalara yolaçabilir 17.

Kronik intrakraniyal EEG'nin yaygın kullanımına rağmen, implantasyon sonrası izleme için elektrofizyolojik, davranışsal, iltihap ve histolojik değerlendirmeleri entegre eden standart bir çerçeve yoktur. Bu nedenle, mevcut protokol, anestezi altındaki Sprague–Dawley (SD) sıçanlarında (6 haftalık) kronik intrakraniyal çoklu elektrot implantasyon modelinde implantasyon sonrası durumu değerlendirmek için yapılandırılmış bir yaklaşım sunarak bu açığı kapatır. Ön cingulat korteks (Cg1), hipokampus CA1 ve entorinal korteks (EC) içine yerleştirilen tungsten tel elektrotlar kullanılarak protokol, elektrot stabilitesi, EEG sinyal özellikleri, davranışsal göstergeler ve inflamatuar belirteçlerin iki haftalık bir süre boyunca uzunlamasına değerlendirmesini belirtir. Değerlendirmeler pratik kullanım için genel anestezi altında yapılsa da, bu yaklaşım elektrot implantasyonu ve stabilitesi için bir çerçeve oluşturma temel amacını etkilemez. Bu protokol, ameliyat sonrası izlemeyi yönlendirmek ve sonraki nörofizyolojik çalışmaların başlatılması için uygun zaman noktalarının tutarlı şekilde belirlenmesini desteklemek amacıyla tasarlanmıştır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan prosedürleri kurumsal yönergeler doğrultusunda gerçekleştirildi ve Capital Medical University Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı (Onay ID: AEEI-2024-391).

1. Hayvan hazırlığı

  1. 6 haftalık erkek SD sıçanları alın (vücut ağırlığı 220–230 g). Hayvanları belirli bir patojensiz ortamda (24 ± 2 °C, 50 ± %10 nem, 12 saat ışık/karanlık döngü) barındırın. Libitum olarak yiyecek ve su verin. Ameliyattan önce sıçanları 7 gün boyunca aklimasyon edin.
  2. Elektrot yerleştirildikten sonra, ev fareleri aynı çevresel koşullarda bireysel olarak yapılır ve baş sahneye zarar gelmesini önler.
    NOT: Çalışma akış şeması ve ilgili ölçümler Şekil 1A'da sunulmuştur. Reaktifler ve ekipmanlar Malzeme Tablosu'nda listelenmiştir.

2. Çok elektrotlu implantasyon cerrahisi

  1. Sıçanları 2 L/dakika oksijenle verilen izofluran (%3–4 indüksiyon, %2 bakım) ile anestezi edin.
  2. Fareyi stereotaksik bir çerçeveye yerleştirin ve vücut sıcaklığını termostatla kontrol edilen bir ısıtma pediyle 37 °C'de tutun. Korneanın kurumasını önlemek için eritromisin oftalmik merhem uygulayın.
  3. Saç derisini tıraş edin ve %0,5 iyodofor solüsyonuyla dezenfekte edin.
  4. Kafatasını açığa çıkarmak için orta hat saç derisi kesisi (1 × 2 cm) yapın ve steril pamuk çubuklarıyla periostumu nazikçe çıkarın.
  5. Kafatası hazırlığı ve sondaj
    1. Bregma ve lambda tanımlanır ve kafatasını hem ön-arka hem de medial-lateral düzlemlerde düzleştirir.
    2. Hedef koordinatlarda aralıklı tuzlu sulama ile düşük hızlı diş matkaplası kullanarak (≤2 mm çapında) burr delikleri açın.
  6. Elektrot hazırlığı ve yerleştirilmesi
    1. Poliimid yalıtımlı tungsten tel elektrotlar kullanın (sap çapı: 300 μm) ve 4–8 mm açıkta kalan uç uzunluğu (düz kesim ucu). Elektrot empedansını ölçün (| Z|) 1 kHz'de; kabul edilebilir değerler 7–10 kΩ arasında değişir ve faz açısı 1°–2° arasında değişir.
    2. Elektrotları yavaşça aşağıdaki bölgelere yerleştirin: Cg1 (ön singulat korteks): AP +1,2 mm, ML −0,2 mm, DV −2,4 mm; CA1 (hipokampus): AP −3,3 mm, ML −1,8 mm, DV −3,0 mm; EC (entorinal korteks): AP −6,7 mm, ML −4,0 mm, DV −8,0 mm.
    3. Karşı taraf CA1 bölgesine bir paslanmaz çelik kafatası vidası takın ve onu topraklama elektrodu olarak kullanın.
  7. Elektrot fiksasyonu ve kapanması
    1. Implantasyon sırasında stereotaksik koordinatlarla doğru elektrot derinliği ve hedeflemesini doğrulamak; elektrot izlerinin histolojik tanımıyla elektrot lokalizasyonunu sonradan doğrulamak.
    2. Elektrotları ve vidaları diş reçinesi ile sabitleyin (her katman 30–60 saniye kürleyin).
    3. Elektrot kablolarını bir headstage konnektörüne bağlayın ve çevresindeki deriyi dikin.
  8. Anestezi sürdürülürken ilgili zaman noktasında (Şekil 1A) 30 dakika boyunca başlangıç EEG aktivitesini kaydedin.

3. Ameliyat sonrası bakım ve tedavi

  1. Farelerin tamamen hareket edebilecek hale gelene kadar ısıtıcı pedde iyileşmesine izin verin.
  2. Ev fareleri kontrollü sıcaklık ve nem altında, yumuşak yataklama ve stresi azaltmak için yiyecek ve suya ima kadar imkansız erişim sağlanır.
  3. Kesi noktalarını, elektrot stabilitesini ve baş sahne bütünlüğünü günlük olarak kontrol edin.
  4. Ev hayvanlarını bireysel olarak tedavi eder, günlük yara bakımı sağlar (%0,5 iyodofor çözeltisi) ve karışık etkileri önlemek için farmakolojik etkenler olmadan iyilik sağlığını izler, öncekiçalışmalara uygun olarak 6,18.

4. Boylamasına EEG kaydı

  1. İmplantasyon sonrası 1, 4, 7, 10 ve 13. günlerde EEG kayıtları yapılabilir.
  2. Sıçanları isofluran ile anestezi edin (%3–4 indüksiyon, %1,5 bakım).
  3. Hareket artefaktlarını ve elektromanyetik gürültüyü en aza indirmek için kayıt kablolarını stabilize edin.
  4. Sirkadiyen değişkenliği kontrol etmek için saat 9:00'dan itibaren 30 dakika EEG kaydı yapın.
  5. Aşağıdaki alım parametrelerini kullanın: örnekleme hızı: 1.000 Hz; donanım bant geçiş filtresi: 0.5–40 Hz; kazanç: 8–10. Ek filtreleme ve artefakt reddi çevrimdışı gerçekleştirilin.
  6. Kabul edilebilir EEG sinyalleri kararlı baz çizgileri, minimum gürültü veya kayma ve fizyolojik olarak makul genlik ile frekans içeriği gösterir; bu kriterleri karşılamayan kayıtlar hariç tutulur.

5. EEG sinyal analizi

  1. EEG sinyallerini referans yazılımı kullanarak analiz edin.
  2. Sinyalleri görsel olarak inceleyin ve hareket veya elektriksel artefaktlarla ilgili segmentleri çıkarın.
  3. FFT (pwelch fonksiyonu) kullanarak güç spektral yoğunluğunu (PSD) hesaplayın.
  4. Önceden tanımlanmış frekans bantları için PSD eğrisi (AUCpsd) altındaki alanı hesaplayarak salınım aktivitesini nicelikle ölçebilirsiniz.
  5. Sinyal-gürültü oranını (SNR), hedef sinyal bandındaki (0,5–40 Hz) güç oranı (40–80 Hz) ile arka plan gürültüsü bandı (40–80 Hz) olarak hesaplayın.
    NOT: Stabil sinyaller, ardışık kayıt günlerinde tutarlı PSD profilleri sergiler.

6. Ağrı değerlendirmesi

  1. Ağrıyı, ameliyattan bir gün önce (başlangıç) ve tüm kayıt günlerinde Rat GrimaceScale 19,20 ile değerlendirin.
  2. Bir gözlem odası kullanın (25 cm × 15 cm × 15 cm) ve kamerayı sol üst köşeye 45° açı ile konumlandırın.
  3. Yüz görüntüleri alın, görüntü sırasını rastgele hale getirin ve yörünge sıkışması, burun/yanak düzleşmesi, bıyık değişimleri ve kulak pozisyonu (0–2 ölçeği) puanlayın.
  4. Toplam puanlar, her hayvan için her zaman puanı için toplam ağrı puanı oluşturur.

7. Beslenme davranışı ve vücut ağırlığı

  1. Fareleri tartın ve günlük olarak yiyecek alımını ölçün. 24 saat sonra önceden tartılan mamadan kalan yemeği çıkararak gıda alımını hesaplayın.
  2. Fare davranışlarını video kayıt sistemi kullanarak 24 saat boyunca kesintisiz kaydedin. Deney yapanların deney koşullarına kör olarak beslenme davranışlarını çevrimdışı analiz edin.
  3. Beslenmeyi sürekli izleyin. Beslenme nöbetini ≥1 süren 5 s–15 dakika21 süren bir olay olarak tanımlayın.
  4. Vücut ağırlığına göre ayarlanmış alım (g × 100/g vücut ağırlığı); öğün başına ortalama alım (g/yemek olayları sayısı); ve alım oranı (g/toplam beslenme süresi en az cinsinden) hesaplayın.

8. Nöroinflamasyon değerlendirmesi

  1. Fareleri aşırı dozda izofluran kullanarak ötanaze yapın ve ardından kafa kesme işlemi yapıldı.
  2. Başlangıç ve ameliyat sonrası 1, 4, 7, 10 ve 13. günlerde implante edilmiş yarımkürelerden beyin dokusu toplayın (n = 3 her zaman noktası).
  3. Western blotting
    1. Beyin dokusundan toplam protein çıkarın ve protein konsantrasyonunu bicinchoninic acid (BCA) testi ile nicelikle ölçün. Tüm örnekleri son konsantrasyon olarak 2 μg/μL olarak ayarlayın ve 100 °C'de 5 dakika boyunca denatüre yapın.
    2. Proteinleri %10 SDS-PAGE ile 120 V'da 90 dakika boyunca ayırın, her şerit başına 20 μg protein yükleyin.
    3. Proteinleri 300 mA'da PVDF membranına 1 saat boyunca aktarın.
    4. Membranları bloke edin ve tümör nekroz faktörü-α (TNF-α) ve interlökin-6 (IL-6) (1:1.000) karşı primer antikorlarla 4 °C'de gece boyunca kuluçka yapın.
    5. HRP ile konjuge edilmiş ikincil antikor ile kuluçka yapın (1:20.000, 2 saat, oda sıcaklığı).
    6. ECL ile bantları görselleştirin ve otomatik pozlama modunu kullanarak kemimilüminesans görüntüleme sistemiyle görüntüleyin.
    7. ImageJ kullanarak densitometri yapın.

9. Güvenlik ve atık bertarafı

  1. İzofluranı aktif bir temizlik sistemi kullanarak ele alın.
  2. Keskin ve biyolojik dokuları belirlenmiş biyolojik tehlike kaplarında atın.
  3. Kimyasal reaktifleri kurumsal güvenlik düzenlemelerine göre bertaraf et.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Tüm 21 SD sıçanının intrakranial elektrot implantasyonuna tolere edildi ve çalışma protokolünü tamamladı. Aynı hayvanlardan zaman noktaları boyunca (n = 3) uzunlamasına ölçümler (EEG, vücut ağırlığı, beslenme davranışı ve ağrı puanları) toplandı, nöroinflamatuar değerlendirmeler ise her zaman noktasında (n = 3 fare: başlangıç, 1, 4, 7, 10, 13) son derece ölçüldü. Veriler normallik açısından Shapiro-Wilk testleri kullanılarak değerlendirildi. Normal dağılımlı veriler ortalama ± SEM olarak...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Kemirgenlerde EEG izleme için kronik intrakraniyal elektrot implantasyonu, yüksek zaman çözünürlükte sinir dinamiklerinin araştırılmasında temel bir teknik olmaya devam etmektedir. Uygun bir ameliyat sonrası izleme ve iyileşme penceresi oluşturmak, hem sinyal güvenilirliği hem de hayvan refahı için kritik öneme sahiptir. Bu çalışma, SD sıçanlarda çoklu elektrot implantasyonu sonrası elektrofizyolojik stabilite, davranışsal sonuçlar ve iltihap yanıtlarının değerlendirilmesi için yapılandı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan edecek çıkar çatışmaları yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Capital Medical University'nin Mükemmel Genç Yetenekler Projesi (A2308) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Aktif izofloran temizlik sistemiRDWR510-31-6
HayvanlarCharles Nehri
BCA test kitiSolarbioPC0020
ChemiDoc Görüntüleme SistemiBio-Rad17001401
Diş reçinesiVertexXG473P03
ECL tespit reaktifiSolarbioPE0010
Eritromisin göz merhemiRenhe1.00E+11
Keçi anti-tavşan ikincil antikoruProteintechSA00001-2
GraphPad Prism 9.0GraphPad Yazılımıİstatistiksel analiz yazılımı
Headstage amplifikatörüBIOPAC Systems IncEEG100C
Isıtma pediYuYan teknolojisiS-100
ImageJUlusal Sağlık EnstitüleriGörüntü analiz yazılımı
IL-6 poliklonal antikorProteintech21865-1-AP
IodophoreCleanboom430-DFXDY100
İzofluranRWDR510– 31
NeuroExplorer ile nöro-kayıt cihazı (v 5.012)PlexonOPX-A1600-128-16CElektrofizyolojik veri analiz yazılımı
PVDF membranıCytivaRPN303F
SDS-PAGE SistemiBio-Rad1658004
Stereotaksik cihazZhongShi bilim teknolojisiZS-PDC
TNF-α Poliklonal antikorProteintech17590-1-AP
Transfer CihazıBio-Rad1703937
Tungsten telA-M Sistemleri785500
Video kayıt sistemiBasleracA1920
β-aktin monoklonal antikorProteintech2D4H5

Kaynaklar

  1. Adewole, D. O., et al. The evolution of neuroprosthetic interfaces. Crit Rev Biomed Eng. 44 (1-2), 123-152 (2016).
  2. Patil, A. C., Thakor, N. V. Implantable neurotechnologies: a review of micro- and nanoelectrodes for neural recording. Med Biol Eng Comput. 54 (1), 23-44 (2016).
  3. Ball, T., Kern, M., Mutschler, I., Aertsen, A., Schulze-Bonhage, A. Signal quality of simultaneously recorded invasive and non-invasive EEG. Neuroimage. 46 (3), 708-716 (2009).
  4. Gao, R., Peterson, E. J., Voytek, B. Inferring synaptic excitation/inhibition balance from field potentials. Neuroimage. 158, 70-78 (2017).
  5. Wang, Z., Peng, Y. B. Multi-region local field potential signatures in response to the formalin-induced inflammatory stimulus in male rats. Brain Res. 1778, 147779(2022).
  6. Morales-Villagrán, A., Medina-Ceja, L., López-Pérez, S. J. Simultaneous glutamate and EEG activity measurements during seizures in rat hippocampal region with the use of an electrochemical biosensor. J Neurosci Methods. 168 (1), 48-53 (2008).
  7. Bragin, A., Azizyan, A., Almajano, J., Wilson, C. L., Engel, J. Jr Analysis of chronic seizure onsets after intrahippocampal kainic acid injection in freely moving rats. Epilepsia. 46 (10), 1592-1598 (2005).
  8. Andiné, P., Rudolphi, K. A., Fredholm, B. B., Hagberg, H. Effect of propentofylline (HWA 285) on extracellular purines and excitatory amino acids in CA1 of rat hippocampus during transient ischaemia. Br J Pharmacol. 100 (4), 814-818 (1990).
  9. Jech, R., et al. Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus affects resting EEG and visual evoked potentials in Parkinson's disease. Clin Neurophysiol. 117 (5), 1017-1028 (2006).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Transl Vis Sci Technol. 4 (2), 15(2015).
  11. York, M. K., et al. Cognitive declines following bilateral subthalamic nucleus deep brain stimulation for the treatment of Parkinson's disease. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 79 (7), 789-795 (2008).
  12. Zhang, D., et al. Tenuigenin promotes non-rapid eye movement sleep via the GABA(A) receptor and exerts somnogenic effect in a MPTP mouse model of Parkinson's disease. Biomed Pharmacother. 165, 115259(2023).
  13. Sun, X., et al. Longitudinal analysis of sleep-wake states in neonatal rats subjected to hypoxia-ischemia. Nat Sci Sleep. 14, 335-346 (2022).
  14. Rensing, N., Moy, B., Friedman, J. L., Galindo, R., Wong, M. Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse. PLoS One. 13 (11), e0207031(2018).
  15. Bastianini, S., et al. Ageing-related modification of sleep and breathing in orexin-knockout narcoleptic mice. J Sleep Res. 34 (2), e14287(2025).
  16. Cao, Q., et al. a saponin derived from Radix Polygalae, exhibits sleep-enhancing effects in mice. Phytomedicine. 23 (14), 1797-1805 (2016).
  17. Chiprés-Tinajero, G. A., Núñez-Ochoa, M. A., Medina-Ceja, L. Changes in physiological and pathological behaviours produced by deep microelectrode implantation surgery in rats: a temporal analysis. Behav Neurol. 2020, 4385706(2020).
  18. Bragin, A., et al. Pathologic electrographic changes after experimental traumatic brain injury. Epilepsia. 57 (5), 735-745 (2016).
  19. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  20. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  21. Barahona, M. J., Rojas, J., Uribe, E. A., García-Robles, M. A. Tympanic membrane rupture during stereotaxic surgery disturbs the normal feeding behavior in rats. Front Behav Neurosci. 14, 591204(2020).
  22. Moss, J., Ryder, T., Aziz, T. Z., Graeber, M. B., Bain, P. G. Electron microscopy of tissue adherent to explanted electrodes in dystonia and Parkinson's. Brain. 127 (Pt 12), 2755-2763 (2004).
  23. Kronenbuerger, M., et al. Brain alterations with deep brain stimulation: new insight from a neuropathological case series. Mov Disord. 30 (8), 1125-1130 (2015).
  24. Bishop, B. Neural plasticity: part 3. Responses to lesions in the peripheral nervous system. Phys Ther. 62 (9), 1275-1282 (1982).
  25. Bui, A., Kim, H. K., Maroso, M., Soltesz, I. Microcircuits in epilepsy: heterogeneity and hub cells in network synchronization. Cold Spring Harb Perspect Med. 5 (11), a022889(2015).
  26. Gaire, J., et al. The role of inflammation on the functionality of intracortical microelectrodes. J Neural Eng. 15 (6), 066027(2018).
  27. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  28. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J Neural Eng. 6 (5), 056003(2009).
  29. Radeen, K. R., et al. A cost-effective and minimally invasive protocol for chronic multi-site electroencephalography recording in freely moving mice. J Vis Exp. (224), e69314(2025).
  30. Gulino, M., Kim, D., Pané, S., Santos, S. D., Pêgo, A. P. Tissue response to neural implants: the use of model systems toward new design solutions of implantable microelectrodes. Front Neurosci. 13, 689(2019).
  31. Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29 (24-25), 3393-3399 (2008).
  32. Wang, Z., et al. Cortical complexity and connectivity during isoflurane-induced general anesthesia: a rat study. J Neural Eng. 19 (3), 036012(2022).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

ntrakraniyal EEGoklu Elektrot mplantasyonuKronik Kay tElektrot LokalizasyonuLokal Alan PotansiyeliA r DavranBeslenme DavranN roinflamatuar Belirte lerHistolojik Analiz
Video yakında
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.