Kullanılan reaktifler ve ekipmanlar Materyaller Tablosunda listelenmiştir.
Hücre kültürü
İnsan akciğer adenokarsinom (LUAD) hücre hatları A549 ve H358 ile ölümsüzleştirilmiş bronşiyal epitel hücre hattı Beas-2b kullanılmıştır. Farklı KRAS-mutant geçmişlerine sahip, yaygın olarak kullanılan LUAD modelleri olarak A549 (KRAS G12S) ve H358 (KRAS G12C; STK11-eksik) seçilmiş; Beas-2b ise malign olmayan bronşiyal epitel karşılaştırıcısı olarak dahil edilmiştir. A549 ve H358 hücreleri RPMI-1640 ortamında, Beas-2b hücreleri ise DMEM ortamında kültüre edilmiştir; her iki ortam da %10 fetal bovin serum ve %1 penisilin-streptomisin içermektedir. Hücreler, %5 CO₂ içeren nemlendirilmiş bir atmosferde 37 °C'de kültüre edilmiştir. Tümör ve epitel karşılaştırıcı hücre hatları farklı rutin ortamlarda tutulduğu için, hücre hatları arası bazal ekspresyon karşılaştırmaları ihtiyatla yorumlanmıştır.
Lentiviral transduksiyon ve stabil hücre seçimi
hsa-miR-486-3p öncülünü taşıyan lentiviral vektörler (LV-miR-486-3p) veya karma bir negatif kontrol dizisi (LV-NC), stabil fonksiyon kazanım tasarımı kapsamında kullanılmıştır. A549 ve H358 hücreleri, 6 kuyucuklu plakalara kuyucuk başına 5 × 104 hücre olacak şekilde ekilmiş ve gece boyunca kültüre edilmiştir. Ertesi gün hücreler, 8 µg/mL polybrene varlığında 10 enfeksiyon çokluğu (MOI) ile lentivirüse maruz bırakılmıştır. 24 saat sonra, viral inokülum taze komple ortam ile değiştirilmiştir. Transdükte edilmiş hücreler, 2 µg/mL puromisin ile 7 gün boyunca seçilmiştir. Seçim işleminden sonra, hayatta kalan hücrelerin toparlanmasına izin verilmiş ve sonraki moleküler ve fonksiyonel analizler için hücreler çoğaltılmıştır. Mevcut çalışma özellikle stabil zorunlu aşırı ekspresyonun etkilerini değerlendirmek üzere tasarlandığı için herhangi bir miR-486-3p inhibitör kolu dahil edilmemiştir.
NOT: Hücre canlılığındaki tedaviyle ilgili farklılıkları en aza indirmek için MOI, polybrene maruziyet süresi ve puromisin seleksiyon koşulları LV-NC ve LV-miR-486-3p grupları arasında aynı tutulmalıdır.
RT-qPCR
miR-486-3p ekspresyon seviyelerini belirlemek ve A549 ile H358 hücrelerindeki lentiviral aşırı ekspresyonun etkinliğini doğrulamak için RT-qPCR gerçekleştirilmiştir. Toplam RNA, üretici talimatlarına uygun olarak TRIzol reajeni kullanılarak izole edilmiştir. RNA konsantrasyonu ve saflığı spektrofotometrik olarak değerlendirilmiş ve 1,8–2,1 arasındaki A260/A280 oranı kabul edilebilir olarak değerlendirilmiştir. mRNA analizi için, 1 µg toplam RNA, üretici protokolüne göre ticari bir cDNA sentez kiti kullanılarak cDNA'ya ters transkribe edilmiştir. mikroRNA analizi için ise cDNA sentezi, miRNA'ya özgü stem-loop ters transkripsiyon primeri kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Kantitatif PCR; 10 µL 2× SYBR Green Master Mix, her bir primerden 0,4 µM ve 2 µL cDNA kalıbı içeren toplam 20 µL reaksiyon hacminde yürütülmüştür. Amplifikasyon protokolü, 95 °C'de 5 dakika başlangıç denatürasyon adımını, ardından 95 °C'de 10 saniye denatürasyon ve 60 °C'de 30 saniye bağlanma/uzama şeklinde 40 döngüden oluşmuştur. Amplifikasyon spesifikliğini doğrulamak için ardından bir erime eğrisi analizi gerçekleştirilmiştir. miRNA kantifikasyonu için iç kontrol olarak U6 küçük nükleer RNA, mRNA normalizasyonu için ise referans gen olarak GAPDH kullanılmıştır. Göreceli ekspresyon seviyeleri 2−ΔΔCq yöntemi kullanılarak belirlenmiştir.
miRNA primer dizileri şu şekildedir: stem-loop ters transkripsiyon primeri, 5′-GTCGTATCGACTGCAGGGTCCGAGGTATTCGCAGTCGATACGAC
ATCCTG-3′; miR-486-3p ileri primer, 5′-CGCGGGGCAGCTCAGTA-3′; üniversal geri primer, 5′-ACTGCAGGGTCCGAGGTATT-3′; U6 ileri primer, 5′-CTCGCTTCGGCAGCACA-3′ ve U6 geri primer, 5′-AACGCTTCACGAATTTGCGT-3′. WNT5B, DVL1, CTNNB1, BCL2 ve GAPDH için primer dizileri, amplikon uzunlukları ve amplifikasyon verimlilikleri ile birlikte Tablo 1'de verilmiştir. mRNA ekspresyonu GAPDH'ye göre normalize edilirken, miR-486-3p ekspresyonu U6'ya göre normalize edilmiştir. Her deney, biyolojik replika başına üç teknik replika olacak şekilde üç bağımsız biyolojik replika içermiştir.
Western blotting
7 günlük puromisin seçimi ve bir toparlanma süresinin tamamlanmasının ardından hücreler, proteaz inhibitörleri içeren RIPA tamponu ile lizlendi. Protein konsantrasyonları BCA protein analizi kullanılarak belirlendi. Eşit miktardaki proteinler (hat başına 20 µg), %10'luk SDS-PAGE jellerinde ayrıştırıldı ve 300 mA'de 120 dk boyunca ıslak transfer yöntemiyle PVDF membranlara aktarıldı. Membranlar, %0,1 Tween-20 içeren Tris-tamponlu salin (TBST) ile hazırlanan %5'lik yağsız süt ile oda sıcaklığında 1 saat boyunca bloke edildi. Membranlar; WNT5B (1:1.000), DVL1 (1:1.000), β-catenin (1:1.000), BCL-2 (0,5 µg/mL) veya β-actin (1:5.000) karşıtı primer antikorlarla 4 °C'de gece boyunca inkübe edildi. Tüm antikorların üreticileri ve katalog numaraları Materyaller Tablosunda verilmiştir. TBST ile yapılan üç adet 10 dakikalık yıkamanın ardından membranlar, 1:5.000 oranında seyreltilmiş HRP-konjuge keçi anti-tavşan IgG sekonder antikoru ile oda sıcaklığında 1 saat boyunca inkübe edildi. Membranlar daha sonra üç kez TBST ile yıkandı ve protein bantları kemilüminesans bir substrat kullanılarak görselleştirildi ve bir jel dokümantasyon ve görüntüleme sistemi ile görüntülendi. Bant yoğunlukları ImageJ kullanılarak nicelleştirildi. Her bir hedef proteinin bolluğu, aynı biyolojik örnekten elde edilen ilgili β-actin sinyaline normalize edildi. Densitometrik analiz için yalnızca lineer, doygun olmayan deteksiyon aralığındaki pozlamalar kullanıldı. Üç bağımsız biyolojik deney gerçekleştirildi.
Hücre Sayım Kiti-8 analizi
LV-NC veya LV-miR-486-3p ile stabil olarak transduce edilmiş A549 ve H358 hücreleri, 96 kuyucuklu plakalara 100 µL tam besiyeri içinde her kuyucuğa 1.5 × 104 hücre olacak şekilde ekildi. Gece boyu yapışmanın ardından besiyeri değiştirildi ve Cell Counting Kit-8 reaktifi eklendikten hemen sonra 0. saat absorbansı ölçüldü. 0 sa, 24 sa, 48 sa, 72 sa ve 96. saatlerde, her kuyucuğa 10 µL reaktif eklendi ve 450 nm'de absorbans okunmadan önce 37 °C'de 1 sa inkübe edildi. Revize edilmiş zaman seyri analizi için, grafik çizilmeden önce her grup kendi 0. saat değerine göre normalize edildi. Üç bağımsız biyolojik deney gerçekleştirildi ve istatistiksel analizden önce her deneydeki teknik kuyucukların ortalaması alındı.
Koloni oluşum deneyi
Stabil olarak seçilmiş A549 ve H358 hücreleri, 5 × 102 hücre/mL konsantrasyonunda tek hücre süspansiyonları şeklinde hazırlandı. 6 kuyucuklu bir plakadaki her bir kuyucuğa bir mililitre hücre süspansiyonu eklendi ve ardından 3 mL komple besiyeri ilave edildi. Hücreler, her 5 günde bir besiyeri değişimi yapılarak 14 gün boyunca kültüre edildi. Koloniler PBS ile yıkandı, %4 paraformaldehit ile 20 dk fikse edildi, 20 dk kristal viyole ile boyandı, yıkandı ve havada kurutuldu. En az 50 hücre içeren koloniler ImageJ'de sayıldı. Üç bağımsız biyolojik deney gerçekleştirildi.
NOT: Hücrelerin yapay olarak kümelenmesini önlemek için, homojen bir tek hücre süspansiyonu ve koloni oluşumu sırasında plakanın minimum düzeyde sarsılması gereklidir.
Hücre göçü deneyi
Stabil olarak transduce edilmiş A549 ve H358 hücreleri 6 kuyucuklu plakalara ekilmiş ve konfluent bir monolayer oluşana kadar kültüre edilmişlerdir. Steril bir 10 µL pipet ucuyla düz bir çizik oluşturulmuş, ayrılan hücreler uzaklaştırılmış ve aynı işaretli alanlar 0 h, 24 h, 48 h ve 72 h sürelerinde görüntülenmiştir. Yara alanı ImageJ'de ölçülmüş ve yara kapanması (0 h'deki alan − belirtilen zaman noktasındaki alan) / 0 h'deki alan × 100% olarak hesaplanmıştır. Üç bağımsız biyolojik deney gerçekleştirilmiştir. Herhangi bir farmakolojik proliferasyon blokörü kullanılmamıştır; bu nedenle, bu analiz migrasyona özgü bir sonuçtan ziyade yara kapanmasının bir ölçümü olarak yorumlanmıştır.
NOT: Çizikler tutarlı genişlik ve basınçla oluşturulmalı ve zaman seyri boyunca aynı alanlar takip edilmelidir.
Hücre invazyon testi
Transwell invazyon analizleri, 8 µm gözenek boyutuna sahip 24 kuyucuklu polikarbonat membran insertler kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Her insertin üst yüzeyi, serumsuz DMEM ile 1:8 oranında seyreltilerek yaklaşık 1 mg/mL nihai protein konsantrasyonuna getirilen 100 µL Matrigel bazal membran matrisi ile kaplanmış ve 37 °C'de 4 s boyunca inkübe edilmiştir. A549 ve H358 hücreleri, sırasıyla 8 × 105 hücre/mL ve 4 × 105 hücre/mL yoğunluklarda serumsuz RPMI-1640 ortamında yeniden süspande edilmiştir. Üst bölmeye, insert başına 1,6 × 105 A549 hücresine veya 8 × 104 H358 hücresine karşılık gelen 200 µL hücre süspansiyonu eklenmiştir. Alt bölme, kemoatraktan olarak %20 fetal bovin serum içeren 500 µL RPMI-1640 ortamı ile doldurulmuştur. %5 CO₂ içeren nemlendirilmiş bir atmosferde 37 °C'de 48 s boyunca inkübasyonun ardından, membranın üst yüzeyinde kalan invaze olmamış hücreler bir pamuklu çubukla nazikçe uzaklaştırılmıştır. Membrandan geçerek invaze olan hücreler, %4 paraformaldehit ile 20 dk boyunca fikse edilmiş ve oda sıcaklığında %0,1 kristal viyole ile 20 dk boyunca boyanmıştır. Her insert için rastgele seçilen beş mikroskobik alan görüntülenmiş ve invaze olan hücre sayısı ImageJ kullanılarak nicelendirilmiştir. Beş alandan elde edilen ortalama hücre sayısı her bir insert için tek bir değer olarak kabul edilmiş ve bireysel bir mikroskobik alan yerine insert, deneysel birim olarak değerlendirilmiştir. Üç bağımsız biyolojik deney gerçekleştirilmiştir.
NOT: Membrana zarar vermemek veya alt yüzeye göç etmiş hücreleri yerinden oynatmamak için, istila etmeyen hücreleri nazikçe ve tutarlı bir şekilde uzaklaştırın.
İstatistiksel analiz
Aksi belirtilmedikçe veriler ortalama ± SD olarak sunulmuştur ve n bağımsız biyolojik deneyleri ifade eder. Teknik tekrarlar veya aynı deney biriminden alınan birden fazla mikroskobik alan, çıkarımsal testler öncesinde ortalamaları alınarak birleştirilmiştir. Üç hücre hattı karşılaştırması için tek yönlü varyans analizi ve ardından Tukey düzeltmeli ikili karşılaştırmalar kullanılmıştır. CCK-8 ve yara kapanma zaman seyirleri için tedavi, zaman ve tedavi-zaman etkileşimi etkilerini değerlendirmek amacıyla iki yönlü tekrarlanan ölçümler varyans analizi kullanılmış ve ardından münferit zaman noktalarında Šídák düzeltmeli karşılaştırmalar yapılmıştır. İki grup karşılaştırmaları, iki yönlü eşleşmemiş Student t-testleri kullanılarak analiz edilmiştir. İstatistiksel analizler ve veri görselleştirme işlemleri, istatistiksel analiz ve grafik yazılımları kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Kesin p-değerleri şekil panellerinde veya kaynak veri tablolarında raporlanmıştır. İstatistiksel anlamlılık p < 0.05 olarak tanımlanmıştır; *p < 0.05, **p < 0.01, ***p < 0.001 ve ****p < 0.0001.