Name: Farelerden İzole ve İnkübe Olgun İskelet Kasında İnsülin ve Kasılma ile Uyarılmış Glikoz Alımının Ölçülmesi (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Öğrenin fare iskelet kaslarında insülin ve kasılma ile uyarılmış glikoz alımını ölçme yöntemini. Bu teknik glikoz metabolizması ve kas fizyolojisi araştırmalarında sistemik etkileri ortadan kaldırarak hassas değerlendirme sağlar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu çalışma, Danimarka Bağımsız Araştırma Konseyi - Tıp Bilimleri (FSS8020-00288B) ve Novo Nordisk Vakfı'ndan (NNF160C0023046) gelen hibelerle desteklenmiştir. Bu çalışma aynı zamanda Novo Nordisk Vakfı tarafından finanse edilen Danimarka Diyabet Akademisi'nden Rasmus Kjøbsted'e NNF17SA0031406 hibe numaralı bir araştırma hibesi ile desteklendi. Yazarlar, yetenekli teknik yardımları için Karina Olsen, Betina Bolmgren ve Irene Bech Nielsen'e (Kopenhag Üniversitesi Fen Fakültesi Beslenme, Egzersiz ve Spor Bölümü) teşekkür eder.

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur

İskelet kasında glikoz alımının bozulmamış bir şekilde düzenlenmesi, genel sağlığın korunması için önemlidir1. Bu nedenle, kas glukozu alımının araştırılması, çeşitli sağlık değiştirici müdahaleleri değerlendirirken genellikle birincil okuma görevi görür. Burada, insülin ve elektriksel olarak indüklenen kasılmalara yanıt olarak farelerden izole ve inkübe edilmiş soleus ve EDL kasında glikoz alımını ölçmek için bir ex vivo yöntemi tanımlamaktayız. Yöntem hızlı ve güvenilirdir ve kanda bulunabilecek...

İskelet kası, insülin ve egzersize yanıt olarak hücre dışı boşluktan büyük miktarlarda glikoz çıkarma yeteneğine sahiptir. Bu, tüm vücut glikoz homeostazının korunmasına yardımcı olur ve yüksek enerji talebi zamanlarında glikoz arzını güvence altına alır. İskelet kası glukoz alımının bozulmamış bir şekilde düzenlenmesinin genel sağlık ve fiziksel performans için önemli olduğu gösterildiğinden1,2, çeşitli koşullar sırasında kas glikozu alımının ölçümleri çok dikkat çekmiştir. İnsanlarda ve hayvanlarda, hiperinsülinemik-öglisemik kelepçe, insülin duyarlılığını in vivo 3,4 değerlendirmek için altın standart teknik olarak kullanılmıştır. Oral glukoz tolerans testinden elde edilen bulguların aksine, hiperinsülinemik-öglisemik kelepçe tekniği sağlam gastrointestinal fonksiyon veya pankreastan insülin sekresyonu gerektirmez ve bu nedenle insülin yanıtlarının gastro-intestinal ve / veya pankreas fonksiyonunda farklılıklar gösteren denekler arasında karşılaştırılmasına izin verir. İnsanlarda egzersiz sırasında in vivo kas glukozu alımının ölçümleri 1960'lardan beri sıklıkla yapılmaktadır5. İlk önce arteriyovenöz denge teknikleri6 kullanılarak ve daha sonra pozitron emisyon tomografisi (PET) görüntülemenin pozitron yayan glikoz analoğu ile kombinasyon halinde kullanılmasıyla, örneğin 18F-Floro-deoksi-glukoz7. Kemirgenlerde, egzersizle uyarılan kas glukoz alımı in vivo olarak radyoaktif veya stabil izotop etiketli glikoz analogları 8,9,10 kullanılarak gerçekleştirilir.
Kas glukoz alımının in vivo ölçümlerine tamamlayıcı bir yöntem, küçük kasları kemirgenlerden izole etmek ve inkübe etmek ve daha sonra radyoaktif veya stabil izotop etiketli glikoz analogları11,12,13 kullanarak glikoz alımını ölçmektir. Bu yöntem, olgun iskelet kasında glikoz alım oranlarının doğru ve güvenilir bir şekilde ölçülmesini sağlar ve çeşitli insülin konsantrasyonlarının varlığında ve elektriksel stimülasyonun neden olduğu kontraksiyon sırasında gerçekleştirilebilir. Daha da önemlisi, izole edilmiş ve inkübe edilmiş iskelet kasında glikoz alımının ölçümleri, çeşitli müdahalelere (örneğin beslenme, fiziksel aktivite, enfeksiyon, terapötikler) maruz kalan farelerin kas metabolik fenotipini araştırırken önemlidir. İzole iskelet kası modeli aynı zamanda glikoz alımını kendi başına etkileyebilecek ve / veya insülin duyarlılığını değiştirebilecek farmakolojik bileşik testi için uygun bir araçtır12,14. Bu şekilde, kas glukoz metabolizmasını düzenlemek için tasarlanmış bileşiklerin etkinliği, klinik öncesi hayvan modellerinde daha sonra in vivo testlerden önce oldukça kontrollü bir ortamda test edilebilir ve değerlendirilebilir.
Bazı koşullar altında, metabolik canlılık, izole edilmiş ve inkübe edilmiş iskelet kası model sisteminde bir zorluk oluşturabilir. Gerçekten de, inkübe edilmiş kaslarda dolaşım sisteminin olmaması, substratların (örneğin oksijen ve besinler) verilmesinin tamamen kas lifleri ve çevresindeki ortam arasındaki basit difüzyona bağlı olmasını gerektirir. Bununla ilgili olarak, inkübe edilen kasların küçük ve ince olması ve bu nedenle inkübasyon sırasında oksijen difüzyonu için daha az bariyer oluşturması önemlidir15. Özellikle birkaç saat boyunca uzun süreli inkübasyonlar sırasında, kas enerjisinin tükenmesine neden olan yetersiz oksijen kaynağı nedeniyle hipoksik durumlar gelişebilir15. Her ne kadar inkübe edilmiş sıçan kasında metabolik canlılığın çeşitli belirteçleri, sıçan kas canlılığının korunmasına yardımcı olan önemli değişkenlerin tanımlanmasının yanı sıra daha önce bildirilmiş olsa da,15, küçük inkübe fare kaslarında metabolik canlılığın kapsamlı bir değerlendirmesi hala garanti edilmektedir. Bu nedenle, şu anda, glikojen içeriği esas olarak inkübe edilmiş fare iskelet kası16,17'de metabolik canlılığın bir belirteci olarak kullanılmıştır.
Burada, hücre dışı bir belirteç olarak radyoetiketli [3H]2-deoksi-D-glukoz ve [14C] mannitol kullanılarak farelerden izole edilmiş ve inkübe edilmiş soleus ve EDL kasında bazal, insülin ve kasılma ile uyarılmış glikoz alımını ölçmek için ayrıntılı bir protokol tanımlamaktayız. Bu çalışmada, glukoz alımı 10 dakikalık bir süre boyunca ölçülmüş ve yöntem, submaksimal ve maksimal etkili insülin konsantrasyonlarının yanı sıra tek bir kasılma protokolü kullanılarak sunulmuştur. Bununla birlikte, burada açıklanan protokoller inkübasyon süresi, insülin dozu ve elektriksel stimülasyon protokolü açısından kolayca değiştirilebilir. Ayrıca, inkübe soleus ve EDL fare kasında metabolik canlılığın çeşitli belirteçlerinin kapsamlı bir karakterizasyonunu sağlıyoruz. Sonuçlar, inkübasyon tamponuna glikoz takviyesinin, 1 saat boyunca inkübe edilen kasın metabolik canlılığını korumak için gerekli olduğunu göstermektedir.

<table><tbody><tr><td>[14C] D-mannitol</td><td>Amerikan Radyoaktif İşaretli Kimyasallar, Inc.</td><td>ARC 0127</td><td></td></tr> <tr><td>[3H] 2-deoksi-D-glikoz ve nbsp;</td><td>Amerikan Radyoaktif İşaretli Kimyasallar A.Ş.</td><td>ART 0103A</td><td></td></tr><tr><td>2-Deoksi-D-glikoz</td><td>Sigma</td><td>D8375</td><td></td></tr><tr><td>4-0 USP steril olmayan cerrahi naylon sütür</td><td>Harvard Aparatı</td><td>51-7698</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin / HRP (Konjugat)</td> <td>DAKO</td><td>P0397</td><td>ACC proteini</td></tr><tr><td>Akt2 antikorunu</td> tespit etmek için kullanılır <td>Hücre Sinyali</td><td>3063</td><td></td></tr><tr><td>AMPK & alfa; 2 antikor</td><td>Santa Cruz</td><td>SC-19131</td><td></td></tr><tr><td>aprotinin</td><td>Sigma</td><td>A1153</td><td></td></tr><tr><td>benzamidin</td><td>Sigma</td><td>B6505</td><td></td></tr><tr><td>Sığır serum albümini (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Merck</td><td>1020831000</td><td></td></tr><tr><td>Kalibrasyon kiti (kuvvet)</td><td>Danimarkalı Myo Technology A/S</td><td>300041</td><td></td></tr><tr><td>Kemilüminesans</td><td>Millipore</td><td>WBLUF0500</td><td></td></tr><tr><td>D-Glikoz</td><td>Merck</td><td>1084180100</td><td></td></tr><tr><td>D-Mannitol</td><td>Sigma</td><td>M4125</td><td></td></tr><tr><td>Veri toplama programı</td><td>National Instruments</td><td>LabVIEW yazılım sürümü 7.1</td><td></td></tr><tr><td>Diyaliz tüpü</td><td>Visking</td><td>DTV.12000.09 Boyut No.9</td><td></td></tr><tr><td>Dijital görüntüleme sistemi</td><td>BioRad</td><td>ChemiDoc MP</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma EDS</td><td>E9884</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>Elektrik Nabız Stimülatörü</td><td>Digitimer</td><td>D330 MultiStim Sistemi</td><td></td></tr><tr><td>Gliserol</td><td>Sigma</td><td>G7757</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H7637</td><td></td></tr><tr><td>IGEPAL CA-630 ve nbsp;</td><td>Sigma</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>İnsülin</td><td>Novo Nordisk</td><td>Actrapid, 100 IE/mL</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Merck</td><td>1049361000</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Merck</td><td>104873025</td><td></td></tr><tr><td>leupeptin</td><td>Sigma</td><td>L2884</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Merck</td><td>1058860500</td><td></td></tr><tr><td>Kas Şeridi Miyograf Sistemi</td><td>Danimarka Myo Teknolojisi A/S</td><td>Model 820MS</td><td></td></tr><tr><td>Na-Ortovanadat</td><td>Sigma</td><td>S6508</td><td></td></tr><tr><td>Na-Pirofosfat</td><td>Sigma</td><td>221368</td><td></td></tr><tr><td>Na-Piruvat</td><td>Sigma</td><td>P2256</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Merck</td><td>106041000</td><td></td></tr><tr><td>NaF</td><td>Sigma</td><td>S1504</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>VWR</td><td>27778260</td><td></td></tr><tr><td>pACC Ser212 antikor</td><td>Hücre Sinyali</td><td>3661</td><td></td></tr><tr><td>pAkt Thr308 antikor</td><td>Hücre Sinyali</td><td>9275</td><td></td></tr><tr><td>pAMPK Thr172 antikor</td><td>Hücre Sinyali</td><td>2531</td><td></td></tr><tr><td>fenilmetilsülfonilflorür</td><td>Sigma</td><td>P7626</td><td></td></tr><tr><td>Platin elektrotlar</td><td>Danimarkalı Myo Teknolojisi A/S</td><td>300145</td><td></td></tr><tr><td>pTBC1D4 Ser588 antikor</td><td>Hücre Sinyali</td><td>8730</td><td></td></tr><tr><td>Sintilasyon sayacı</td><td>Perkin Elmer</td><td>Tri-Carb-2910TR</td><td></td></tr><tr><td>Sintilasyon sıvısı&nbsp;</td><td>Perkin Elmer</td><td>6013329</td><td></td></tr><tr><td>İstatistiksel analiz yazılımı</td><td>Systat</td><td>SigmaPlot sürüm 14</td><td></td></tr><tr><td>TBC1D4 antikoru</td><td>Abcam</td><td>ab189890</td><td></td></tr><tr><td>TissueLyser II&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>85300</td><td></td></tr><tr><td>Ultra saf su</td><td>Merck</td><td>Milli-Q Referans A + Sistemi</td><td></td></tr> <tr><td>ve beta; - gliserofosfat</td><td>Sigma</td><td>G9422</td><td></td></tr></tbody></table>

farelerden İzole ve İnkübe olgun İskelet kasında İnsülin ve kasılma ile uyarılmış glikoz alımının Ölçülmesi

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

İskelet kası insüline duyarlı bir dokudur ve tipik olarak bir yemekten sonra kana giren glikozun çoğunu alır. Ayrıca, iskelet kasının egzersiz sırasında kandan glikoz ekstraksiyonunu dinlenme koşullarına kıyasla 50 kata kadar artırabileceği bildirilmiştir. Egzersiz ve insülin stimülasyonu sırasında kas glukoz alımındaki artış, glikoz taşıyıcı 4'ün (GLUT4) hücre içi bölmelerden kas hücresi yüzey zarına translokasyonuna ve ayrıca glikozun heksokinaz II tarafından glikoz-6-fosfata fosforilasyonuna bağlıdır. M. soleus ve m . extensor digitorum longus (EDL) gibi fare kaslarının izolasyonu ve inkübasyonu, insülin ve elektriksel olarak indüklenen kontraksiyonun (egzersiz için bir model) olgun iskelet kasında glikoz alımı üzerindeki etkilerini incelemek için uygun bir ex vivo modeldir. Böylece, ex vivo model, kas insülin duyarlılığının değerlendirilmesine izin verir ve kas glikoz alımının ölçümleri sırasında kas liflerinin düzgün bir şekilde alınmasını sağlayan kasılma sırasında kas kuvveti üretimini eşleştirmeyi mümkün kılar. Ayrıca, tarif edilen model, kas insülin duyarlılığı üzerinde etkisi olabilecek veya iskelet kası glikoz alımının düzenleyici karmaşıklığını tanımlamaya çalışırken yardımcı olabilecek farmakolojik bileşik testi için uygundur.
Burada, hücre dışı bir belirteç olarak radyoetiketli [3H]2-deoksi-D-glukoz ve [14C] mannitol kullanılarak farelerden izole edilmiş ve inkübe edilmiş soleus ve EDL kas preparatlarında insülin ve kasılma ile uyarılmış glikoz alımının nasıl ölçüleceğine dair ayrıntılı bir protokol açıklıyor ve sunuyoruz. Bu, olgun iskelet kasındaki glikoz alımının, bozulmamış hayvan modeline müdahale edebilecek kafa karıştırıcı faktörlerin yokluğunda doğru bir şekilde değerlendirilmesini sağlar. Ek olarak, inkübe edilmiş fare iskelet kasının metabolik canlılığı hakkında bilgi veriyoruz, bu da uygulanan yöntemin kas enerjisi metabolizmasını incelerken belirli koşullar altında bazı uyarılara sahip olduğunu düşündürmektedir.

Şekil 2'de gösterildiği gibi, bazal glikoz alım oranları, dişi farelerden izole soleus ve EDL kası arasında benzerdi. Bu da12,13,19,20'den önce birkaç kez bildirilmiştir. Glikoz alımı, submaksimal olarak etkili bir insülin konsantrasyonuna (100 μU / mL) yanıt olarak, soleus ve EDL kasında sırasıyla 12 ve 9 μmol / g protein / s'ye ul...

Kas glukoz alımının bozulmamış bir şekilde düzenlenmesi, tüm vücut glikoz homeostazını korumak için önemlidir. Bu protokol, çeşitli fizyolojik müdahalelerin tüm vücut glikoz metabolizması üzerindeki etkisini tanımlarken, izole ve inkübe edilmiş olgun iskelet kasında insülin ve kontraksiyonla uyarılmış glikoz alımının değerlendirilmesini sunar.

Farelerden İzole ve İnkübe Olgun İskelet Kasında İnsülin ve Kasılma ile Uyarılmış Glikoz Alımının Ölçülmesi

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

Exvivo model, çeşitli fizyolojik müdahalelerin ve farmakolojik bileşiklerin ve kas glukoz alımının etkisini değerlendirmek için yararlı bir yöntemdir. Bu teknik, sağlam bir hayvan modeline müdahale edebilecek kafa karıştırıcı faktörlerin yokluğunda, izole fare iskelet kasında glikoz alımının doğru bir şekilde değerlendirilmesini sağlar. Bir deneye başlamadan önce, entegre kas şeridi biyografi sistemini açın ve odaları 30 santigrat dereceye ısıtın.Veri toplama yazılımını açın ve veri kümeleri arasında karşılaştırılabilirliği sağlamak için cebri dönüştürücüleri kalibre edin. Her bir inkübasyon odasına dört mililitre önceden ısıtılmış 30 santigrat derece bazal inkübasyon ortamı ekleyin ve ortamın sürekli olarak% 95 oksijen ve% 5 karbondioksit ile oksijenlendiğinden emin olun. Fareyi bir diseksiyon tepsisinde yüzüstü konuma getirin ve pedal refleksine yanıt verilmediğini onaylayın.Sonra bir iğne ile tek bir ön pençeyi sabitleyin. Hem aşil tendonu hem de diz eklemi görünene kadar cildi alt bacaktan çıkarmak için makas kullanın. Soleus kasının diseksiyonu için, 16 santimetrelik emilemeyen cerrahi naylon bir dikiş parçasından hazırlanan 0.4 santimetre çapında tek bir dikiş ilmeğini aşil tendonuna bağlayın ve aşil tendonuna ditel olarak peen forsepsleri döngüye sabitleyin.Soleus ve gastroknemius kaslarını pençeden serbest bırakmak için kesin ve soleus kasını ortaya çıkarmak için peen forsepslerini fare boyunca dikkatlice kaydırın. Peen forsepslerini sabitleyin ve soleus kasının proksimal tendonunun etrafına ikinci bir dikiş halkası yerleştirin. Proksimal tendonu kesin ve gastroknemius kasından arındırılmış iki bağlı sütür halkası da dahil olmak üzere soleus'u diseke edin.Toplandıktan sonra, soleus kasını inkübasyon odalarından birindeki ilgili kancalara hızlı bir şekilde bağlamak için halkaları kullanın. Tibialis anterior kasını kaplayan fasyayı çıkarmak için forseps kullanın. Tibialis anterior veya EDL kaslarının distal tendonları açık beyaz, görünür ve birbirinden ayrı olmalıdır.Tibialis ön kasının damıtılmış tendonunu kesin ve kası diseke edin. EDL kasını çevreleyen dokulardan nazikçe serbest bırakmak için forseps kullanın ve tendonları kesmeden kası sağlam bırakın. Damıtma ve proksimal EDL tendonlarının etrafına bireysel sütür halkaları yerleştirin.Döngüler yerleştirildiğinde, EDL kasını dikiş halkaları takılı olarak serbest bırakmak için tendonları kesin ve halkaları ikinci inkübasyon odasındaki kancalara hızlı bir şekilde takın. Daha sonra her kasın dinlenme gerginliğini yaklaşık beş milinewtona ayarlayın ve deneye başlamadan önce kasların ortamda en az 10 dakika boyunca dengelenmesine izin verin. İnsülin ile uyarılmış glikoz alımını ölçmek için, odalardaki bazal inkübasyon ortamını insülinsiz inkübasyon ortamı, submaksimal olarak etkili bir insülin konsantrasyonu veya 20 dakikalık bir inkübasyon için maksimum etkili bir insülin konsantrasyonu ile değiştirin.Stimülasyon süresinin sonunda, inkübasyon ortamını, 10 dakikalık bir inkübasyon için aynı insülin konsantrasyonunu içeren glikoz alım inkübasyon ortamı ile değiştirin. Glikoz alım inkübasyonunun sonunda, kasları inkübasyon odalarından dikkatlice çıkarın ve numuneleri buz gibi soğuk bazal inkübasyon ortamında yıkayın. Yıkamadan sonra, kasları filtre kağıdında hızla kurutun ve sıvı azotta dikiş halkaları olmadan dokuyu dondurun.Daha sonra 20 santigrat derece depolama ve kas glikoz alım analizi için her odadan 100 mikrolitre glikoz alım inkübasyon ortamı toplayın. Kasılmayı uyaran glikoz alımını ölçmek için, platin elektrotları merkezi olarak ve inkübasyon odalarındaki kasların her iki tarafına yerleştirin ve bazal inkübasyon ortamını glikoz alım inkübasyon ortamı ile değiştirdikten hemen sonra kas kasılmasını başlatın. Her inkübe edilmiş kastan zorla üretimi kaydedin.10 dakika sonra, gösterildiği gibi kasları nazikçe toplayın ve dondurun, gösterildiği gibi kas glikoz alım analizi için her odadan glikoz alım inkübasyon ortamının 100 mikrolitre alikotunu saklayın. Aynı kas numunesi setinde batı lekelenme analizi ile miyosellüler sinyalleşmeyi belirlemek için, her dondurulmuş kas örneğini 400 mikrolitre buz gibi soğuk homojenizasyon tamponunda homojenize edin ve numuneyi dört santigrat derecede bir saat boyunca uçtan uca döndürün. Daha sonra santrifüjleme yoluyla lisansı toplayın ve standart batı leke analiz protokollerine göre her numune paletindeki ilgili protein miktarını ölçün.Her numunedeki glikoz alımını ölçmek için, şişe başına üç mililitre sıvı sintilasyon sıvısı içeren sıvı sintilasyon sayma şişelerini ayırmak için her numuneden 150 mikrolitre süpernatant ve ilgili inkübasyon odalarından 25 mikrolitre glikoz alım inkübasyon ortamı ekleyin. Daha sonra şişeleri bir sıvı sintilasyon sayacına yükleyin ve üreticinin yönergelerine göre iki deoksiglikoz ve mannitolün radyoaktivitesini ölçün. Bu temsili analizde, bazal glukoz alım oranları, dişi farelerden izole edilen soleus ve EDL kasları arasında benzerdi.Glukoz alımı, hem submaksimal hem de maksimal olarak etkili insülin konsantrasyonlarına yanıt olarak soleus ve EDL kaslarında artmıştır. Ayrıca, hem submaksimal hem de maksimal insülin uyarılmış glukoz alımları soleus kasında anlamlı derecede yüksekti. Buna karşılık, kasılmaya bağlı glikoz alımı, EDL'de soleus kasına kıyasla anlamlı derecede yüksekti.Burada 10 dakikalık stimülasyon periyodu boyunca soleus ve EDL kaslarında üretilen maksimum kas kuvveti gözlemlenebilir. Beklendiği gibi, EDL kası stimülasyon periyodunun ilk bölümünde daha fazla kuvvet üretti, ardından stimülasyon periyodunda daha sonra hızlı bir düşüş oldu. Submaksimal ve maksimal insülin konsantrasyonları Akt treonin 308 ve TBC1D4 Serin 588'in fosforilasyonunda bir artışa neden olurken, kasılma AMPK Alpha treonin 172 ve ACC serin 212'nin fosforilasyonunda bir artışa neden olmuştur.Ne insülin ne de kasılma, toplam protein içeriğinde bir değişikliğe yol açmadı. İzole fare kaslarında glikoz alımını ölçmeye çalışmadan önce, soleus ve EDL kaslarının diseksiyonunu iyice uygulamak hayati önem taşır. Kas glikoz alımının değerlendirilmesini takiben, kalan kas proteini lizat, glikoz alım oranlarında gözlenen değişiklikleri aydınlatabilecek ek biyokimyasal analizler için kullanılabilir.

measurement-insulin-contraction-stimulated-glucose-uptake-isolated

Research

JoVE Journal

Biology

Biyoloji

Bu protokol, flow sitometri ile hücre plazma membranı, sitoplazma GLUT4 translokasyon ölçmek hızlı bir teknik anlatılmaktadır.

Akış Sitometri Plazma Membran GLUT4 Translokasyon Kantitatif Ölçüm

Hiperinsülinemik öglisemik kelepçe, ya da insülin kelepçe, insülin etkisini değerlendirmek için altın...

Bilinçli Mesnetlenmemiş Fare hiperinsülinemik öglisemik Kelepçeleri

Langerhans adacıkları izole edilmiş fare kullanılarak in vitro β-hücre fonksiyonu denenmesi diyabet patofizyolojisi ve terapötik çalışmada önemli bir bileşenidir. Çok sayıda alt-uygulama mevcut olmakla birlikte, bu protokol, spesifik olarak β-hücresi fonksiyonunu belirleyen önemli bir parametre olarak hücre içi siklik adenozin monofosfat (cAMP) ölçümünü açıklamaktadır.

Fare Pankreas Adacık İzolasyonu ve hücre içi cAMP Belirlenmesi için Bir Yöntem

Murin sol ventrikül papiller kas in vitro kardiyak kontraktiliteyi araştırmak için kullanılabilir. Bu makalede ayrıntılı olarak izolasyon ve deneysel protokoller kalp kasılma özelliklerini incelemek için açıklar.

Farelerde Kardiyak inotropiyi Soruşturma İzole papiller Kaslar kontraktilite Ölçümleri

İnsülin kaynaklı vazodilatasyon kas perfüzyon düzenleyen ve mikrovasküler artırır kan ve doku interstitium arasında yüzey alanı (mikrovasküler işe alım) çözünen değişimi için kullanılabilir. Kombine intravital mikroskobu ve kontrast-artırılmış Ultrasonografi sunulan aynı anda insülin'ın eylem daha büyük gemiler ve mikro değerlendirmek için içinde vivo.

Intravital mikroskobu ve kontrast-artırılmış Ultrasonografi fare Hindlimb, insülin kaynaklı vazodilatasyon ve kas perfüzyon çalışmaya kombine

Bu çalışma, 18F-FDG'nin dokulara in vivo, gerçek zamanlı alımını ölçmek için kinetik modelleme ile birlikte 18F-FDG ve pozitron emisyon tomografisi/bilgisayarlı tomografi (PET/BT) görüntülemeyi kullanan bir protokolü açıklamaktadır.

Kullanımı Glukoz Metabolizma Kinetiği Belirlenmesi<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG Mikro PET / BT

Bu yöntemde insan primer kas hücreleri, in vitro kültürlenerek farklı miyotüpler elde edilir ve glikoz alım hızı ölçülür. Radyoaktif işaretli [ 3 H] 2-deoksi-D-Glikoz kullanarak bazal ve insülinle uyarılmış haldeki oranları ölçmek için ayrıntılı bir protokol sağlıyoruz.

Glikoz Alımı Ölçümü ve İnsülin Uyarıcısına Yanıt<em&gt; In vitro</em&gt; Kültürlü İnsan Primer Miyotları

Floresan olarak etiketlenmiş glikozun hücre dışı tükenmesi, glikoz alımı ile ilişkilidir ve eksize edilmiş organlarda ve hücre kültürlerinde glikoz alımının yüksek verimli taranması için kullanılabilir.

Ex Vivo'da Hücrelerde ve Dokularda Glikoz Alımının Dolaylı Bir Ölçüsü Olarak Hücre Dışı Glikoz Tükenmesi

Daha yüksek kan şekeri konsantrasyonu ile insülin salınımını ölçmek için bir hiperglisemik kelepçe kullanılır. Hipoglisemik bir kelepçe, karşı düzenleyici yanıtların neden olduğu glikoz üretimini ölçmek içindir. Her iki yöntemde de aynı cerrahi prosedür kullanılır. Burada, sistemik glukoz metabolizmasını değerlendirmek için bir klemp tekniği sunuyoruz.

Bilinçli Farelerde Hiperglisemik Kelepçe ve Hipoglisemik Kelepçe

Burada, olası karışıklıkların azaltılması ile endokrin pankreas fonksiyonunu değerlendirmek için ek bir teknik olarak, sağlam bir pankreas ile fare damar sistemi yoluyla perfüzyon yoluyla glikoz ile uyarılan insülin sekresyonu (GSIS) gerçekleştirme hakkında ayrıntılar sunuyoruz.

Sağlam Bir Pankreas ile Farelerin Damar Sisteminden Perfüzyon Yoluyla Glikozla Uyarılan İnsülin Sekresyonu

Öğrenin fare iskelet kaslarında insülin ve kasılma ile uyarılmış glikoz alımını ölçme yöntemini. Bu teknik glikoz metabolizması ve kas fizyolojisi araştırmalarında sistemik etkileri ortadan kaldırarak hassas değerlendirme sağlar.

Farelerden İzole ve İnkübe Olgun İskelet Kasında İnsülin ve Kasılma ile Uyarılmış Glikoz Alımının Ölçülmesi

Daha fazla video keşfet