Name: Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: Öğrenin, fare ve sıçanlarda kas sağlığını değerlendirmek için elektriksel empedans miyografisi yöntemini. Bu invaziv olmayan teknik, nöromusküler hastalıkların teşhisinde ve tedavi çalışmalarında güvenilir bir biyobelirteç olarak kullanılır.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu çalışma Charley's Fund ve NIH R01NS055099 tarafından desteklenmiştir.

Burada açıklanan tüm yöntemler, Beth Israel Deaconess Tıp Merkezi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi tarafından protokol numaraları altında onaylanmıştır (031-2019; 025-2019). Hayvanları idare etmek için uygun KKD ekipmanı giyin ve tüm hayvan işleri için IACUC kurallarına uyun.
1. In vivo yüzey EIM
<ol><li>Anesteziyi indüklemek için hayvanı bir anestezi kutusuna yerleştirin. NOT: Sıçanlar için %1.5-%3.5 izofluran ve 2 O 2 L·min-1, fareler için ise %2 izofluran ve 1O2 L·min-1 kullanılmıştır.</li>
	<li>Tamamen anestezi uygulandıktan sonra, hayvanın ayağını sıkıştırdıktan sonra yanıt yokluğu ile belirtildiği gibi, fareyi tezgahın üzerine yüzüstü bir pozisyonda yerleştirin ve% 1.5 izofluran ve 1 L · min-1 oksijen akışı kullanarak anesteziyi sürdürmek için burun konisini kullanın.</li>
	<li>Analiz edilecek hayvanın bacağını kalça eklemi (diz uzatılmış) ile 45° açıyla yerleştirin ve ayağı tıbbi bantla sabitleyin.</li>
	<li>Gastroknemius kasını kaplayan kürkü kesmek için bir saç kesme makinesi kullanın.</li>
	<li>Hayvanın derisine kalın bir tüy dökücü krem tabakası uygulayın ve 1 dakika bekletin. Daha sonra, tüy dökücü maddeyi çıkarmak için tuzlu doymuş gazlı bez kullanın. Gastroknemius kasını kaplayan tüm kürk çıkarılana kadar bu işlemi üç defaya kadar tekrarlayın. NOT: Cilt dehidrasyonunu önlemek için ölçümler alınmadığında cildin üzerine tuzlu suya batırılmış bir gazlı bez pedi yerleştirin.</li>
	<li>Yüzey dizisini (Şekil 1) EIM cihazına bağlayın ve elektrotların tuzlu su çözeltisine batırılmış bir gazlı bez parçası üzerinde durmasına izin verin.</li>
	<li>Yüzey dizisini doğrudan gastroknemius kası üzerinden, kas liflerine uzunlamasına yönlendirilmiş olarak cilde yerleştirin.</li>
	<li>Yazılımda 50 kHz direnç, reaktans ve faz değerlerinin kararlılığını gösteren yeşil görünen tüm çubuklarla gösterilen uygun teması kontrol ettikten sonra, EIM ölçümlerini alın. NOT: Doğru veri alımını sağlamak için eğriler gerçek zamanlı olarak kontrol edilmelidir.</li>
	<li>Yüzey dizisini 90 ° döndürün ve enine ölçümleri elde etmek için gastroknemius üzerinde cilt üzerinde yeniden konumlandırın (stabiliteyi gösteren yeşil çubukları kontrol edin).</li>
	<li>Kas başına toplam dört ölçüm elde etmek için 1.7, 1.8 ve 1.9 adımlarını tekrarlayın: iki uzunlamasına ve iki enine. NOT: Aşırı cilt tahrişini ve yaralanmasını önlemek için her iki haftada bir tüy dökücü ajanı birden fazla kez (yani, aynı durumda en fazla üç uygulama) kullanmayın. Tüy dökücü kremin çıkarılmasından yaklaşık 5-10 dakika sonra ölçümlerin yapılması önemlidir, çünkü tüy dökücü ajan tarafından indüklenen lokalize cilt ödeminin gelişmesi toplanan empedans verilerini etkileyebilir. İzofluran anestezisini durdurduktan hemen sonra hayvan iyileşmesi gerçekleşir ve prosedür analjezik tedavi gerektirmez.</li>
</ol>2. In vivo iğne dizisi EIM
<ol><li>Hayvanı anestezi altına alın ve bacağı adım 1.1-1.4'te açıklandığı gibi aynı prosedürü kullanarak hazırlayın. Bununla birlikte, bir iğne dizisi kullanarak in vivo EIM gerçekleştirirken bir tüy dökücü ajan kullanmak gerekli değildir.</li>
	<li>İğne dizisini (Şekil 2A-F) EIM cihazına bağlayın ve tuzlu su çözeltisi içeren bir tartım teknesinde dinlendirin. Bağlantı ve sinyal kararlılığını kontrol edin (yeşil çubuklarla gösterilir).</li>
	<li>Cildi ve iğneleri alkolle dezenfekte edin. İğne dizisini miyoliflere kıyasla uzunlamasına bir pozisyona yerleştirin ve tüm iğneler cilde ve altta yatan kaslara dizi üzerindeki plastik koruyucuya kadar nüfuz edene kadar cilde sıkıca bastırın. Veri alın.</li>
	<li>Dizgeyi nazikçe çıkarın ve enine yönde, ilk ölçüme göre 90°'lik bir açıyla deriden ve kasın içine tekrar yerleştirin. Veri alın. NOT: İğne dizileri kullanılırken, iğne elektrotlarının cilt ve kas dokusu üzerindeki etkisini azaltmak için ölçümler her yönde yalnızca bir kez alınmalıdır. Kanama meydana gelirse, ikinci ölçümü yapmadan önce kanı nazikçe silin. İzofluran anestezisini durdurduktan hemen sonra hayvan iyileşmesi gerçekleşir ve prosedür analjezik tedavi gerektirmez.</li>
</ol>3. Ex vivo EIM
<ol><li>Ex vivo dielektrik hücreyi hazırlayın (Şekil 2G, H), odaya tuzlu su çözeltisi ekleyin ve referans değerleri elde etmek için hücreyi EIM cihazına bağlayın. NOT: Salinin faz ve reaktans değerleri sıfırda veya sıfıra yakın sabit kalmalı ve salinin direnç değerleri 1 kHz ila 1 MHz frekans aralığında yaklaşık 100 ± 25 Ω sabit kalmalıdır.</li>
	<li>Hayvanı ilgili IACUC kurallarına göre ötenazileştirin.</li>
	<li>Bir çift makas kullanarak, Aşil tendonunun yakınındaki cildi kesin. Cımbız kullanarak, altta yatan kasları ve fasyayı ortaya çıkarmak için cildi yukarı doğru bir hareketle çekin. Gastroknemius kasını kaplayan biseps femoris'i nazikçe diseke edin ve siyatik siniri kesin.</li>
	<li>Gastroknemius ve soleus kaslarının distal ucunu serbest bırakmak için Aşil tendonunu kesin ve herhangi bir eki çıkarmak için makas kullanırken tendonu yavaşça yukarı doğru çekin. Tüm ataşmanlar çıkarıldıktan sonra, soleus kasının rostral ucunu kesmek ve çıkarmak için makas kullanın.</li>
	<li>Patella etrafındaki gastroknemius kasının kafalarını incelemek için makas kullanın. NOT: Gastroknemius kasının çıkarılmasından sonra, miyoliflerin orijinal oryantasyonunu hatırlamak önemlidir.</li>
	<li>Gastroknemius kasını bir diş balmumu tabakasına yerleştirin ve gastroknemius kasının merkezinden 10 mm x 10 mm'lik bir bölüm elde etmek için bir tıraş bıçağı ve bir cetvel kullanarak bölün. NOT: Dielektrik hücre boyutu özelleştirilebilir. Sıçanlar için 10 mm x 10 mm'lik bir hücre kullanıldı ve fareler için 5 mm x 5 mm'lik bir hücre kullanıldı.</li>
	<li>Cımbız kullanarak, gastroknemius'u dielektrik hücrelere nazikçe yerleştirin, liflerin uzunlamasına yönlendirildiğinden emin olun (yani, kaudal ve rostral ekstremiteler elektrotlara dokunmalıdır). Kasın metal elektrotlarla tamamen temas halinde olduğundan emin olun.</li>
	<li>Dielektrik hücrenin üst kısmını takın ve iki deliğe iki monopolar iğne (26 G) yerleştirin. EIM cihazından ex vivo hücreye kabloları aşağıdaki sırayla bağlayın: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, burada akım elektrotlarını temsil ederim ve V voltaj elektrotlarını temsil eder). Uzunlamasına ölçümü elde edin.</li>
	<li>Dielektrik hücreyi açın ve kası 90 ° döndürerek enine yönde yeniden yönlendirin. Dielektrik hücrenin üst kısmını yeniden takın. Enine ölçümü elde edin.</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
<li>Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKatirji%2C+B+%22Neuromuscular+Disorders+in+Clinical+Practice%22">Neuromuscular Disorders in Clinical Practice</a>. , Springer New York. New York, NY. (2014).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
<li>Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+a+study+in+amyotrophic+lateral+sclerosis+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).</li>
<li>Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+the+detection+of+muscle+inflammation+induced+by+%CE%BB-carrageenan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan.</a> PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+myofiber+cross-sectional+area+and+connective+tissue+deposition+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+D2-mdx+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice.</a> Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).</li>
<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standards+for+quantification+of+EMG+and+neurography%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Standards for quantification of EMG and neurography.</a> Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).</li>
<li>Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+disease%3A+Patterns+of+MRI+appearances%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances.</a> British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).</li>
<li>Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+imaging+in+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).</li>
<li>Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance+myography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).</li>
<li>Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+characteristics+of+electrical+impedance-electromyography+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes.</a> Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+spinal+muscular+atrophy+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography.</a> Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).</li>
<li>Schwartz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+electrical+impedance+myography+measurements+by+using+a+multifrequency+ratio%3A+A+study+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy.</a> Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).</li>
<li>Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+and+modeled+multifrequency+electrical+impedance+myography+parameters+and+their+relationship+to+force+production+in+the+ALS+SOD1G93A+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+and+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).</li>
<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
<li>Leitner, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+reducing+sample+size+in+Duchenne+muscular+dystrophy+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove, klinik ve araştırma kullanımı için empedans cihazları tasarlayan bir şirket olan Myolex, Inc.'de ve burada kullanılan mView sisteminde özsermayeye sahiptir ve danışman ve bilimsel danışman olarak hizmet vermektedir. Aynı zamanda şirketin Yönetim Kurulu üyesidir. Şirket ayrıca, S. B. Rutkove'nin mucit olarak adlandırıldığı patentli empedans teknolojisini lisanslama seçeneğine de sahiptir. Diğer yazarların, makalede tartışılan konu veya materyallerle açıklananlar dışında, finansal çıkarı veya finansal çatışması olan herhangi bir kuruluş veya kuruluşla başka hiçbir ilgisi veya finansal ilişkisi yoktur.

Bu makale, hem in vivo hem de ex vivo kemirgenlerde EIM gerçekleştirmek için temel yöntemleri sunmaktadır. Güvenilir ölçümler elde etmek için, bir dizi adımın gerçekleştirilmesi çok önemlidir. İlk olarak, her kasın hastalıklara, tedaviye ve patolojiye farklı yanıtları olacağından, ilgilenilen kası doğru bir şekilde tanımlamanız gerekir. Bir kas (örneğin, gastroknemius) üzerinde elde edilen verilerin başka bir kasta (örneğin, tibialis anterior) aynı bilgiyi sağlamayacağına dikkat edilmelidir. İkincisi, e...

Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas durumunu değerlendirmek, potansiyel olarak nöromüsküler bozuklukların teşhisini, hastalık progresyonunun izlenmesini ve tedaviye yanıtın değerlendirilmesini sağlayan güçlü bir yöntem sağlar 1,2,3. Hayvan hastalığı modellerine ve insanlara benzer şekilde uygulanabilir ve klinik öncesi çalışmalardan klinik çalışmalara nispeten sorunsuz bir çeviri sağlar. EIM ölçümleri, doğrusal olarak yerleştirilmiş dört elektrot kullanılarak kolayca elde edilir; iki dış elektrot, bir frekans aralığında (genellikle 1 kHz ile yaklaşık 2 MHz arasında) ağrısız, zayıf bir elektrik akımı uygular ve iki iç elektrot ortaya çıkan voltajları kaydeder1. Bu voltajlardan, dokunun empedans özellikleri, akımın dokudan geçmesinin ne kadar zor olduğunun bir ölçüsü olan direnç ( R ) ve dokunun reaktansı (X) veya "yüklenebilirliği" de dahil olmak üzere elde edilebilir. Reaktans ve dirençten, faz açısı (θ) aşağıdaki denklemle hesaplanır: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;">, tek bir toplam empedans ölçüsü sağlar. Bu tür ölçümler herhangi bir çok frekanslı biyoempedans cihazı kullanılarak elde edilebilir. Miyolifler esasen uzun silindirler olduğundan, kas dokusu da oldukça anizotropiktir, akım lifler boyunca onlardan daha kolay akar 4,5. Bu nedenle, EIM genellikle iki yönde gerçekleştirilir: dizi, lifler boyunca, akımın onlara paralel olarak akacağı şekilde ve kas boyunca, akımın kendilerine dik olarak akacağı şekilde yerleştirilir. Ek olarak, bir empedans ölçüm hücresinde bilinen bir doku hacminin ölçüldüğü ex vivo ölçümlerde, kasın doğal elektriksel özellikleri (yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik) türetilebilir6.
"Nöromüsküler bozukluklar" terimi, yapısal kas değişikliği ve disfonksiyonuna yol açan çok çeşitli birincil ve ikincil hastalıkları tanımlar. Bu, amiyotrofik lateral skleroz ve çeşitli kas distrofisi formlarının yanı sıra yaşlanma (örneğin, sarkopeni), kullanılmama atrofisi (örneğin, uzun süreli yatak istirahati veya mikro yerçekimi nedeniyle) ve hatta yaralanma7 ile ilgili daha basit değişiklikleri içerir. Nedenler bol olsa da ve motor nöron, sinirler, nöromüsküler kavşaklar veya kasın kendisinden kaynaklanabilse de, EIM, bu süreçlerin çoğuna bağlı olarak kastaki erken değişiklikleri tespit etmek ve ilerlemeyi veya tedaviye yanıtı izlemek için kullanılabilir. Örneğin, Duchenne musküler distrofisi (DMD) olan hastalarda, EIM'nin hastalığın ilerlemesini ve kortikosteroidlere yanıtı tespit ettiği gösterilmiştir8. Son zamanlarda yapılan çalışmalar ayrıca, EIM'nin, Ay veya Mars'ta yaşanacağı gibi kesirli yerçekimi9 ve yaşlanmanın etkileri de dahil olmak üzere değişen kullanım dışı durumlara duyarlı olduğunu göstermiştir. Son olarak, her ölçümle elde edilen veri setine (çok frekanslı ve yönlü bağımlı veriler) öngörücü ve makine öğrenmesi algoritmaları uygulayarak, miyofiber boyutu 12,13, enflamatuar değişiklikler ve ödem 14 ve bağ dokusu ve yağ içeriği 15,16 dahil olmak üzere dokunun histolojik yönlerini çıkarmak mümkün hale gelir.
İğne elektromiyografisi 17 ve manyetik rezonans görüntüleme, bilgisayarlı tomografi ve ultrason18,19 gibi görüntüleme teknolojileri de dahil olmak üzere insanlarda ve hayvanlarda kas sağlığını değerlendirmek için diğer birçok noninvaziv veya minimal invaziv yöntem de kullanılmaktadır. Bununla birlikte, EIM bu teknolojilerle karşılaştırıldığında farklı faydalar göstermektedir. Örneğin, elektromiyografi pasif özellikleri değil, sadece miyofiber membranların aktif elektriksel özelliklerini kaydeder ve bu nedenle kas bileşiminin veya yapısının gerçek bir değerlendirmesini sağlayamaz. Belli bir açıdan, görüntüleme yöntemleri de dokunun yapısı ve bileşimi hakkında bilgi sağladıkları için EIM ile daha yakından ilişkilidir. Ancak bir anlamda, sadece nicel bir çıktı sağlamak yerine ayrıntılı görüntü segmentasyonu ve uzman analizi gerektiren çok fazla veri sağlarlar. Dahası, karmaşıklıkları göz önüne alındığında, görüntüleme teknikleri hem kullanılan donanım hem de yazılımın özelliklerinden de büyük ölçüde etkilenir ve ideal olarak veri kümelerinin karşılaştırılabilmesi için aynı sistemlerin kullanılmasını gerektirir. Buna karşılık, EIM'nin çok daha basit olması, bu teknik sorunlardan daha az etkilendiği ve herhangi bir görüntü işleme veya uzman analizi gerektirmediği anlamına gelir.
Aşağıdaki protokol, hem noninvaziv (yüzey dizisi) hem de minimal invaziv (subdermal iğne dizisi) tekniklerin yanı sıra taze eksize edilmiş kas üzerinde ex vivo EIM kullanılarak sıçanlarda ve farelerde in vivo EIM'nin nasıl gerçekleştirileceğini göstermektedir.

<table><tbody><tr><td>3D Yazıcı</td><td>Formlabs Inc.</td><td>Form 2 Masaüstü</td><td>3D yazıcı</td></tr><tr><td>3D Yazıcı</td><td>Shenzhen Creality 3D Technology Co., LTD</td><td>Creality Ender 3 V2</td><td>3D yazıcı</td></tr><tr><td>3M Mikro gözenekli cerrahi bant</td><td>Fisher</td><td>19-027761 ve 19-061655</td><td>modelleri 1530-0 ve 1530-1</td></tr><tr><td>3M TRANSPORE cerrahi bant</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 ve 18-999-381</td><td>modelleri 1527-0 ve 1527-1</td></tr><tr><td>Konektör başlığı dikey 10 POS 1 mm aralık</td><td>Digi-Key (Sullins konektör çözümü)</td><td>S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)</td><td>Plastik ara parça Şekil 2A'da gösterilen in vivo dizi için sıçan için 1 mm delikler</td></tr><tr><td>Pamuk uçlu aplikatörler</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>Diş Balmumu</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>Tüy dökücü ajan</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>yumuşatıcı bebek yağı içeren tüy dökücü losyon</td></tr><tr><td>Dumont #7b Forceps</td><td>Fine Bilim Araçları</td><td>No. 11270-20</td><td>Diseksiyon için kullanılır, Stil: #7b, Uç Şekli: Kavisli, Uçlar: Standart, Uç Boyutları: 0,17 mm x 0,1 mm, Alaşım/Malzeme: Inox, Uzunluk: 11 cm</td></tr><tr><td>Elektronik Dijital Kumpas</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>Gastrocnemius kasının boyutlarını ölçmek için kullanılır</td></tr><tr><td>Epoksi yapıştırıcı çift kartuş 4 dk çalışma ömrü</td><td>Devcon</td><td>serisi 14265, model 2217</td><td>Şekil 2A'da gösterilen sıçan in vivo dizisinde kullanılan yapıştırıcı</td></tr><tr><td>Ex vivo dielektrik empedans hücresi</td><td>Özel</td><td>NA</td><td>Dielektrik hücreler Rutkove laboratuvarında 3D olarak basıldı</td></tr><tr><td>Graefe Forseps</td><td>Güzel Bilim Araçları</td><td>No. 11051-10</td><td>Kasın yerleştirilmesi ve ayarlanması için kullanılır, Uzunluk: 10 cm, Uç Şekli: Kavisli, Uçlar: Tırtıklı, Uç Genişliği: 0,8 mm, Uç Boyutları: 0,8 mm x 0,7 mm, Alaşım/Malzeme</td></tr><tr><td>Saç kesme makinesi</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl profesyonel hayvan BravMini+</td></tr><tr><td>Empedanslı Hayvan Cihazı</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView sistemi - hayvan araştırmalarında kullanım için araştırma amaçlı elektriksel empedans miyografi cihazı</td></tr><tr><td>İn vivo iğne dizileri</td><td>Özel</td><td>NA</td><td>Ambu'dan 27 G deri altı iğneleri kullanan özel diziler. İnşaat, Rutkove laboratuvarında bir 3D yazıcı kullanılarak tamamlandı</td></tr><tr><td>In vivo yüzey dizisi</td><td>Özel</td><td>NA</td><td>İn vivo yüzey dizisi Rutkove laboratuvarında basıldı ve monte edildi</td></tr><tr><td>İzofluran</td><td>Patterson Veteriner Malzemeleri</td><td>07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)</td><td>Pivetal - 250 mL şişe</td></tr><tr><td>Dokumasız gazlı bez</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 x 2 inç</td></tr><tr><td>Polistiren Tartı Yemekler</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>Boyutlar (U x G x Y): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm</td></tr><tr><td>Tıraş Bıçağı</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>Kasları doğru boyutlarda kesmek için kullanılır, Tek kenarlı karbon çelik bıçaklar</td></tr><tr><td>Öğrenci İnce Makas</td><td>Güzel Bilim Araçları</td><td>No. 91460-11</td><td>Diseksiyon için kullanılır, İpuçları: Keskin-Keskin, Alaşım / Malzeme: Öğrenci Paslanmaz Çelik, Tırtıklı: Hayır, Uç Şekli: Düz, Kesici Kenar: 20 mm, Uzunluk: 11,5 cm, Özellik: Öğrenci Kalitesi</td></tr><tr><td>Subdermal iğneler 27 G Neuroline</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>Şekil 2A'da gösterilen in vivo sıçan dizisinde kullanılan iğneler</td></tr><tr><td>Cerrahi Makas - Sharp</td><td>Fine Science Tools</td><td>No. 14002-13</td><td>Cildi kesmek için kullanılır, Uçlar: Keskin-Keskin, Alaşım/Malzeme: Paslanmaz Çelik, Tırtıklı: Hayır, Uç Şekli: Düz, Kesici Kenar: 42 mm, Uzunluk: 13 cm</td></tr><tr><td>TECA ELITE monopolar iğne elektrotları</td><td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>0,46 mm çap (26 G). Blue hub</td></tr><tr><td>Teknova% 0.9 tuzlu su çözeltisi</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 mL steril</td></tr></tbody></table>

kemirgenlerde in vivo ve ex vivo elektriksel empedans miyografisi gerçekleştirme

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas dokusu sağlığını ve hastalığını değerlendirmek için klinik öncesi ve klinik çalışmalarda kullanılabilecek uygun bir tekniktir. EIM, bir frekans aralığında (yani, 1 kHz'den 10 MHz'e) ilgi duyulan bir kasın içine düşük yoğunluklu, yön odaklı bir elektrik akımı uygulanarak ve elde edilen voltajların kaydedilmesiyle elde edilir. Bunlardan, reaktans, direnç ve faz dahil olmak üzere çeşitli standart empedans bileşenleri elde edilir. Eksize kas üzerinde ex vivo ölçümler yapılırken, dokunun doğal pasif elektriksel özellikleri, yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik de hesaplanabilir. EIM, hayvanlarda ve insanlarda, çeşitli hastalıklardaki kas değişikliklerini teşhis etmek ve izlemek için, basit kullanım atrofisi ile ilgili olarak veya terapötik müdahalenin bir ölçüsü olarak yaygın olarak kullanılmıştır. Klinik olarak, EIM zaman içinde hastalığın ilerlemesini izleme ve terapötik müdahalelerin etkisini değerlendirme potansiyeli sunar, böylece klinik çalışma süresini kısaltma ve örneklem büyüklüğü gereksinimlerini azaltma fırsatı sunar. Canlı hayvan modellerinde ve insanlarda noninvaziv veya minimal invaziv olarak gerçekleştirilebildiği için, EIM hem klinik öncesi hem de klinik gelişimi sağlayan yeni bir translasyonel araç olarak hizmet etme potansiyeli sunmaktadır. Bu makalede, farelerde ve sıçanlarda in vivo ve ex vivo EIM ölçümlerinin nasıl gerçekleştirileceğine ilişkin adım adım talimatlar, teknikleri yavrularda veya obez hayvanlarda kullanım gibi belirli koşullara uyarlama yaklaşımları da dahil olmak üzere sunulmaktadır.

EIM, yüzey in vivo dizileri (Şekil 1), iğne in vivo dizileri (Şekil 2A-F) ve ex vivo dielektrik hücreler (Şekil 2G, H) dahil olmak üzere birçok koşulda elde edilebilir.
EIM, ölçülen empedans değerlerine dayanarak kas durumunun neredeyse anlık bir görüntüsünü sağlar. Ölçümler hızlı bir şekilde elde edilir ve herhangi bir özel yaz...

Bu makalede, kemirgen gastroknemius kası üzerinde in vivo (yüzey ve iğne elektrot dizileri kullanılarak) ve ex vivo (dielektrik hücre kullanılarak) elektriksel empedans miyografisinin nasıl yapılacağı açıklanmaktadır. Hem farelerde hem de sıçanlarda tekniği gösterecek ve mevcut modifikasyonları detaylandıracak (yani, obez hayvanlar, yavrular).

Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme

Electrical impedance myography (EIM) is a convenient technique that can be used in preclinical and clinical studies to assess muscle tissue health and ...

Elektriksel Empedans Miyografisi, kas durumunu değerlendirmek için hiç veya minimal invaziv bir tekniktir. Bir tanı aracı veya biyobelirteç olarak hizmet veren kas sağlığının kantitatif bir indeksini sağlar. Bu nedenle teknik kantitatif, hızlıdır ve ayrıntılı görüntü analizi gerektirmez, böylece terapötik bir çalışmada hastalık durumunun uygun bir biyobelirteci olarak hizmet edebilir.Elektriksel Empedans Miyografisinin bir diğer yararlı yönü, iskelet kası patolojisinin çoğu tipine duyarlı olmasıdır. Anormal Elektriksel Empedans Miyografisi değerleri altta yatan histolojik değişiklikleri ortaya çıkarabilir. Yüzey ölçümleri için cildin iyi hazırlanması gerekir.Kişi temas empedansı eserlerinin görünümüne aşina olmalı ve gerekirse yeniden ölçülmelidir. Başlamak için, ayak parmağı sıkma testi sırasında yanıt olmadığını doğruladıktan sonra fareyi tezgahın üzerine eğilimli bir konuma getirin. Analiz edilecek hayvanın bacağını diz uzatılarak 45 derecelik bir açıyla yerleştirin ve ayağı tıbbi bantla sabitleyin.Bir saç kesme makinesi kullanarak gastroknemius kasını kaplayan kürkü kesin ve bir dakika boyunca hayvanın derisine kalın bir tüy dökücü krem tabakası uygulayın. Tuzlu doymuş gazlı bezi kullanarak tüy dökücü maddeyi çıkarın ve gastroknemius kasını kaplayan tüm kürk çıkarılana kadar bu işlemi üç defaya kadar tekrarlayın. Yüzey dizisini Elektriksel Empedans Miyografisi cihazına bağlayın ve elektrotların tuzlu su çözeltisine batırılmış bir gazlı bez parçası üzerinde durmasına izin verin.Yüzey dizisini doğrudan cilde, gastroknemius kasının üzerine kas liflerine uzunlamasına yönlendirilmiş olarak yerleştirin. Yazılımdaki tüm çubukların 50 kilohertz direnç, reaktans ve faz değerlerinin kararlılığıyla yeşil görünüp görünmediğini kontrol ederek uygun teması kontrol edin. Ardından Elektriksel Empedans Miyografisi ölçümlerini edinin.Yüzey dizisini 90 derece döndürün ve enine ölçümleri elde etmek için gastroknemius üzerinde cilt üzerinde yeniden konumlandırın. İğne dizisini Elektriksel Empedans Miyografisi cihazına bağlayın ve elektrot dizisinin tuzlu su çözeltisi içeren bir tartım teknesinde dinlenmesine izin verin. Ardından bağlantı ve sinyal kararlılığını kontrol edin.İğne dizisini liflerime kıyasla uzunlamasına bir pozisyona yerleştirin ve tüm iğneler cilde ve altta yatan kaslara dizideki plastik koruyucuya kadar nüfuz edene kadar cilde sıkıca bastırın. Verileri edinin. Dizgeyi nazikçe çıkarın ve enine yöndeki ilk ölçüme göre 90 derecelik bir açıyla deriden ve kasın içine tekrar yerleştirin.Ardından bu verileri edinin. Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi için ex vivo dielektrik hücreyi hazırlayın, odaya salin çözeltisi ekleyin ve referans değerleri elde etmek için hücreyi Elektriksel Empedans Miyografisi cihazına bağlayın. Gastroknemius kasını bir diş balmumu tabakasına yerleştirin ve sıçanlar için 10 milimetreye 10 milimetrelik bir bölüm elde etmek için bir cetvelde bir jilet bıçağı kullanarak bölümlendirin.Ve gastroknemius kasının merkezinden fareler için beş milimetre x beş milimetre bölümü. Gastroknemius'u cımbız kullanarak diyalektik hücrelere yavaşça yerleştirin, liflerin uzunlamasına yönlendirildiğinden ve kasın metal elektrotlarla tamamen temas halinde olduğundan emin olun. Diyalektik hücrenin üst kısmını takın ve iki deliğe 26 gauge'lik iki monopolar iğne yerleştirin.Elektriksel Empedans Miyografisi cihazındaki kabloları el yazmasında belirtilen sırayla ex vivo hücreye bağlayın. Sonra uzunlamasına ölçümü elde edin. Diyalektik hücreyi açın ve kası 90 derece döndürerek enine yönde yeniden yönlendirin.Diyalektik hücrenin üst kısmını yeniden takın ve enine ölçümü elde edin. Elektriksel Empedans Miyografisi, yüzey in vivo dizileri, iğne in vivo dizileri ve ex vivo diyalektik hücrelerle birçok koşulda elde edilebilir. Enine ölçümlerde uzunlamasına faz, reaktans ve direnç için E I M yüzeyi için temsili eğriler gösterilmiştir.Tipik olarak temas sorunlarıyla ilgili bazı düzensizlikler, düşük frekanslarda gözlemlenen aşırı değerlere neden olabilir. Reaktansı bir direnç fonksiyonu ve uzunlamasına ve enine yönler olarak gösteren bir grafik görüntülenir. İyi cilt hazırlığı yüzey ölçümleri için çok önemlidir.Geriye kürk kalamaz. Kürk çıkarma, salin uygulaması ve temas artefaktı tespit edilirse ölçümü tekrarlayın. Elektriksel Empedans Miyografisi, kemirgen modellerinde hastalık durumunun ve tedavi etkilerinin daha iyi değerlendirilmesine olanak tanıyarak, nöromüsküler hastalıkların tedavisi için umut verici yeni tedavilerin belirlenmesini hızlandırmaya yardımcı olur.

performing-vivo-ex-vivo-electrical-impedance-myography

Research

JoVE Journal

Biology

Biyoloji

Bu video, ulnar sinire elektriksel uyarılar uygulayarak, optimal sinyal için elektrotları ayarlayarak ve sinir işlevselliğini değerlendirmek için stimülasyonu artırarak sıçanlarda bileşik kas aksiyon potansiyelini (CMAP) kaydetme prosedürünü göstermektedir. Bu yöntem nörolojik hastalıklarda periferik sinir fonksiyonlarının in vivo olarak araştırılmasını sağlar.

Bir Sıçanda Bileşik Kas Aksiyon Potansiyelinin İn vivo Ölçümü

Kaynak: Jensen, V. N.,  et al. Nöromüsküler Hastalığın Fare Modellerinde Solunum Kası Aktivitesi ve Ventilasyonun Tekrarlanan Ölçümü. J. Vis. Uzm. (2017). Bu video, serbestçe hareket eden bir ALS fare modelinde eşzamanlı pletismografi ve elektromiyografi sinyallerini kaydetme yöntemini göstermektedir. Prosedür, ALS faresindeki aksesuar kasların rolünü araştırmak için solunum modellerini izlemek için bir pletismografi odasının yanı sıra kas aktivitesini yakalamak için implante edilmiş...

ALS Fare Modelinde Eşzamanlı Pletismografi ve Elektromiyografi Kaydı

In vivo sinir iletim özelliklerinin ölçümleri nöromüsküler hastalıkların çeşitli hayvan modelleri karakterize etmek için güçlü bir araç örneklemektedir. Burada, biz anestezi farelerin siyatik sinirlerin elektrofizyolojik analizi yapılabilir hangi ile kolay ve güvenilir bir protokol mevcut.

Fare Siyatik Sinir Vivo elektrofizyolojik ölçümlerde

Aksonal uyarılabilirlik teknikleri patofizyolojisi ve geri dönüşü olmayan dejeneratif olayları öncesinde biyofiziksel değişiklikleri incelemek için güçlü bir araç sağlar. Bu el yazması imzalat sıçan ulnar sinir üzerinde bu tekniklerin kullanımı gösterilmiştir.

Vivo Aksonal uyarılabilirlik test ile sıçan Ulnar sinirin Elektrofizyolojik ölçüm

Sinir iletim ölçümü ateş fare modelleri değerlendirmek için yararlı bir araçtır ama sık sık öyle yalnızca hindlimbs siyatik sinir uyarmak için geçerlidir. Burada, bileşik kas aksiyon potansiyeli (CMAP) vivo brakiyal pleksus tarafından innervated fare forelimb kaslarda ölçmek için bir teknik açıklayın.

Vivo Bileşik kas aksiyon potansiyeli Motor nöron hastalığı, fare modellerinde ön ayakları üzerinden elektrofizyolojik ölçümü

Spastisitenin Hoffmann refleksine (H-refleksi) dayanarak ve periferik sinirlerin elektriksel stimülasyonu kullanılarak klinik olarak değerlendirilmesi kanıtlanmış bir yöntemdir. Burada, fare ön pençesinde H-refleks ölçümü için bir terminal ve doğrudan sinir stimülasyonu için bir protokol sağlıyoruz.

Farelerde Terminal H-refleks Ölçümleri

Bu makale, gerinim geçişlerinin ve aktivasyonun kas kuvveti tepkisine katkılarını değerlendirmek için bir laboratuvar kemirgeninden bir "avatar" kası kullanılarak ex vivo iş döngüsü deneyleri sırasında in vivo kas kuvveti üretimini taklit etme metodolojisini detaylandırır.

"Avatar", In vivo Gerinim ve Aktivasyon Kullanılarak Modifiye Edilmiş Bir Ex vivo Çalışma Döngüsü Deneyi

Bu çalışmada, kemirgen modellerinde nöromüsküler kavşak (NMJ) iletiminin in vivo ölçümüne izin vermek için rafine edilmiş bir tek lif elektromiyografi (SFEMG) protokolü gösteriyoruz. Sıçan gastroknemius kasında NMJ iletim değişkenliğinin ve başarısızlığının nicelleştirilmesine izin vermek için SFEMG tekniğine adım adım bir yaklaşım tanımlanmıştır.

Kemirgen Modellerinde Nöromüsküler Kavşak İletimini Değerlendirmek için Uyarılmış Tek Fiber Elektromiyografisi (SFEMG)

Bu protokol, başa sabitlenmiş davranış deneyleri sırasında kas aktivitesini kaydetmek için farelerin ön ayak kaslarına elektromiyografik (EMG) elektrotların el imalatını ve cerrahi implantasyonunu açıklar.

Kronik İmplante EMG Elektrotları ile Başa Sabit Farelerde Ön Ayak Kas Aktivitesinin Kaydedilmesi

Amacımız, epimisyal elektromiyografi elektrotlarının üretimi ve test edilmesi hakkında güncellenmiş, takip etmesi kolay bir kılavuz sağlamaktı. Bu amaçla, malzeme tedariki için talimatlar ve üretim ve test sürecinin ayrıntılı bir incelemesini sağlıyoruz.

Düşük Maliyetli Bir Epimisyal Elektromiyografi Elektrodunun Geliştirilmesi: Üretim ve Test için Basitleştirilmiş Bir İş Akışı

Hareket çalışmalarında elektromiyografi (EMG) analizi için hayvana monte edilebilir, minyatür bir ölçüm cihazı ile birlikte kas içi elektrotların kurulumu ve hazırlanması için bir protokol sunulmaktadır. Bu sistem, inme modeli sıçanlarda hareket iyileşmesini araştırmak için gerçek zamanlı EMG verilerinin kablosuz olarak iletilmesini sağlar.

Küçük hayvanlar için gerçek zamanlı giyilebilir elektromiyografi ölçüm sistemi

Öğrenin, fare ve sıçanlarda kas sağlığını değerlendirmek için elektriksel empedans miyografisi yöntemini. Bu invaziv olmayan teknik, nöromusküler hastalıkların teşhisinde ve tedavi çalışmalarında güvenilir bir biyobelirteç olarak kullanılır.

Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme

Daha fazla video keşfet