Name: Hücre Dışı Vezikül Analizi için Donma-Kırık Elektron Mikroskobu (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-16T12:50:00.000+00:00
Duration: 11 min 30 s
Description: Öğrenin, mesane kanser hücrelerinden izole edilen ekstraselüler veziküllerin donma-kırık elektron mikroskobisi ile analizini. Bu yöntem, vezikül zarlarının iç yapısını ve biyolojik işlevlerini detaylı incelemeyi sağlar.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Bu araştırma Slovenya Araştırma Ajansı tarafından finanse edilmiştir (araştırma çekirdek fonu no. P3-0108 ve proje J7-2594) ve MRIC UL IP-0510 Altyapı programı. Bu çalışma, COST (Bilim ve Teknolojide Avrupa İşbirliği) tarafından desteklenen COST Action CA17116 Perinatal Türevler Üzerine Araştırmaları Terapötik Yaklaşımlara (SPRINT) Çevirmek için Uluslararası Ağ'a katkıda bulunmaktadır. Yazarlar, Linda Štrus, Sanja Čabraja, Nada Pavlica Dubarič ve Sabina Železnik'e hücre kültürü ve numunelerin hazırlanmasında teknik yardım için ve Marko Vogrinc, Ota Širca Roš ve Nejc Debevec'e videonun hazırlanmasında teknik yardım için teşekkür eder.

1. Kanserli ürotelyal hücrelerin kültürlenmesi ve EV'lerin izolasyonu
NOT: İnsan invaziv mesane kanseri ürotelyal (T24) hücre hattından EV'leri elde etmek için bir protokol sunulmuştur. Bununla birlikte, kültürleme koşullarının diğer hücre tiplerini kullanmak için optimize edilmesi gerekir.
<ol><li>Üç şişede 3 × 104 hücre/cm2 yoğunluğa sahip PlakaT24 hücreleri (75cm2'lik büyüyen yüzey) ve hücrelerin 37 ° C'de 3 gün boyunca bir CO 2 inkübatöründe kültürlenmesi ve% 5 CO2 ile başlar (Şekil 2A). <ol>
<li>T24 hücreleri için% 5 fetal sığır serumu (FBS), 4 mM Glutamax, 100 mg / mL streptomisin ve 100 U / mL penisilin ile desteklenmiş 1: 1 (v / v) A-DMEM ve F12 karışımında bir kültür ortamı kullanın. NOT: Aşağıdaki izolasyon, MV'lerde zenginleştirilmiş EV'ler verir. İzolasyona başlamadan önce, canlılığı ve birleşmeyi doğrulamak için hücreleri bir ışık mikroskobu ile inceleyin (Şekil 2B). T24 hücreleri% 70 birleştiğinde EV'leri şartlandırılmış kültür ortamından toplamaya başlayın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kültür ortamını MV'lerle şişelerden (T75) bir pipetle konik santrifüj tüplerine toplayın (Şekil 2C). 4 °C'de 10 dakika boyunca 300 × g'da santrifüj yapın (Şekil 2D).</li>
	<li>Süpernatantı pipetle birlikte yeni bir santrifüj tüpüne dikkatlice toplayın (Şekil 2E).</li>
	<li>Süpernatantı 4 ° C'de 20 dakika boyunca 2.000 × g'de santrifüj yapın.</li>
	<li>Süpernatantı pipetle birlikte dikkatlice yeni bir santrifüj tüpüne toplayın.</li>
	<li>4 °C'de 40 dakika boyunca 10.000 × g'da santrifüj. Tüpün dibinde beyazımsı bir pelet olup olmadığına bakın. NOT: Gerekirse, gerekli g-kuvvetine ulaşmak için santrifüj rotorunu değiştirin. EV peleti, santrifüj tüpünün dibinde beyaz bir pelet olarak görülür (Şekil 2F); pipetleme sırasında peleti kaybetmemek için yerini işaretleyin (Şekil 2G).</li>
	<li>Süpernatantı bir pipetle dikkatlice atın. Pelet'e 1,5 mL PBS ekleyin ve MV'leri içeren peleti yeniden askıya alın. süspansiyonu yeni bir santrifüj tüpüne koyun.</li>
	<li>4 ° C'de 40 dakika boyunca 10.000 × g'da santrifüj yapın ve tüpün dibinde beyaz bir pelet olup olmadığına bakın. NOT: EV peleti, santrifüj tüpünün dibinde beyaz bir yama olarak görülür; pipetleme sırasında peleti kaybetmemek için yerini işaretleyin.</li>
	<li>Süpernatantı bir pipetle dikkatlice atın. Fiksatif,% 2.5 glutaraldehiti 0.1 M sodyum kakodilat tamponuna (pH 7.2) yavaşça ekleyin. 4 °C'de 20 dakika bekletin (Şekil 2H). DİKKAT: Glutaraldehit ve sodyum kakodilat toksiktir. Bir duman başlığında çalışın, koruyucu eldiven giyin ve uygun şekilde atın.</li>
	<li>Fiksatifi bir pipetle dikkatlice çıkarın. Pelet üzerine yıkama tamponu (0,1 M sodyum kakodilat tamponu) ekleyin. Peleti yeniden askıya almadan 4 ° C'de 10 dakika bekletin.</li>
</ol>2. EV'lerin dondurulması
NOT: Donmadan önce, önce kriyonumuneleri gliserol ile koruyun.
<ol><li>0.1 M sodyum kakodilat tamponu hazırlayın. Yıkama tamponunu çıkarın ve 0.1 M kakodilat tamponuna 50 μL% 30 gliserol ekleyin. Çözeltiyi homojen hale getirmek için EV'leri nazikçe yeniden askıya alın. 4 °C'de 30 dakika kuluçkaya yatırın.</li>
	<li>Bakır taşıyıcıları ultrasonik banyoda merkezi bir çukurla kloroform ile 5 dakika boyunca temizleyin (Şekil 3A). Birden fazla numune kullanıyorsanız bunları hava ile kurutun ve renklerle işaretleyin (Şekil 3B). Kullanana kadar, taşıyıcıları kuru ve temiz bir yerde saklayın (örneğin, Petri kabındaki lens kağıdında). Taşıyıcılara çıplak elle dokunmayın.<ol>
<li>Pipetler, çözeltiler, filtre kağıdı, cımbız, stereomikroskop, freon ve sıvı azotlu (LN2) bir Dewar şişesi, metal bir çubuk ve kriyovyaller hazırlayın. LN2 ile soğutun. DİKKAT: Koruyucu ekipman giyin ve LN2 ve soğutulmuş freon kullanırken buna göre çalışın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Donmadan önce EV'leri tekrar askıya alın. Hava kabarcıkları oluşumundan kaçının. NOT: 2.4-2.7 arasındaki adımları hızla uygulayın.</li>
	<li>Bir stereomikroskop altında çalışın (Şekil 3C). Numunenin 1.5-1.7 μL'sini bakır taşıyıcının merkezi çukuruna aktarın ve numuneyi kenardan dökmezken bakır taşıyıcı kenarından daha yükseğe ulaşan dışbükey bir damla yapın (Şekil 3D). Aşırı dökülme durumunda, taşıyıcının dış halkasını kurutmak için filtre kağıdı kullanın.</li>
	<li>Katılaşmış freonu tekrar sıvılaştırmak için metal bir çubukla karıştırın (Şekil 3E).</li>
	<li>Bakır taşıyıcının dış halkasını cımbızla tutun ve 8 s boyunca cımbızı hafifçe sallayarak soğutulmuş freonun içine daldırın (Şekil 3F). 8 saniye sonra, taşıyıcıyı LN2 ile dolu başka bir Dewar şişesine hızlı bir şekilde aktarın.</li>
	<li>Numuneleri LN2'de kırmaya veya saklamaya hemen devam edin. İkinci durumda, bir kriyovalı işaretleyin ve şişe ve cımbız uçlarını LN2'ye batırarak soğutun (Şekil 3G). LN 2 altında, dondurulmuş bakır taşıyıcıları şişeye toplayın, kapatın ve donma kırılmasına kadar LN2 kabında (Şekil 3H) saklayın.</li>
</ol>3. EV'lerin kırılması ve kopyaların yapılması
NOT: Dondurarak kırma ünitesini üreticinin kullanım talimatlarına göre hazırlayın. (Şekil 4A). Ünitenin haznesini temizleyin. Platin (Pt/C) ve karbon (C) tabancalarını sırasıyla 45° ve 90° açılarda konumlandırın (Şekil 4B).
<ol><li>Ünite vakum sistemini çalıştırın. 6,6 × 10−2 Pa (5 × 10−4 Torr) basınca ulaşıldığında, ünite haznesini -150 ° C'ye soğutun.</li>
	<li>Dondurulmuş numuneli bakır taşıyıcıları kuru cımbız kullanarak dondurarak kırma ünitesine aktarın (Şekil 4C). Numunenin çözülmesini ve buz kristallerinin birikmesini önlemek için kriyotransfer kullanın veya hızlı çalışın. Taşıyıcıları numune tablasına sabitleyin.</li>
	<li>Vakum tekrar 6,6 × 10−2 Pa'ya (5 × 10−4 Torr) ulaşana kadar bekleyin ve ardından bıçak sıcaklığını -100 ° C'ye ayarlayın (Şekil 4D).</li>
	<li>Vakum 1,0 × 10−3 Pa'ya (8 × 10−6 Torr) ulaşana kadar bekleyin.</li>
	<li>Dürbünle numuneyi gözlemleyin ve bıçağa dikkatlice yaklaşın (Şekil 4E).</li>
	<li>Bıçağın motorlu hareketini (Şekil 4F) ve numunenin yüzeyi pürüzsüz olana kadar kesiti açarak numuneyi kesitlemeye başlayın (Şekil 4G).</li>
	<li>Kırılma için, bıçağın motorlu hareketini kapatın ve bıçağın yavaş manuel kontrolüne devam edin, böylece numuneyi kırın (Şekil 4H). Kırık yüzeyi gölgelenmeye kadar buz kristalleri ve döküntüler oluşturmaktan korumak için, bıçağı kırık numunenin üzerine getirin.</li>
	<li>Pt gölgelemesini 45°'de sürdürün (Şekil 4I, J).<ol>
<li>Bir kronometre hazırlayın ve/veya donma kırma ünitesindeki kuvars kristal monitörü açın, bu da numune üzerindeki Pt kalınlığının denetlenmesini sağlar. Kuvars kristal monitörde ölçülen Pt tabakasının önerilen kalınlığı 2,5 nm'dir, bu da belirli bir yüksek gerilim ve akımda 4 s gölgelemeye karşılık gelir (yani, Pt gölgeleme hızı 0,63 nm / s'dir).</li>
		<li>Gölgelemeye başlamadan önce, bıçağı numuneden uzağa taşıyın. Pt / C tabancasına (1.600 V) yüksek gerilim uygulayın ve akımı 60 mA'ya yükseltin. Pt kıvılcımları görünmeli ve örneği gölgelemeye başlamalıdır. Bu noktada, 4 s geri sayımı başlatın ve / veya kuvars kristal monitörde Pt konumunu gözlemleyin ve bulun. NOT: C tabakasının önerilen kalınlığı 2,5 nm'dir, bu da belirli bir yüksek gerilim ve akımda 10 s gölgelemeye karşılık gelir.</li>
		<li>İstenilen Pt kalınlığı elde edildiğinde akımı ve yüksek gerilimi kapatın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>C gölgelemesini 90°'de sürdürün (yani, C gölgeleme hızı 0,25 nm/sn'dir).<ol>
<li>C tabancasına (1.900 V) yüksek gerilim uygulayın, akımı 90 mA'ya yükseltin ve C kıvılcımları görünmeli ve numuneyi gölgelemeye başlamalıdır; o anda, 10 s geri sayımına başlayın. İstenilen C kalınlığı elde edildiğinde akımı ve yüksek gerilimi kapatın.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Replikaların temizlenmesi ve replika analizi
<ol><li>Numune tablasındaki bakır taşıyıcıları kullanın ve cımbızla porselen 12 delikli bir plakada oda sıcaklığında damıtılmış suya aktarın (Şekil 4K). Kopyalar su yüzeyinde yüzerken, taşıyıcılar batar (Şekil 4L).</li>
	<li>Kopyaları damıtılmış sudan bir tel halkayla sodyum hipoklorit içeren bir kuyuya aktarın. Bir duman davlumbazında oda sıcaklığında gece boyunca örtün ve bırakın. DİKKAT: Sodyum hipoklorit toksiktir. Bir duman başlığında çalışın, koruyucu eldiven giyin ve uygun şekilde atın.</li>
	<li>Kopyaları ddH2O'ya aktarın ve 30 dakika boyunca yıkayın. 3 kez tekrarlayın.</li>
	<li>Kopyaları bir tel döngü ile bir ağ bakır TEM ızgarasına aktarın (örneğin, kare veya petek 100+ ağ). Izgaraları 2 saat boyunca hava ile kurutun ve mikroskopiye kadar ızgara saklama kutusunda saklayın. NOT: Genel olarak, ızgaralar karanlık, kuru, oda sıcaklığı koşullarında aylarca saklanabilir.</li>
	<li>Kopyaları görüntülemek ve mikrograflar elde etmek için bir TEM mikroskobu kullanın.<ol>
<li>Bunu yapmak için, bir kopya ile bir TEM ızgarası takın ve üreticinin kullanım kılavuzlarına göre TEM görüntülemeyi başlatın. 80 kV veya 100 kV'ta çalışın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Numuneyi inceleyin ve TEM'deki bir kamera ile daha düşük ve daha yüksek büyütmelerde mikrograflar elde edin.</li>
	<li>MV'lerin mikrograflarını analiz edin. OG çaplarının ölçümleri için Fiji/ImageJ yazılımı16'yı kullanın. MV'lerin çapı, Hallett ve ark.17'ye göre mikrograflardaki ölçümün 4/π katıdır.</li>
</ol>

<ol><li>Raposo, G., Stoorvogel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles%3A+Exosomes%2C+microvesicles%2C+and+friends%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles: Exosomes, microvesicles, and friends.</a> The Journal of Cell Biology. 200 (4), 373-383 (2013).</li>
<li>Willms, E., Cabanas, C., Mager, I., Wood, M. J. A., Vader, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicle+heterogeneity%3A+Subpopulations%2C+isolation+techniques%2C+and+diverse+functions+in+cancer+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicle heterogeneity: Subpopulations, isolation techniques, and diverse functions in cancer progression.</a> Frontiers in Immunology. 9, 738(2018).</li>
<li>van Niel, G., D'Angelo, G., Raposo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shedding+light+on+the+cell+biology+of+extracellular+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Molecular+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Shedding light on the cell biology of extracellular vesicles.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 19, 213-228 (2018).</li>
<li>Cocucci, E., Racchetti, G., Meldolesi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shedding+microvesicles%3A+Artefacts+no+more%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Shedding microvesicles: Artefacts no more.</a> Trends in Cell Biology. 19 (2), 43-51 (2009).</li>
<li>Urabe, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles+as+biomarkers+and+therapeutic+targets+for+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles as biomarkers and therapeutic targets for cancer.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 318 (1), 29-39 (2020).</li>
<li>Tricarico, C., Clancy, J., D'Souza-Schorey, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+and+biogenesis+of+shed+microvesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Small+GTPases%22%5BJournal%5D)">Biology and biogenesis of shed microvesicles.</a> Small GTPases. 8 (4), 220-232 (2017).</li>
<li>Georgantzoglou, N., Pergaris, A., Masaoutis, C., Theocharis, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles+as+biomarkers+carriers+in+bladder+cancer%3A+Diagnosis%2C+surveillance%2C+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles as biomarkers carriers in bladder cancer: Diagnosis, surveillance, and treatment.</a> International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2744(2021).</li>
<li>Słomka, A., Urban, S. K., Lukacs-Kornek, V., Żekanowska, E., Kornek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+extracellular+vesicles%3A+Have+we+found+the+holy+grail+of+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Large extracellular vesicles: Have we found the holy grail of inflammation.</a> Frontiers in Immunology. 9, 2723(2018).</li>
<li>Han, L., Lam, E. W. F., Sun, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles+in+the+tumor+microenvironment%3A+Old+stories%2C+but+new+tales%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Cancer%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles in the tumor microenvironment: Old stories, but new tales.</a> Molecular Cancer. 18 (1), 59(2019).</li>
<li>Muralidharan-Chari, V., Clancy, J. W., Sedgwick, A., D'Souza-Schorey, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvesicles%3A+Mediators+of+extracellular+communication+during+cancer+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Microvesicles: Mediators of extracellular communication during cancer progression.</a> Journal of Cell Science. 123, 1603-1611 (2010).</li>
<li>Kowal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomic+comparison+defines+novel+markers+to+characterize+heterogeneous+populations+of+extracellular+vesicle+subtypes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (8), 968-977 (2016).</li>
<li>Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., Clayton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+exosomes+from+cell+culture+supernatants+and+biological+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids.</a> Current Protocols in Cell Biology. , Chapter 3, Unit 3.22 (2006).</li>
<li>Thery, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimal+information+for+studies+of+extracellular+vesicles+2018+%28MISEV2018%29%3A+A+position+statement+of+the+International+Society+for+Extracellular+Vesicles+and+update+of+the+MISEV2014+guidelines%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extracellular+Vesicles%22%5BJournal%5D)">Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): A position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines.</a> Journal of Extracellular Vesicles. 7 (1), 1535750(2018).</li>
<li>Severs, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-fracture+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Freeze-fracture electron microscopy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 547-576 (2007).</li>
<li>Severs, N. J., Robenek, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-fracture+cytochemistry+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Freeze-fracture cytochemistry in cell biology.</a> Methods in Cell Biology. 88, 181-186 (2008).</li>
<li>Rueden, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImageJ2%3A+ImageJ+for+the+next+generation+of+scientific+image+data%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data.</a> BMC Bioinformatics. 18 (1), 529(2017).</li>
<li>Hallett, F. R., Nickel, B., Samuels, C., Krygsman, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+vesicle+size+distributions+by+freeze-fracture+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electron+Microscopy+Technique%22%5BJournal%5D)">Determination of vesicle size distributions by freeze-fracture electron microscopy.</a> Journal of Electron Microscopy Technique. 17 (4), 459-466 (1991).</li>
<li>Nigro, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+loss+of+microvesicles+is+a+major+issue+of+the+differential+centrifugation+isolation+protocols%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Selective loss of microvesicles is a major issue of the differential centrifugation isolation protocols.</a> Scientific Reports. 11, 3589(2021).</li>
<li>Szatanek, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+methods+of+choice+for+extracellular+vesicles+%28EVs%29+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">The methods of choice for extracellular vesicles (EVs) characterization.</a> International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), 1153(2017).</li>
<li>Iliev, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+of+exosome+release+by+extracellular+DNA+is+conserved+across+multiple+cell+types%5BTitle%5D)+AND+%22The+FEBS+Journal%22%5BJournal%5D)">Stimulation of exosome release by extracellular DNA is conserved across multiple cell types.</a> The FEBS Journal. 285 (16), 3114-3133 (2018).</li>
<li>Zupančič, D., Zakrajšek, M., Zhou, G., Romih, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+and+localization+of+four+uroplakins+in+urothelial+preneoplastic+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Histochemistry+and+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Expression and localization of four uroplakins in urothelial preneoplastic lesions.</a> Histochemistry and Cell Biology. 136 (4), 491-500 (2011).</li>
<li>Wu, X. R., Manabe, M., Yu, J., Sun, T. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+scale+purification+and+immunolocalization+of+bovine+uroplakins+I%2C+II%2C+and+III.+Molecular+markers+of+urothelial+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Large scale purification and immunolocalization of bovine uroplakins I, II, and III. Molecular markers of urothelial differentiation.</a> The Journal of Biological Chemistry. 265 (31), 19170-19179 (1990).</li>
<li>Kreft, M. E., Hudoklin, S., Jezernik, K., Romih, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+and+maintenance+of+blood-urine+barrier+in+urothelium%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Formation and maintenance of blood-urine barrier in urothelium.</a> Protoplasma. 246 (1-4), 3-14 (2010).</li>
<li>Kreft, M. E., Robenek, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-fracture+replica+immunolabelling+reveals+urothelial+plaques+in+cultured+urothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Freeze-fracture replica immunolabelling reveals urothelial plaques in cultured urothelial cells.</a> PLoS One. 7 (6), 38509(2012).</li>
<li>Robenek, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topography+of+lipid+droplet-associated+proteins%3A+Insights+from+freeze-fracture+replica+immunogold+labeling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Lipids%22%5BJournal%5D)">Topography of lipid droplet-associated proteins: Insights from freeze-fracture replica immunogold labeling.</a> Journal of Lipids. 2011, 409371(2011).</li>
</ol>

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

MV'lerin veya izole EV'lerin diğer popülasyonlarının karakterizasyonu, "omik" çalışmaları veya fonksiyonel çalışmalar11,18 gibi aşağı akış analizlerine başlamadan önce başlamak için birincil öneme sahiptir. Burada, insan invaziv mesane kanseri ürotelyal T24 hücrelerinden EV'ler santrifüjleme ile izole edildi ve dondurucu-kırık elektron mikroskobu ile analiz için sağlanan protokolü takiben, izole fraksiyonun MVs11,13'te zenginleştirildiğini gösterdik. MV'lerin izolatı hücre kalıntılarından veya organellerden yoksundu ve bu da başarılı bir izolasyon ve saflaştırma protokolünü doğruladı.
Protokolün kritik adımları olan kimyasal fiksasyon ve donma kombinasyonu, EVs12'nin küresel şeklini korudu. Bununla birlikte, EV çapını dondurarak kırarak değerlendirirken önlemler alınması gerekmektedir17. Kırık numuneden rastgele geçtiğinden, MV membranları ekvatoral ve ekvator olmayan düzlemlerine ayrılır. Dondurularak kırılmış ve gölgelenmiş örneklerin görüntülerini analiz etmek için titiz bir yöntem sağlamak için, Hallett ve ark. ortalama vezikül çapının, görüntü17'deki veziküler çapın gerçek boyutunun 4 / π katı olduğunu göstermiştir. Bunu hesaba katarak, T24 hücrelerinden EV'lerin, MV'nin 100-1000 nm19 teorik boyut dağılım aralığına uyan 304 nm çapa sahip olduğu hesaplandı.
Donma-kırılma, EV'leri görselleştirmek için en yaygın kullanılan TEM tekniği olan negatif boyamayı destekleyebilir. Negatif boyama ile, numune genellikle kimyasal olarak sabitlenir, kurutulur ve bir TEM ızgarasına bağlanır ve uranil çözeltisi ile kontrast oluşturur. Destekleyici medya olmadan, EV'ler çökme eğilimindedir, bu da onlara fincan şeklinde bir görünüm verir. Donma-kırılma yoluyla, MV'lerin hücre dışı boşluklarda ve vücut sıvılarında şekillerini yansıtan küreler olduğunu gösteriyoruz12. Bu sayede, sonuçlarımız kriyo-ultra ince bölüm20'deki EV'lerin gözlemleriyle de uyumludur.
Dondurarak kırılma tekniğinin önemli bir avantajı, EV'lerin alıcı membranlara nasıl hedeflendiğini ve onlarla nasıl etkileşime girdiğini anlamada kilit bir faktör olan sınırlayıcı membranın iç organizasyonunu çözme gücüdür. Burada, MV'lerin membranlarını analiz ettik, ancak donma-kırılma, diğer EV'lerin popülasyonlarının membran organizasyonunu ortaya çıkarabilir. MV'ler plazma membran tomurcuklanması ile oluşur; bu nedenle plazma membran proteinleri ve protein kümelerinin MV membranında bulunması beklenir. Sonuçlarımız, T24 hücrelerinden MV'lerin membran içi parçacıklar içerdiğini ve integral membran proteinleri sunduğunu destekledi. E-yüz ve P-yüzü arasındaki partikül dağılımına dayanarak, MV'lerde gözlenen parçacıkların, ürotelyal hücreye özgü21,24 olan transmembran proteinleri üroplakinler olmasını beklemek mantıklıdır. Gözlenen parçacıklar seyrekti, bu da ürotelyal karsinogenez21,22,23 sırasında üroplakinlerde bir azalma bildiren önceki çalışmalara göre. Bununla birlikte, MV membranlarının protein bileşimini daha fazla araştırmak için, dondurarak kırık replikası immün etiketleme (FRIL) tekniğinin kullanılması önerilir. FRIL, sunulan dondurucu kırık tekniğinin bir yükseltmesidir ve antikor tanıma24,25 ile replikalardaki proteinlerin kimliğini ortaya çıkarmaya adanmıştır. Özetlemek gerekirse, donma-kırılma tekniği, EV sınırlayıcı membranın karakterizasyonunun yanı sıra izole edilmiş EV fraksiyonlarının şekli, boyutu ve saflığı için uygun bir elektron mikroskobu tekniğidir. Sunulan protokol, izole EV'lerin diğer popülasyonlarının değerlendirilmesi için de kullanılabilir; Bu nedenle, donma-kırma tekniği, EV sınırlayıcı membranların organizasyonunu araştıran çalışmalar için Uluslararası Hücre Dışı Veziküller Derneği kılavuzlarına dahil edilmeyi hak etmektedir.

Hücre dışı veziküller (EV'ler), hücrelerden hücre dışı boşluğa salınan membran sınırlı veziküllerdir. EV'lerin üç ana popülasyonu, kökenleri, büyüklükleri ve moleküler bileşimleri 1,2,3 bakımından farklılık gösteren eksozomlar, mikro-parçacıklar (MV'ler) ve apoptotik cisimlerdir. EV'lerin bileşimi, donör hücrenin moleküler profilini ve fizyolojik durumunu (yani, sağlıklı veya hastalıklı) yansıtır4,5. Bu, EV'lere insan hastalıklarının teşhisi, prognozu ve tedavisinde muazzam bir potansiyel verir ve kişiselleştirilmiş tıpta kullanım için umut verici tıbbi uygulamalara sahiptirler 6,7,8.
EV'ler hücreler arası iletişimin aracılarıdır. Alıcı hücredeki biyolojik süreçlere müdahale eden ve davranışını değiştirebilen biyolojik olarak aktif proteinler, lipitler ve RNA'lar içerirler 9,10. Bununla birlikte, EV sınırlayıcı membranın bileşimi, alıcı hücre zarı ile etkileşim için çok önemlidir.
EV'lerin kaynakları vücut sıvıları ve şartlandırılmış kültür ortamıdır. Bir EV popülasyonunu izole etmek için uygun bir izolasyon tekniği kullanılmalıdır. Örneğin, 10.000 × g'daki santrifüjleme , MV'lerde zenginleştirilmiş bir fraksiyon verirken, 100.000 ≥ g'lık × merkezkaç kuvvetleri, eksozomlarda zenginleştirilmiş bir fraksiyonverir 11,12. EV'lerin izole fraksiyonu saflık, boyut ve şekil açısından doğrulanmalıdır. Bu amaçla, Uluslararası Hücre Dışı Veziküller Derneği 2018, üç sınıf yüksek çözünürlüklü görüntüleme tekniği önerdi: elektron mikroskobu, atomik kuvvet mikroskobu ve ışık mikroskobu tabanlı süper çözünürlüklü mikroskopi13. Bu tekniklerin hiçbiri EV membran iç kısmı hakkında bilgi sağlayamaz.
Dondurarak kırılmış elektron mikroskobu, donmuş numunelerin iç yapılarını ortaya çıkarmak için kırılması, özellikle de membranın iç kısmının bir görünümünü vermesi tekniğidir. Numune hazırlama adımları (1) hızlı dondurma, (2) kırılma, (3) replikanın yapılması ve (4) replikanın temizlenmesi14'tür. 1. adımda, numune (isteğe bağlı olarak) kimyasal olarak sabitlenir, gliserol ile kriyo-korumalı ve sıvı freonda dondurulur. 2. adımda, dondurulmuş numune, membran çift katmanının içini açığa çıkaran bir dondurarak kırılma ünitesinde kırılır. 3. adımda, açıkta kalan kırık yüzler, kopyalar üretmek için platin (Pt) ve karbon (C) ile gölgelenir. 4. adımda, organik madde çıkarılır. Replika, transmisyon elektron mikroskobunda (TEM) analiz edilir. Mikrografların doğru yorumlanması için, doğru yönelimleri için kılavuz ilkelere uyulmalıdır14,15. Kısaca, mikrograftaki gölgelerin yönü, mikrografı yönlendirmek (yani, Pt gölgelemesinin yönünü belirlemek için) ve sonuç olarak dışbükey ve içbükey şekilleri belirlemek için bir referanstır (Şekil 1). Membran çift katmanının kırık yüzleri olarak adlandırılan iki iç görünüm, membranın donma-kırılma yoluyla bölünmesinin bir sonucu olarak görülebilir: protoplazmik yüz (P-yüzü) ve ekzoplazmik yüz (E-yüz). P-yüzü, hücre protoplazmasına bitişik membran broşürünü temsil ederken, E-yüzü, hücre dışı boşluğa bitişik membran broşürünü temsil eder. İntegral membran proteinleri ve bunların birliktelikleri çıkıntılı membran içi parçacıklar olarak görülür14,15.
Burada amaç, MV'leri boyut, şekil ve sınırlayıcı membranlarının yapısı açısından karakterize etmek için dondurarak kırılma tekniğini uygulamaktır. Burada, insan invaziv mesane kanserli ürotelyal hücrelerden kaynaklanan MV'lerin izolasyonu ve dondurarak kırılması için bir protokol sunuyoruz.

<table><tbody><tr><td>A-DMEM</td><td>ThermoFisher Scientific, ABD</td><td>12491015</td><td></td></tr><tr><td>Balzers donma-kırma cihazı</td><td>Balzers AG, Lihtenştayn</td><td>Balzers BAF 200</td><td></td></tr><tr><td>Santrifüj</td><td>Eppendorf, Almanya</td><td>model 5810R</td><td></td></tr><tr><td>CO2 inkübatörü HeraCell&nbsp;</td><td>Heraues, Almanya</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bakır taşıyıcılar</td><td>Balzers</td><td>BB 113 142-2</td><td>100+ ağ</td></tr><tr><td>Bakır ızgaralar</td><td>SPI, Amerika Birleşik Devletleri</td><td>2010C</td><td></td></tr><tr><td>Kültür şişesi T75</td><td>TPP, İsviçre</td><td></td><td>yetiştirme yüzeyi 75 cm2</td></tr><tr><td>F12 (HAM)</td><td>Sigma-Aldrich, Almanya</td><td>21765029</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco, Life Technologies, ABD</td><td>10500064</td><td></td></tr><tr><td>Sırlı Porselen Tabak 6 Kuyu</td><td>Fischer Sientific, Amerika Birleşik Devletleri</td><td>50-949-072</td><td></td></tr><tr><td>Gliserol</td><td>Kemika, Hırvatistan</td><td>711901</td><td>son konsantrasyon %30 (h/h)</td></tr><tr><td>Glutaradehit&nbsp;</td><td>Serva, Almanya</td><td>23114.01</td><td>nihai konsantrasyon 2.5 % (h/h)</td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>Gibco, Yaşam Teknolojileri</td><td>35050-079</td><td>son konsantrasyon 4 mM</td></tr><tr><td>Penisilin</td><td>Gibco, Yaşam Teknolojileri</td><td>15140163</td><td>son konsantrasyon 100 U/ml</td></tr><tr><td>Faz contast ters mikroskop</td><td>Nikon, Japonya</td><td>modeli Eclipse</td><td></td></tr><tr><td>Rotor</td><td>Eppendorf, Almanya</td><td>A 4-44</td><td></td></tr><tr><td>Rotor&nbsp;</td><td>Eppendorf, Almanya</td><td>F-34-6-38</td><td></td></tr><tr><td>Serolojik pipetler</td><td>TPP, İsviçre</td><td></td><td>50 mL hacim</td></tr><tr><td>Suda sodyum hipoklorür çözeltisi</td><td>Carlo Erba, İtalya</td><td>481181</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica, Almanya</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Streptomisin</td><td>Gibco, Yaşam Teknolojileri</td><td>35050038</td><td>son konsantrasyon 100 mg / mL</td></tr><tr><td>Transmisyon elektron mikroskobu</td><td>Philips, Hollanda</td><td>model CM100</td>, <td>80 kV</td></tr><tr><td>Cımbızda</td> çalışıyor <td>SPI, Amerika Birleşik Devletleri</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

hücre dışı vezikül analizi için donma-kırık elektron mikroskobu

Freeze-Fracture Electron Microscopy for Extracellular Vesicle Analysis

Hücre dışı veziküller (EV'ler), hücrelerden hücre dışı boşluğa salınan membranla sınırlı yapılardır ve hücreler arası iletişimde rol oynarlar. EV'ler, mikro-parçacıklar (MV'ler), eksozomlar ve apoptotik cisimler olmak üzere üç vezikül popülasyonundan oluşur. EV'lerin sınırlayıcı zarı, alıcı hücrelerle etkileşimlerde çok önemlidir, bu da biyolojik olarak aktif moleküllerin alıcı hücrelere aktarılmasına yol açabilir ve sonuç olarak davranışlarını etkileyebilir. Donma-kırık elektron mikroskobu tekniği, biyolojik membranların iç organizasyonunu incelemek için kullanılır. Burada, kültürlenmiş kanserli ürotelyal hücrelerden MV izolasyonu ve MV'lerin donma-kırılması için hızlı donma, kırılma, replikaların yapılması ve temizlenmesi ve transmisyon elektron mikroskobu ile analiz edilmesi adımlarında bir protokol sunulmaktadır. Sonuçlar, izolasyon protokolünün, MV'lerin şekline ve boyutuna karşılık gelen homojen bir EV popülasyonu verdiğini göstermektedir. Bu nedenle, dondurarak kırılma, MV'lerin çapını, şeklini ve membran proteinlerinin dağılımını karakterize etmek için tercih edilen tekniktir. Sunulan protokol diğer EV'ler popülasyonları için geçerlidir.

MV'ler, diferansiyel santrifüjlemelerden sonra kanser ürotelyal T24 hücrelerinin şartlandırılmış ortamından izole edildi. Protokolü takiben, EV fraksiyonu ilk olarak beyaz bir pelet olarak görüldüğünde 10.000 × g'de santrifüjlemeden sonra tespit edildi (Şekil 2G).
Daha sonra, EV'ler yukarıdaki protokole göre işlendi ve TEM altında incelendi. Pt / C gölgelemesi, temizleme adımı sırasında sıklıkla daha küçük parçalara ayrılan nispeten büyük kopyalar üretti (Şekil 4L). Büyük kopyalar ve bunların daha küçük parçaları TEM ızgarasında toplandı ve mikroskop altında karşılaştırıldı. Sonuçlar, boyutlarından bağımsız olarak replika yüzeylerinin kalitesinde hiçbir fark göstermedi ve bu nedenle hepsi kullanılabilir. Düşük büyütme incelemeleri, kopyanın i) homojen bir yüzey (arka plan), ii) içbükey ve dışbükey küresel profiller (veziküller) ve iii) hasarlı yüzey bölgeleri (artefaktlar; Şekil 5A). Tipik eserler kopmalar, kıvrımlar ve düzensiz karartma gölgeleri (yani, numune üzerindeki buz-kristal birikintilerinin kopyaları) olarak görülüyordu. Ayrıca, numunenin saflığını doğrulayan hiçbir hücre kalıntısı veya hücresel organel görülmediğine dikkat etmek de önemlidir (Şekil 5B).
İzole veziküller genellikle üç veya daha fazla küme halinde toplandı veya ayrı ayrı dağıtıldı (Şekil 5B). Veziküller küreseldi, bu da izolasyon, fiksasyon ve donma sırasında ultrayapının iyi korunduğunu gösteriyor (Şekil 5C). Ara sıra görülen "yassı bilye" ve uzatılmış veziküller (Şekil 5C), muhtemelen preparatın eserleriydi ve vezikül çapının sonraki ölçümlerine dahil edilmedi. Görünür profillerin çapı 238.5 nm (±8.0 nm, n = 190) idi ve Hallett ve ark.17 tarafından önerilen düzeltme faktörünü dikkate alarak, ortalama vezikül çapı 304 nm (±10 nm; Şekil 5D). Boyut, 100 nm ile 1000 nm arasındaki MV'lerin çap aralığıyla ilişkilidir ve kullanılan izolasyon protokolünün etkinliğini kanıtlar. Veziküllerin görüntüleri, çap tayini ile birlikte, izolattaki EV'lerin MV'lerle zenginleştirildiğini kesin olarak doğruladı.
Replikaların analizi, OG sınırlayıcı membranların P-yüzü ve E-yüzünün organizasyonunu ortaya koymuştur. MV'ler kırık düzlemini yansıtan içbükey ve dışbükey yuvarlak şekiller (Şekil 5C,E,F) olarak gözlendi. Dışbükey şekiller E-yüzleri temsil eder (yani, zarların kırık ekzoplazmik broşürü; Şekil 5E). EV'lerin ekzoplazmik yüzleri pürüzsüz, düzgün bir görünüme sahipti. İçbükey şekiller P-yüzlerine karşılık gelir (Şekil 5F). P-yüzlerinde, düz membranlar içinde birkaç çıkıntılı membran içi partikül görüldü (Şekil 5C, F). Bu, kanser ürotelyal T24 hücrelerinden izole edilen MV'lerin sadece düşük miktarda membran proteini içerdiği anlamına gelir.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63550/63550fig01.jpg"> Şekil 1: Donma-kırılma sonrası membran tayininin şematik sunumu . (A) Mikro-parçacıklar plazma membranından hücre dışı boşluğa tomurcuklanır. (B) Mikro-parçacık, broşürleri bölen ve kırık yüzler olarak adlandırılan broşürlerin iç görünümlerini açığa çıkaran donma fraksiyonuna kadar P- ve E- membran broşürü ile sınırlıdır. (C) Pt / C gölgelemesinden sonra, iki kırık yüz ayırt edilebilir: sitoplazmaya bakan dışbükey bir şekle sahip protoplazmik yüz (P-yüzü) ve hücre dışı boşluğa bakan içbükey bir şekle sahip ekzoplazmik bir yüz (E-yüz). Şekil 1 , Biorender.com kullanılarak oluşturulmuştur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63550/63550fig01large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63550/63550fig02.jpg"> Şekil 2: EV'lerin izolasyonu. (A) Bir CO 2 inkübatöründe yetiştirilenT24 hücreleri, MV izolasyonundan önce canlılıklarını ve birleşimlerini doğrulamak için (B) bir ışık mikroskobu ile incelenir. (C) Hücre kültürü ortamı toplanır ve (D) süpernatant her toplandığında 300 × g ve 2.000 × g (E)'de ardışık olarak santrifüj edilir. (F,G) 10.000 × g'da santrifüjlemeden sonra, bir peleti gösteren beyaz bir yama görünür ve işaretlenir. Süpernatant çıkarılır ve (H) fiksatif pelet üzerine tekrar askıya alınmadan dikkatlice eklenir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63550/63550fig02large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63550/63550fig03.jpg"> Şekil 3: EV'lerin dondurulması . (A) Merkezi bir çukura sahip hava ile kurutulmuş temiz bakır taşıyıcılar, işlenmeden önce (B) işaretlenmiştir. Mikro-parçacıklar, homojen bir numune almak için gliserol içinde yeniden askıya alınır ve (C) bir stereomikroskop altında bir cooper taşıyıcısının merkezi bir çukuruna eklenir. (D) Numunenin bir hacmi, merkezi çukurda dışbükey bir damla oluşturacak şekilde eklenmelidir. (E) Donmadan hemen önce, freonu sıvılaştırmak için LN2 soğutmalı freonu metal bir çubukla karıştırın. (F) Numuneyi freona batırarak dondurun ve ardından (G) LN2'ye aktarın. (H) Dondurulmuş numuneye sahip taşıyıcılar kriyovyallere toplanabilir ve bir LN2 Dewar kabında saklanabilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63550/63550fig03large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63550/63550fig04.jpg"> Resim 4: Donma-kırma ve replika yapma. (A) Donma-kırma ünitesi. Ünite odasının (B) içinde bir platin (Pt) ve karbon (C) elektron tabancası, bir bıçak ve numune tablosu bulunur. (C) Kırılmaya başlamak için, numune ile taşıyıcılar numune tablasına aktarılır, (D) dondurarak kırma ünitesi soğutulur ve bir vakum oluşturulur. (E) Kesitleme, bıçağın motorlu (F) hareketi ile yapılır, ancak kırılma tercihen manuel olarak yapılır. (G) Kesitlemeden önce numune ve (H) kırılmadan sonra numune. (I) Kırılmadan hemen sonra, kopya yapılır. (J) Bu işlem sırasında, Pt numune üzerinde gölgelenir. Platin gölgeleme, odada parlak bir ışık (kıvılcımlar) olarak görülür. (K) Numune taşıyıcılar, suyla doldurulmuş bir porselen içinde toplanır. (L) Temizleme adımı sırasında sodyum hipoklorit çözeltisinde yüzen replika (ok). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63550/63550fig04large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63550/63550fig05.jpg"> Şekil 5: Dondurularak kırılmış ve Pt/C gölgeli MV'lerin elektron mikrografları. (A) Donarak kırılmış ve gölgelenmiş EV peletine genel bakış (i) daha düşük büyütmede. Homojen yüzey arka plandır (ii), parlak alanlar kopyalardaki yırtılmalardır (iii), daha karanlık alanlar kopyaların kıvrımlarıdır (yıldız işareti) ve düzensiz karartma gölgeleri buz kristallerinden (iki yıldız) kaynaklanır. (B) İçbükey ve dışbükey yüzeyli yuvarlak şekilli EV'lerin kümesi. (C) EV'lerin yüksek büyütmesi. EV membranlarının P-yüzünü sergileyen dışbükey kırıklarda, membran içi parçacıklar (oklar) ve pürüzsüz bir yüzeyin yamaları (ok uçları) görülür. Uzun (yıldız) ve düz top şekillerine (iki yıldız) sahip hücre dışı veziküller bulunur. (D) İzole ürotelyal MV'lerin ortalama çapı, Hallett ve ark.17 tarafından önerilen boyut ölçümlerine göre 304 nm ± 10 nm'dir. Veriler ortalama ± SEM. (E,F) MV'lerin E-yüzü ve P-yüzü olarak sunulmuştur. Gösterge: oklar = P-yüzündeki membran içi parçacıklar, çevrelenmiş oklar = Pt / C gölgeleme yönü. Ölçek çubukları: A = 10 μm, B-F = 400 nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63550/63550fig05large.jpg" target="_blank">Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Bu yazıda, kanserli ürotelyal hücrelerden kaynaklanan hücre dışı veziküllerin (EV'ler) izolasyonu ve donma-kırılması için bir protokol sunulmaktadır. Dondurarak kırılma tekniği, EV'lerin çapını ve şeklini ve benzersiz bir özellik olarak EV membranlarının iç organizasyonunu ortaya çıkardı. Bunlar, EV'lerin alıcı membranlarla nasıl etkileşime girdiğini anlamada büyük önem taşımaktadır.

Hücre Dışı Vezikül Analizi için Donma-Kırık Elektron Mikroskobu

Extracellular vesicles (EVs) are membrane-limited structures released from the cells into the extracellular space and are implicated in intercellular ...

Videoda, mesane kanseri hücrelerinden kaynaklanan hücre dışı veziküllerin in vitro olarak dondurularak kırılması için bir protokol sunuyoruz. Hücre dışı veziküller, hücrelerden türetilen ve hücreler arası iletişimde rol oynayan membran sınırlı veziküllerdir. Hücre dışı veziküller içinde, kökenlerine, boyutlarına ve moleküler bileşimlerine göre farklılık gösteren üç popülasyonu, eksozomları, mikro-parçacıkları ve apoptotik cisimleri ayırt ediyoruz.Hücre dışı veziküllerin moleküler bileşimi, donör hücrenin moleküler profilini yansıtır ve alıcı hücredeki biyolojik süreçlere müdahale eder. Bununla birlikte, hücresel veziküllerin sınırlayıcı zarının bileşimi, alıcı hücre zarı ile etkileşim için çok önemlidir. Sınırlayıcı membranın organizasyonunu analiz etmek için, hücre dışı veziküller önce izole edilmeli ve daha sonra donma-kırılma tekniğine yaklaşılmalıdır.Donma kırığı, veziküller de dahil olmak üzere biyolojik membranların iki boyutlu organizasyonunu incelemeye adanmış bir elektron mikroskobik tekniğidir. Donma-kırma adımları, numunenin hızlı bir şekilde dondurulması, numunenin kırılması, dondurulmuş kırık yüzeyin replikasının yapılması ve biyolojik materyallerin çıkarılması için replikanın temizlenmesidir. Replikalar nihayet transmisyon elektron mikroskobu ile görselleştirilir.Amacımız, mikro-parçacıkları şekil, boyut ve membran bileşimi açısından karakterize etmek için donma-kırılma tekniğini kullanmaktı. Hücre inkübatöründe büyüyen hücrelerle başlayın. Değişkenliklerini ve birleşimlerini doğrulamak için hücreleri mikroskop altında inceleyin.Kültür ortamını mikro-parçacıklarla tüplere toplayın ve 10 dakika boyunca 300 g kuvvetinde santrifüj yapın. Süper natant topla. Daha sonra, 2000 g-kuvvetlerinde ve 10.000 g-kuvvetlerinde süpernatant santrifüj.Bundan sonra, mikro-parçacıkları gösteren beyazımsı bir pelet için tüpün ucunu gözlemleyin. Süper natantı dikkatlice çıkarın. 1,5 mililitre PBS ekleyin ve mikro-parçacıklar içeren peleti yeniden askıya alın.Daha sonra 10.000 g-kuvvetinde santrifüj. Beyazımsı pelet için gözlemleyin. Süper natantı çıkarın ve yavaşça fiksatif ekleyin.4 santigrat derecede 20 dakika bekletin. Daha sonra fiksatifi çıkarın ve peleti tekrar askıya almadan durulamak için yıkama tamponu ekleyin. 4 santigrat derecede 10 dakika bekletin.Yıkama tamponunu çıkarın ve pelete% 30 gliserol ekleyin. Peleti homojen süspansiyona tekrar askıya alın ve 4 santigrat derecede 30 dakika inkübe edin. Orta çukurlu temiz bakır taşıyıcılar hazırlayın ve kaşlarını çatma ve sıvı azotlu şişe geliştirin.Mikroskop altında, numuneyi bakır taşıyıcının merkez çukuruna aktarın. Sıvılaşmak için katılaşmış freonu karıştırın. Taşıyıcının dış halkasını cımbızla tutun ve soğutulmuş freona batırın.Sekiz saniye sonra taşıyıcıyı hızlı bir şekilde sıvı azotlu şişeye aktarın. Cryo'yu aşağılık olarak işaretleyin ve soğutun. Sıvı azot altında taşıyıcıları aşağının içine toplayın, kapatın ve donma kırılmasına kadar sıvı azot kabında saklayın.Donma fraksiyon ünitesini üreticilerin kullanım talimatlarına göre hazırlayın. Vakum sistemini çalıştırın ve ünite haznesini eksi 150 santigrat dereceye kadar soğutun. Dondurulmuş numuneli bakır taşıyıcıları dondurarak kırma ünitesine aktarın.Bıçak sıcaklığını eksi 100 santigrat dereceye ayarlayın ve vakumu bekleyin. Numunenin yüzeyi pürüzsüz olana kadar bıçağın motorlu hareketini açarak numuneyi bölümlere ayırmaya başlayın. Kırılma için bıçağın motorlu hareketini kapatın ve bıçağın yavaş manuel kontrolüne devam edin.Platin gölgeleme ile 45 derecelik açıyla devam edin. Yüksek gerilimi açın ve akımı platin tabancaya yükseltin. Platin kıvılcımları numuneyi gölgelemeye başlamalıdır.Kuvars kristal kalınlığındaki monitörde platinin konumunu denetleyin. Önerilen platin kalınlığı 2.5 nanometredir. Akımı ve yüksek gerilimi kapatın.90 derecelik bir açıyla karbon gölgeleme işlemine devam edin. Yüksek gerilimi açın ve akımı karbon tabancasına yükseltin. Karbon kıvılcımları numuneyi gölgelemeye başlamalıdır.2.5 nanometre karbon elde edildiğinde, akımı ve yüksek gerilimi kapatın. Bu numuneleri kopyalarla birlikte dondurarak kırılma ünitesinden çift damıtılmış suyla doldurulmuş 12 valfli bir plakaya aktarın. Taşıyıcılar batarken kopyalar su yüzeyinde yüzecektir.Tel halkalı kopyaları sodyum hipoklorit ile doldurulmuş 12 valfli bir plakaya aktarın ve gece boyunca inkübe edin. Kopyaları çift damıtılmış suda yıkayın. Onları bir ağ bakır TM ızgarası üzerinde toplayın ve iki saat boyunca havada kurumasını bekleyin.Kopyaları görüntülemek ve mikrograflar elde etmek için bir transmisyon elektron mikroskobu kullanın. Kopyaların ve mikrografların doğru yorumlanması için, terminolojide doğru oryantasyon için yönergeleri izleyin. Replikaların analizleri, izole edilmiş şartlandırılmış ortamın veziküllerin zenginleştirilmiş fraksiyonunu içerdiğini göstermiştir.İzole veziküller ya üç ya da daha fazla küme halinde toplandı ya da çok ayrı ayrı dağıtıldı. Veziküller küresel olarak şekillendirilmiştir. Veziküllerin çapı, mikro-parçacıkların çapına karşılık geliyordu.Donma-kırılma ayrıca mikro-parçacık membranının iki boyutlu organizasyonunu da ortaya çıkardı. Mikro-parçacıkların ekzoplazmik fazı pürüzsüz, homojen bir görünüme sahipken, protoplastlar fazında membranlar arası parçacıkları gözlemledik. Membranlar arası parçacıklar sporadik olarak ortaya çıktı, bu da kanser materyali hücrelerinden izole edilen mikro-parçacıkların sadece düşük miktarda membran proteini veya protein grubu içerdiği anlamına gelir.Özetlemek gerekirse, sunulan protokolde kullanılan dondurucu-kırık tekniği, hücre dışı veziküllerin karakterizasyonu için en uygun teknik olduğunu kanıtlamıştır ve diğer hücre dışı vezikül popülasyonlarının değerlendirilmesinde kullanılabilir. Dondurarak kırılma tekniğinin önemli bir avantajı, hücre dışı veziküllerin biyolojik fonksiyonunu belirleyen vezikülleri sınırlayan membranın iç organizasyonunu çözme gücüdür.

freeze-fracture-electron-microscopy-for-extracellular-vesicle-analysis

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Kanser Araştırmaları

Kaynak: Biller, S. J., et al. Siyanobakteriyel hücre dışı veziküllerin izolasyonu ve karakterizasyonu. J. Vis. Uzm. (2022)Bu video, yapısal ve karşılaştırmalı analizler için vezikül morfolojisinin, boyutunun ve saflığının yüksek çözünürlüklü görselleştirilmesini sağlayan, negatif boyama ile transmisyon elektron mikroskobu için siyanobakteriyel hücre dışı veziküllerin hazırlanmasını göstermektedir.

Transmisyon elektron mikroskobu kullanılarak siyanobakteriyel hücre dışı veziküllerin görselleştirilmesi

Temel teknikler ve transmisyon elektron mikroskobu ile incelenmesi için biyolojik örneklerin ve nanomateryallerin dondurularak kırık işleme iyileştirmeler açıklanmıştır. Bu teknik ultrastrüktürel özellikleri ve biyolojik membranların uzmanlık ifşa ve malzeme bilimleri ve nanoteknoloji ürünleri ultrastrüktürel düzeyde boyutlu ve konumsal verilerin elde edilmesi için tercih edilen bir yöntemdir.

Biyolojik Elektron Mikroskopi Freeze-kırık / Freeze etche Temel Teknik Elemanları

Bu makale, transmisyon elektron mikroskobu ile süspansiyon hücreleri görselleştirme için bir kullanımı kolay ve düşük maliyetli bir cryofixation yöntemini tarif etmektedir.

Dalma Donma: Transmisyon Elektron Mikroskobu içinde Süspansiyon Hücrelerinin ultrastrüktürel ve immünolokalizasyonu Çalışmaları için Aracı

Bu protokol için hızlı izole edilmesi insan tam kan üzerinden ekstraselüler veziküller ve belirli işaretleri karakterizasyonu için tam iş akışı floresans tabanlı nanopartikül izleme analizi ile açıklanmaktadır. Sunulan sonuçlar tekrarlanabilirlik yüksek düzeyde göstermek ve hücre kültür supernatants için ayarlanabilir.

İnsan kanı nanopartikül izleme analizi ile tek hücre dışı veziküller floresans tabanlı hızlı karakterizasyonu

Protokol hücre kültür supernatants ile kullanılmak üzere tasarlanmış küçük hücre dışı veziküller (EV) üzerinde yüzey epitopları algılamak için tekrarlanabilir yöntemi açıklanır. Yüzey antijeni CD9, tanıyan antikorlar ile CD63 ve CD81 birleştiğinde boncuk kullanarak belirli EV immunoprecipitation kullanır. Yöntem aşağı akım akış sitometresi analizi için optimize edilmiştir.

Hücre şartına ortamdan hücre dışı veziküller sitometrik analizinde akışı

Sıvı numunelerden ekzozomların ve hücre dışı veziküllerin etiketsiz immobilizasyonu ve atomik kuvvet mikroskobu (AFM) ile görüntülenmesi için adım adım bir prosedür tanımlanmıştır. AFM görüntüleri çözeltideki veziküllerin boyutunu tahmin etmek ve diğer biyofiziksel özellikleri karakterize etmek için kullanılır.

Atomik Kuvvet Mikroskobu ile Hücre Dışı Veziküllerin Görüntülenmesi

Burada, hücre tarafından üretilen doğal Nano opartiküllerden oluşan bir grup olan ekstrüllüler veziküller için depolama kararlılığını değerlendirmek üzere kolayca uygulanabilir bir protokol sunuyoruz. Veziküller bir model enzim olarak glukuronidaz ile yüklenir ve farklı koşullarda saklanır. Depodan sonra, fizikokimyasal parametreleri ve kapsüllenmiş enzimin aktivitesi değerlendirilir.

Ekstrasellüler veziküllerin depolama Istikrarı değerlendirilmesi

Burada, osteoartrit için model olarak kullanılan kıkırdak eksplantlarında göçlerini ve alımlarını izlemek için trombositten türetilmiş hücre dışı veziklikleri etiketlemek için bir protokol sunuyoruz.

Kıkırdak Eksplantlarında Göç ve Alımı İzlemek için Hücre Dışı Veziküllerin Etiketlenmesi

Doğrudan stokastik optik rekonstrüksiyon mikroskopisi (dSTORM), ışık mikroskopisinin tipik kırınım sınırını atlamak ve ekzomları nanometre ölçeğinde görüntülemek için kullanılır. Eksozomları karakterize etmek için hem iki hem de üç boyutta kullanılabilir.

Hücre Dışı Veziküllerin Üç Boyutlu Doğrudan Stokastik Optik Rekonstrüksiyon Mikroskopisi

Bu makale, hücre dışı vezikül alt kümelerinin karakterizasyonu için artan verime sahip yeni nesil multiparametrik analitik platformlar önermektedir. Yöntem, bir mikroarray biyoçipinde sıkışmış veziküler hedefleri nitelemek için Raman spektroskopisi ile birleştiğinde, atomik kuvvet mikroskobu ile metrolojik ve morfomekanik analizlerle çoklanmış biyosensing yöntemlerinin bir kombinasyonuna dayanmaktadır.

Hücre Dışı Vezikül Alt Kümelerinin Analizi için Çok Katlı Yüzey Plazmon Rezonans Görüntüleme Çipi Üzerinde Multimodal Analitik Platform

Bu protokol, enzimatik sindirim ve boyut dışlama kromatografisi kullanılarak morin iskelet kası ve kemik iliğinden küçük ekstrasellüler veziküllerin izole edilmesini açıklar; böylece yapısal olarak karmaşık, düşük verimli dokulardan vezikülle zenginleştirilmiş fraksiyonların tekrarlanabilir şekilde geri kazanılmasını mümkün kılarak sonraki moleküler analiz için mümkün olur.

Boyut Dışlama Kromatografisi ile Küçük Ekstrasellüler Veziküllerin Fare, İskelet Kası ve Kemik Iliğinden İzole Edilmesi

Öğrenin, mesane kanser hücrelerinden izole edilen ekstraselüler veziküllerin donma-kırık elektron mikroskobisi ile analizini. Bu yöntem, vezikül zarlarının iç yapısını ve biyolojik işlevlerini detaylı incelemeyi sağlar.

Hücre Dışı Vezikül Analizi için Donma-Kırık Elektron Mikroskobu

Daha fazla video keşfet