Name: Primäre neuronale Kulturen aus den Gehirnen von Late Stage Drosophila Puppen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-05-28T00:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 12 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung primärer neuronaler Kulturen aus Drosophila-Puppenhirnen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Neuritenwachstum und Calciumdynamik in vitro.

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Diese Arbeit wurde vom NIH NS27501 zu DKOD unterstützt. Zusätzliche Unterstützung für diese Arbeiten wurde durch ein Stipendium, um UC Irvine zur Unterstützung der DKOD durch die HHMI Professor Programm zur Verfügung gestellt.

Vorbereitungen vor dem Tag der Kultivierung: <ol><li> Machen Sie sterile Sezieren Lösung. </li><li> Machen Sie sterile DMEM und behalten in 10 ml Aliquots bei 4 ° C für 2 Wochen. </li><li> Machen Sie sterile DDM2 Ergänzungen und frieren in 50 oder 100 ul Aliquots für 1 Monat. </li><li> Machen ConA / Laminin. </li><li> Coat Deckgläser. Optional: Stellen sterile CNBM und Speicher für bis zu 4 Monate eingefroren. </li></ol> Am Tag der Kultivierung I. Vorbereitung Enzymlösung (ES) in Laminarströmungshaube <ol><li> Setzen Sie 5 ml zu sezieren Lösung (DS) in einer 15 ml-Zentrifugenröhrchen. </li><li> Wiegen 0,8 mg L-Cystein in einem 0,6 ml Eppendorf und fügen 150 ul DS. Pipette auf und ab, bis sich Kristalle verschwunden sind. </li><li> Add 150 ml DS / Cysteine ​​an die 5 ml DS und gut mischen. </li><li> Add 50 U (Einheiten) von Papain. </li><li> Add 7 ml 0,1 N Na OH und gut mischen. Lösung wird innerhalb von 30 min klar. wenn aktiviert. </li><li> Filter Enzymlösung mit 0,2 mm Spritzenfilter in ein steriles 1,5 ml Schraubverschluss Mikrozentrifugenröhrchen Papain: Want 50 U in 5 ml DS. Jede Charge ist etwas anders, so muss berechnen, wie viel: 37,3 mg / ml und 28,3 U / mg 37,3 x 28,3 = 1055,59 U / ml (1000 ml) 50 U = 47,4 ml </li></ol> II. Machen DDM2 Medien Am Tag der Kultivierung: fügen Sie die folgenden Ergänzungen zu machen DDM2 Zu 10 ml DMEM fügen Sie die Ergänzungen, kurz vor Kultivierung: <ol><li> 100 &amp;mgr; l Transferrin </li><li> 100 &amp;mgr; Putrescin </li><li> 100 &amp;mgr; l Selen </li><li> 100 &amp;mgr; l Progesteron </li><li> 50 ul Insulin </li><li> 10 &amp;mgr; l 20-Hydroxyecdysone </li></ol> Hinweis: Achten Sie genug DDM2 für alle Kulturen geplant (jedes Gehirn auf einem einzigen Deckglas in eine individuelle 35 mm Petrischale, 1,5 ms der Medien / Kultur verchromt) Step III-VI kann mit einer nicht sterilen getan Labortisch und sollte in 45 Minuten oder weniger abgeschlossen sein. III. Puppen-Sammlung <ol><li> Wählen Sie 10-15 Puppen von Seiten der Flasche unter einem Binokular. </li><li> Legen Sie Puppen in den Deckel einer trockenen 35 mm Petrischale. </li></ol> Hinweis: Wir verwenden in der Regel Gehirn aus Puppen zwischen 55-78 Stunden nach Puparium Bildung (APF). Es ist etwas schwieriger zu sezieren das Hirn aus der jüngeren Puppen da der Kopf Kapseln zum Einsturz neigen, während das gesamte Niveau der Neuritenwachstum ist etwas geringer aus dem ältesten Puppen. In der Canton-S Wildtypstamm, werden diese Phasen durch pigmentierte Augen, hellbraune bis leicht rötlich anerkannt sind, mit wenig Pigment anderswo. IV. Enthauptung unter Präpariermikroskop <ol><li> Legen Sie zwei Tropfen sterile Sezieren Lösung im Deckel der Petrischale, neben Puppen. </li><li> Vorsichtig halten eine einzige Puppe mit feinen Pinzetten in der linken Hand und mit einem 27-Gauge-Kanüle an einer 1 ml-Spritze in die rechte Hand auf die Nagelhaut am vorderen Ende der Puppe zu entfernen. </li><li> Squeeze Puppe leicht mit einer Pinzette und als Leiter entsteht verwenden 27-Gauge-Nadel, um den Hals zu durchtrennen. </li><li> Mit der Nadelspitze oder der Zange, Transfer Kopf bis zu sezieren Lösung fallen zu lassen. </li><li> Wiederholen, bis vor einem 10-15 Köpfe in einem einzigen Tropfen haben. </li></ol> V. Entfernung des Gehirns von Kopf unter Präpariermikroskop <ol><li> In jeder Hand halten eine 1 ml-Spritze mit einer 27-Gauge-Nadel. </li><li> Verwenden Sie diese, um die Fliege den Kopf in den Tropfen zu sezieren Lösung so den Rüssel steht vor Ihnen und der dorsalen Oberfläche des Kopfes liegt nördlich Position. </li><li> Setzen Sie die linke Nadel in den Rüssel auf den Kopf festnageln und mit der rechten Nadel, um einen Schlitz in das rechte Auge, die von der ventralen zur dorsalen Fläche hinausgeht. </li><li> Legen Sie die rechte Nadel in der Nähe der linken in die Region des Rüssels und dann mit der linken Nadel vorsichtig drücken Sie die Nagelhaut über dem linken Auge, schob das Gehirn auf den Schlitz in das rechte Auge. Das Gehirn soll aus dem Schlitz auf der rechten Seite auftauchen, relativ intakt, oft mit beiden optischen lobes noch angebracht und manchmal auch die pigmentierte Augengewebes auch. </li><li> Schieben Sie das Gehirn auf die Rückseite der Nadel und den Transfer zu einem Rückgang der sterile Kochsalzlösung zerlegt in eine neue sterile, 35 mm Petrischale. </li><li> Sammeln 10-15 Gehirn für jeden Genotyp. </li></ol> VI. Entfernung von Sehlappen und Enzymbehandlung <ol><li> In jeder Hand halten eine 1 ml-Spritze mit einer 27-Gauge-Nadel und nutzen diese, um alle Gehirne in einem kleinen Bereich des Tropfens zu sezieren Lösung sammeln </li><li> Verwenden Sie Spritzen als Schneidwerkzeuge der optischen Loben von jedem Gehirn zu entfernen, damit das Gewebe bleibt für Kultur ist die zentrale Region des Gehirns. </li><li> Verwenden Sie eine 20 ul Pipetman, bei 5 ul gesetzt, für alle die Gehirne von einem einzigen Genotyp in ein Eppendorf-Röhrchen mit 1 ml sterilem Papain-Lösung übertragen. </li><li> Brains in Papain für 10-15 Minuten auf einem Rotator bei 60 rpm inkubiert. </li><li> Zentrifugation bei 3000 rpm für 3 Minuten. </li></ol> Innerhalb sterile Laminarströmungshaube - alle Schritte, bei denen Gewebe der Luft ausgesetzt ist, sollte in Laminarströmungshaube für die verbleibenden Schritte getan werden. VII. Waschen <ol><li> Entfernen Enzymlösung und ersetzen mit steriler Sezieren Lösung. </li><li> Zentrifugation bei 3000 rpm für 3 Minuten. </li><li> Waschen mit sterilem Sezieren Lösung insgesamt 3-mal. </li><li> Entfernen Sie sezieren Kochsalzlösung und ersetzen mit DDM2. </li><li> Zentrifuge und waschen insgesamt 2-mal mit DDM2. </li><li> Transfer-Köpfe und Medien, um eine sterile 35 mm Petrischalen. </li></ol> VIII. Trituration und Plating unter Präpariermikroskop <ol><li> Platz 5 ul DDM2 in der Mitte des Deckglases. </li><li> Transfer 1 Gehirn, diese Tropfen DDM2 mit einer gelben Spitze. </li><li> Unter dem Mikroskop, verwenden 27-Gauge-Nadel, um Würfel Gehirn in kleine Stücke (sollte &lt;1 Minute dauern). </li><li> Unter visuelle Führung, brechen die Spitze einer Glaspipette, die zu einer feinen Spitze gezogen worden ist, so dass die größeren Teile können leicht in die Spitze der Pipette angesaugt und wieder in das Medium vertrieben. Wir verwenden Mund Saugrohre, die standardmäßig mit 100 ul Hämatokrit Kapillare Glas kommen. Hinweis: Achten Sie darauf, Blasen in den Medien zu bekommen und Sie müssen empirisch zu bestimmen, die beste Größe Pipette zu verwenden. Guten ermöglichen es Ihnen, das Gehirn mit einzelnen Zellen und noch einige große Klumpen distanzieren, in ca. 30 Sekunden / Gehirn. Wenn Sie an diesen Blick auf höhere Gewalt, sollte ca. 10-20% der Neuronen noch einige Prozesse noch und es wird noch einige große Klumpen werden. Wenn Sie distanzieren zu viel, dann alle Zellen werden rund und sie wird so viel Schaden, den sie nicht überleben wird erlitten haben. Dieser Schritt erfordert Übung und muss schnell erfolgen, da gibt es ein großes Oberflächen-zu-Volumen-Verhältnis und die Osmolalität und pH-Wert der Tropfen DDM2 kann sich schnell ändern. Tissue muss in CO 2-Inkubator gelegt werden so schnell wie möglich. </li><li> Schreiben Petrischale Deckel: &quot;Genotype, Datum und Uhrzeit&quot;. </li><li> Setzen Sie die 35 mm Petrischale in einem 100 mm Petrischale (mit nassen Kimwipe) und lassen Sie siedeln sich in der CO 2-Inkubator für 30 min. </li><li> Flood die 35 mm-Schale mit 1,5 ml DDM2. </li><li> Keep Kulturen in den Brutschrank bei 5% CO 2-Inkubator (23 ° C). Hinweis: Wenn Sie keinen Zugang zu einer Abkühlung CO 2-Inkubator, verwenden Sie ein Standard-Säugetier-Zellkultur-Inkubator und entweder steckte es in einen kühlen Raum und Wärme bis 23 ° C, oder im Labor setzen, schalten Sie temp, und verwenden Sie Eis in einem Fach an der Unterseite des Inkubators zu temp um Umgebungslicht zu regeln. </li></ol> IX. Feeding Cells <ol><li> Am Tag 1 (nächster Tag), 0,5 ml CNBM/B27 (konditionierte Medien) zum 3:1 DDM2 machen: CNBM/B27. </li><li> Am Tag 5 ersetzen 1 ml der Medien für 03.01 DDM2: CNBM/B27. </li><li> Keep Fütterung Zellen mit 3:1 DDM2: CNBM/B27 alle 4-5 Tage. Hinweis: Kulturen können ohne die nicht-neuronalen konditionierten Medien angebaut werden, aber die Neuronen scheint ein wenig zerbrechlich und sind schwieriger für die Verwendung in der Elektrophysiologie Experimente. </li></ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Culturing+Nerve+Cells%22">Culturing Nerve Cells</a>. Banker, G., Goslin, K. , MIT Press. Cambridge. (1991).</li>
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</ol>

Neuronen aus dem Gehirn von embryonalen / postnatale Nagetiere geerntet werden in primären Zellkulturen gezüchtet werden, wo sie Neuriten und erweitern Form funktioneller synaptischer Verbindungen. Methoden zur Herstellung dieser Kulturen sind gut etabliert und Studien in Nagetieren neuronalen Kulturen haben eine entscheidende Rolle bei der Identifizierung von Genen und Umweltfaktoren bei der Regulierung der Synapsenbildung und Funktion (Banker und Goslin, 1991) beteiligt gespielt. Während Insekten Neuronen aus einer Vielzahl von Arten könn...

Coating Deckgläser: Put autoklaviert Deckgläschen in einer 60 mm Petrischale. Pipettieren Sie 5 ul der Con A / Laminin-Mix auf Mitte jedes Deckglas. Legen Sie in 37 C Inkubator für 2 Stunden. Spülen Sie 3x Deckgläschen mit 100 ul autoklaviert Wasser jeden. Verwenden Sie einen Staubsauger an einer sterilen Pasteur-Pipette. Während der letzten Spülgang, nehmen Sie den Deckglas mit einer Pinzette und trocken beiden Seiten. Übertragen Sie die Deckglas zu einer 35-mm-Petrischale. Lagerung bei Raumtemperatur für bis zu einem Monat.

primäre neuronale kulturen aus den gehirnen von late stage drosophila puppen

Primary Neuronal Cultures from the Brains of Late Stage Drosophila Pupae

In diesem Video zeigen wir die Herstellung von primären neuronalen Kulturen aus den Gehirnen von Spätstadium Drosophila Puppen. Das Verfahren beginnt mit der Entfernung der Gehirne von Tieren, bei 70-78 Std. nach Puparium Bildung. Die isolierte Gehirne sind nach kurzer Inkubationszeit in Papain von mehreren Wäschen in serumfreien Wachstumsmedium gefolgt gezeigt. Der Prozess der mechanischen Dissoziation jedes Gehirn in einem 5-ul Tropfen Medien auf einem Deckglas dargestellt. Die Axone und Dendriten der post-mitotischen Neuronen off in der Nähe des Soma während Dissoziation sheered aber die Neuronen beginnen, um Prozesse innerhalb von wenigen Stunden plating regenerieren. Bilder zeigen, lebende Kulturen in 2 Tagen. Neuronen weiterhin Prozesse während der ersten Woche in Kultur zu erarbeiten. Speziellen neuronalen Populationen können in Kultur identifiziert werden mit GAL4 Linien gewebespezifische Expression von fluoreszierenden Markern wie GFP oder RFP-Laufwerk. Ganzzell-Aufnahmen haben gezeigt, den kultivierten Neuronen bilden funktionelle, spontan aktive cholinergen und GABAergen Synapsen. Ein kurzes Video Segment zeigt Calcium-Dynamik in der kultivierten Neuronen mit Fura-2 als Kalzium-Indikator-Farbstoff zu spontanen Kalzium Transienten und Nikotin hervorgerufenen Calcium-Reaktionen in eine Schüssel mit kultivierten Neuronen zu überwachen. Diese Puppen Gehirn Kulturen sind ein nützliches Modell, bei dem genetische und pharmakologische Werkzeuge zur inneren und äußeren Faktoren, die Bildung und Funktion von zentralen Synapsen beeinflussen identifiziert werden können.

Dieses Video zeigt die Herstellung von primären neuronalen Kulturen aus den Gehirnen von Spätstadium Drosophila Puppen. Ansichten von lebenden Kulturen zeigen Neuritenwachstum und Bildgebung von Calcium-Spiegel mit Fura-2.

Primäre neuronale Kulturen aus den Gehirnen von Late Stage Drosophila Puppen

In diesem Video demonstrieren wir die Herstellung primärer Neuronenkulturen aus den Gehirnen von Drosophila-Puppen in einem späten Entwicklungsstadium. Das Verfahren beginnt mit der ...

Mein Name ist Diana Dowd und ich bin Professorin in den Abteilungen für Anatomie und Neurobiologie sowie für Entwicklung und Zellbiologie hier an der UC Irvine. Heute werde ich Ihnen die Herstellung neuronaler Kulturen aus Drosophila-Puppen beschreiben. Dabei wird das Gehirn aus späten Puppenstadien entnommen, wobei wir in der Regel lediglich die Region des Zentralgehirns kultivieren.Und in diesem Stadium sind die wichtigsten anatomischen Strukturen, die im erwachsenen Gehirn vorhanden sind, bereits ausgebildet. Dazu gehören die Antennenlappen, in denen Projektionsneuronen liegen, deren Axone bis in den Bereich des Pilzkörpers verlaufen, sowie die Pilzkörperneuronen, die Kenyon-Zellen, deren Axone durch die Alpha-, Beta- und Gamma-Lappen zu ihren Zielneuronen hinabreichen. Am Tag der Kultivierung betreten wir zunächst die laminare Flusswerkbank und bereiten steril die Enzymlösung vor, die wir zur Dissoziation des Gewebes verwenden werden.Und wir bereiten außerdem das Medium vor, das wir für das Kultivieren der Zellen verwenden werden. Dieses wird aus Stämmen hergestellt, die wir zuvor vorbereitet haben. Der nächste Schritt besteht darin, die Puppen zu sammeln, die wir für diese Dis

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Biologie

Dieses Video zeigt die Herstellung von primären neuronalen Kulturen aus midgastrula Bühne Drosophila-Embryos. Ansichten von lebenden Kulturen zeigen Zellen 1 Stunde nach dem Ausplattieren und differenzierten Neuronen nach 2 Tagen Wachstum in einem Bicarbonat-basierten definiertem Medium. Die Neuronen sind elektrisch erregbar und bilden synaptische Verbindungen.

Vorbereitung der neuronalen Kulturen aus Midgastrula Bühne Drosophila Embryonen

Wir bieten Ihnen ein detailliertes Protokoll zur Herstellung von primären Zellen losgelöst...

Primären Zellkulturen aus Drosophila Gastrula Embryonen

Dieser Artikel beschreibt eine Methode, durch die man nachahmen...

Ex vivo Kultivierung von Whole, Entwickeln von Drosophila Brains

Dieses Video zeigt ein Protokoll zur Identifizierung exogener Faktoren, die die Reaktivierung von Drosophila-neuralen Stammzellen des Gehirns aus ihrem Ruhezustand initiieren. Frisch geschlüpfte Larven werden präpariert, um ihre Gehirne zu isolieren, die dann mit oder ohne Testhormon in Medien kultiviert werden, um das Potenzial des Hormons zur Reaktivierung und Proliferation von neuralen Stammzellen zu bewerten.

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Eine Verletzung Paradigma mit der Drosophila Larve Bauchmark des zentralen Nervensystems Regeneration und Reparatur zu untersuchen beschrieben. Stabbing gefolgt von Laser-Scanning-konfokalen Mikroskopie im Zeitraffer und festen Proben mit quantitativen Analyse mit gezielt entwickelten Software und Genetik kombiniert werden verwendet, um die molekularen Mechanismen der ZNS-Regeneration und Reparatur zu untersuchen.

Eine Verletzung Paradigm Central Nervous System Repair in Untersuchen<em&gt; Drosophila</em

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Immunfärbung ist eine effektive Technik zur Visualisierung spezifischer Zelltypen und Proteine innerhalb von Geweben. Durch die Verwendung von Ultraschall verringert das hier beschriebene Protokoll die Notwendigkeit, Drosophila melanogaster-Gewebe von Embryonen und Larven im Spätstadium vor der Immunfärbung zu präparieren. Wir bieten eine effiziente Methodik für die Immunfärbung von Formaldehyd-fixierten Whole-Mount-Larven.

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Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Dieses Protokoll beschreibt die Dissektion und Immunostaining von Erwachsenen Drosophila Melanogaster Gewebe des Gehirns. Insbesondere unterstreicht dieses Protokoll die Verwendung von Drosophila Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen als Beispiel neuronale Teilmengen, die genau verwendet werden, um die allgemeinen Grundsätze für viele Aspekte der neuronalen Entwicklung aufzudecken.

Dissektion, Immunofluorescent Färbung der Pilz Körper und Photorezeptor Neuronen im Gehirn Erwachsener Taufliege melanogaster

Dieser Artikel enthält detaillierte Protokolle zur Zufügung einer penetrierenden traumatischen Hirnverletzung (PTBI) bei erwachsenen Drosophila und zur Untersuchung der daraus resultierenden Neurogenese.

Stimulation und Analyse der adulten Neurogenese im zentralen Gehirn von Drosophila

Eine Methode zur Reaktivierung ruhender neuraler Stammzellen in kultivierten Drosophila-Hirnexplantationen wurde etabliert. Mit dieser Methode kann die Rolle systemischer Signale von gewebeintrinsischen Signalen bei der Regulation der Ruhe, des Eintritts und des Austritts neuronaler Stammzellen entkoppelt werden.

Reaktivierung neuronaler Stammzellen in kultivierten Drosophila-Hirnexplantationen

Erfahren Sie die Herstellung primärer neuronaler Kulturen aus Drosophila-Puppenhirnen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Neuritenwachstum und Calciumdynamik in vitro.

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