Name: Tanı Laboratuvarı Sıçanlar ve Fareler Ecto-Endoparasites (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Öğrenin, laboratuvar sıçanları ve farelerinde ektoparazit ve endoparazit tespiti için kürk, dışkı ve bağırsak içeriği incelemesi yapma yöntemlerini. Bu prosedürler, koloni sağlığını değerlendirmek ve parazit enfeksiyonlarını erken teşhis etmek için kritik öneme sahiptir.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

1. Endoparazit muayene (Tablo 1) 1. Perianal bant testi (ayrıca bakınız Bölüm 5; bu genellikle aynı zamanda yapılır) <ol><li> Bir dağıtıcı açık, bir uzunluk değil, buzlu, selofan bant çıkarın. Teyp ortasında dokunmadan (yaklaşık 5 cm) bir ucunu işlemek için yeterince uzun olmalıdır. Temiz bir çalışma yüzeyine kenar onlara atfeden ve gerektiği gibi kullanarak, tek seferde birden fazla uzunlukları dağıtmak için daha kolay olabilir. </li><li> Kuyruğundan tutarak, fareyi bir kafes ve kafes kapağı yerden kaldırın. Laminer akış kabini veya hayvan sağlık durumu gerektiriyorsa biyogüvenlik kabini bu eylemi gerçekleştirir. </li><li> Kafes, arka ayakları kaldırırken, kuyruk fare kısıtlamaktadır. Başparmak ve işaret parmağı arasındaki bandın sonuna tutun, daha sonra perianal bölgede birkaç kez de dahil olmak üzere, sıkıca fare perine orta bant uygulamak. Saç testi için başarılı kabul banda yapışık olarak görülmelidir. </li><li> Kafes içinde fare geri yerleştirin. </li><li> Etiketli temiz bir cam slayt, mineral yağ başka bir damla bir damla mineral yağ koyun, slayt bant uygulamak. Bir cam kapak slip ile kaplayın. </li><li> 10x ve 40x hedeflerine ışık mikroskobu kullanılarak mikroskop lamı okuyun. Diğer parazit yumurtaları bazen olmasına rağmen Syphacia yumurta tespit perianal bant testi, en iyi. </li></ol> 2. Fekal flotasyon <ol><li> Flotasyon çözüm, düz tabanlı bir flakon (örneğin Ovatector olarak ilaç şişesi ya da dışkı yüzdürme cihaz), petri, kapak kayma, mikroskop lamı, ve aplikatör / karıştırma çubukları birleştirin. Fecasol olarak Yüzdürme çözüm, 1,20-1,30 bir özgül ağırlık olmalı ve çeşitli sodyum tuzları, şeker, çinko sülfat, ya da ticari olarak satın yapılmış olabilir. (Tablo 2) </li><li> Flotasyon odasına 2-5 kafes fekal pelet veya hayvan (lar) taze toplayın. Dışkı 500 ul% 0.9 serum fizyolojik ile dışkı nemlendirme, aşırı kuru ya yaş veya dışkı üreten türler nedeniyle faydalı olabilir. </li><li> Çözünmüş dışkı taşması çalışma yüzeyini korumak için petri flakon yerleştirin. Küçük hacimli flotasyon orta ve püresi ekleyin ve iyice karıştırın. Materyal büyük parça yok kalmalıdır. Flakonun kenar üzerinde bir menisküs formları kadar flotasyon orta eklemeye devam edin. </li><li> Menisküs kapak kayma yerleştirin ve 15 dakika oda sıcaklığında inkübe edin. Parazit yumurta ve bazı protozoon ookistleri üst yükselişi ve kapak kayma uyacaktır. </li><li> Inkübasyondan sonra, asansör ve kapak kayma ters. Kapak kayma cam bir mikroskop lamı üzerine yerleştirin. </li><li> Işık mikroskobu altında 10x ve 40x hedefleri kullanarak slayt inceleyin. </li><li> Genel olarak düşük teknoloji ve kolay gerçekleştirmek için olsa da, bu tekniğin, fareler ya da sıçanlar için tavsiye edilmez. Bir kural olarak, büyük hacimli bir dışkı üreten hayvanlar için daha uygundur. </li></ol> 3. Fekal konsantrasyon ve santrifüj <ol><li> Flotasyon çözüm, santrifüj tüp, kapak kayma, mikroskop lamı, ve aplikatör / karıştırma çubukları ve boru kapakları birleştirin. Flotasyon çözüm 1,18-1,30 bir özgül ağırlık olmalı ve çeşitli sodyum tuzları, şeker, çinko sülfat, ya da ticari olarak satın yapılmış olabilir. (Tablo 2) </li><li> Bir toplama tüpünün içine kafes 2-10 fekal pelet veya taze hayvan (lar) toplayın. Dışkı veya flotasyon solüsyonu ile tuzlu% 0.9 500 ul ile dışkı nemlendirme, son derece kuru, ya, yaş ya da dışkı üreten türlerin bağlı iseniz kullandığınız yararlı olabilir. </li><li> Cam bir santrifüj tüpüne içinde uygun bir flotasyon çözümü örnek karıştırın. Bir vortexer Mekanik ajitasyon örnekleri karıştırmak için kullanılıyor olabilir. Vortexer kullanılması durumunda, çıtçıt kapakları dökülme ve çapraz kontaminasyonu önlemek için tüp tepelerine yerleştirilmiş olmalıdır. Rutin, örnekler, ancak diğer çözümlere ek olarak kullanılabilir (ayrı bir hazırlık tüp) veya ikame edilebilir, 1.18 özgül ağırlık çinko sülfat hazırlanır. </li><li> Her tüp üzerinde hafif bir pozitif menisküs oluşturmak için her tüpüne ek flotasyon çözüm ekleyin. Her tüp için plastik bir kapak kayma uygulayın ve tüp dudak ile tam bir temas yapılırsa emin olun. Yeri tüp (ler) santrifüj. </li><li> 10 dakika boyunca yaklaşık 616-760 RCF santrifüjleyin. Kapak fişleri, santrifüj işlemi sırasında kayıp ya da kırık ise, yeni bir kapak kayma örnek tüp yerleştirilir ve tüp hafifçe menisküs yeni kapak kayma değecek şekilde uçlu olabilir. Hiçbir ek santrifüj gereklidir. </li><li> Etiketli, temiz cam mikroskop lamı üzerinde kayma ve santrifüj tüpüne yeri kapağını çıkarın. Birden fazla santrifüj çözümleri tek bir dışkı örneği değerlendirmek için kullanılmış olsaydı, iki kapak fişleri aynı slaytta yer olabilir. </li><li> Iyot ile slayt Leke. Bu e izin verirKistlerin Asier tanımlama. </li><li> 10x ve 40x hedeflerine ışık mikroskobu kullanılarak slayt inceleyin. </li></ol> 4. Doğrudan bağırsak helmint için muayene ve protozoa <ol><li> Temiz bir diseksiyon kurulu veya benzeri bir çalışma yüzeyi sırt yatma ötenazi fare veya sıçan karkas yerleştirin. </li><li> Forseps kullanarak, genital bölge, karın duvarı kaldırın. Makaslar kullanılarak, dikkatle, genital bölgede, hem deri ve kas kaldırma ve bağırsaklarda ortaya göğüs kafesi tabanı ventral karın duvarı insizyon. Duodenum başlayarak (mide çıkışında bağırsak başından segment) ve inen kolon (bağırsak, anüs sona erer ve genellikle oluşan dışkı içeren segment) devam bağırsak çıkarın. </li><li> Bağırsaklarda 100 ml Petri kabı yerleştirin. Çekum ve duodenum diseksiyon kurulu ötenazi hayvan ve yerden bir kısmını toplayın. Mukoza maruz uzunlamasına her intestinal segment İnsizyon. </li><li> Makaslar kullanılarak, küçük bölümler halinde kalan bağırsak kesti. Ancak batığın toplanan doku çanak yeterli musluk suyu ekleyin. </li><li> 35-40 ° C&#39;de 10 dakika en az bir laboratuvar fırın veya inkübatör örnek karışımı inkübe edin. Bu özgürleştirmek ve luminal helmint gösterecektir. Inkübe olsa da, aşağıdaki adımları yürütmek. </li><li> Place iki bağırsak kesimleri (duodenum ve çekum) örneklerin hazırlanması için izin etiketli tek bir slaytta% 0.9 salin yan tarafında iki damla. </li><li> Sterilize Isı ve aşılamak bir döngü veya eşdeğeri serin. </li><li> Duodenum mukozası kazıyın ve slayt (buzlu cam kenarına yakın tarafı) sol tarafta kazıntı yerleştirin. </li><li> Çekum mukoza kazıyın ve slayt sağ tarafta kazıntı. </li><li> Bir kapak kayma kazıntı Top. Bir faz kontrast mikroskop altında 40x objektif kullanılarak hazırlanan slayt) inceleyin; tanımlama için gerekli olarak artış büyütme. Parazitler tespit edilirse, morfolojisine göre tanımlar. </li><li> Çanak içeriği bu noktada inceleme için hazır olacak. Diseksiyon mikroskobu altında çanak içeriğini inceleyin. Detaylı bir muayene tamamlamak için çanak içinde içeriğini taşımak için gerekli ya da aplikatör sopa gibi bir prob kullanın. Kıl kurdu mevcut olmaları durumunda, bu küçük, beyaz, saç gibi solucanlar gibi görünecektir. Tenyalar varsa, bu segmente, yassı solucanlar (ipliksi kıl kurdu daha büyük) olarak görünecektir. </li><li> Helmint tespit ya da şüphesi varsa, küçük bir çift forseps kullanarak numune toplamak. </li><li> Parafin veya mineral yağı bir damla etiketli, temiz bir cam slayt Mount numune ve numune üstüne bir kapak kayma yerleştirin. 10x ve 40x hedeflerine ışık mikroskobu kullanılarak slayt inceleyin. </li></ol> 2. Ectoparasite muayene (Tablo 3) 5. Kürk ektoparazit sınavı (bant testi) sakatat <ol><li> Bir dağıtıcı açık, bir uzunluk değil, buzlu, selofan bant çıkarın. Teyp ortasında dokunmadan (yaklaşık 5 cm) bir ucunu işlemek için yeterince uzun olmalıdır. Temiz bir çalışma yüzeyine kenar onlara atfeden ve gerektiği gibi kullanarak, tek seferde birden fazla uzunlukları dağıtmak için daha kolay olabilir. </li><li> Kuyruğundan tutarak fare veya sıçan, kafes ve kafes kapağı yerden kaldırın. Laminer akış kabini veya hayvan sağlık durumu gerektiriyorsa biyogüvenlik kabini bu eylemi gerçekleştirir. </li><li> Fare veya sıçan dizginleyin. Hemostat ile kürk tutun ve hafifçe farenin skapular alan, ventral servikal bölgede, aksiller bölge, inguinal bölge ve dorsal kıç kürk koparmak. Kürk kaset üzerine yerleştirin. Saç testi için başarılı kabul banda yapışık olarak görülmelidir. , Kafes içinde, fare ya da sıçan geri yerleştirin. </li><li> Mineral yağ etiketli temiz bir cam slayt üzerinde bir damla Yeri; mineral yağ başka bir damla, sonra bant uygulamak. Bir cam kapak slip ile kaplayın. </li><li> Işık mikroskobu altında 10x ve 40x hedefler kullanılarak mikroskop lamı okuyun. </li><li> Bu sınav Radfordia, Myobia ve Myocoptes gibi kürk akarları tespit etmek için en iyisidir. </li></ol> 6. Cilt kazıma <ol><li> Aşağıdaki maddelerden birleştirin: hayvan test edilmesi, mineral yağ, mikroskop lamı, kapak kayma, neşter ve makas. Bu test, canlı hayvanlar üzerinde yapılacak ise, onlar başlamadan önce anestezi olmalıdır. </li><li> Kuyruk ve baş temporal bölgede baz istasyonu yakınında dorsum Örnek. Alternatif olarak, deri lezyonları ve / veya diğer sitelere kazınmış olabilir. </li><li> Derinden epidermisin aşındırmak için neşter bıçağı ile cilt, saç büyüme ters yönde kazıyın. Kazıma için önce saç kat Kırpma görsel tıkanıklığı (aşırı saç) azaltarak tarama hassasiyeti artırabilirkaydırın. </li><li> Slaytta petrol bir damla yerleştirin. Yağ damlası için örnek slayt yüzey üzerinde bıçak (örnek ekli) silerek uygulayınız. Gerekirse slayt ve bir kapak kayma ile ek yağ ekleyin. </li><li> Işık mikroskobu altında 10x ve 40x hedefler kullanılarak mikroskop lamı okuyun. </li><li> Genellikle deri kazıma Demodex (ve dermatophytic mantar) saptamak için kullanılır. </li></ol> 7. Pelage, Direk inceleme <ol><li> Diseksiyon mikroskobu aşamada ötenazi fare veya sıçan yerleştirin. </li><li> Saç parçası bir aplikatör çubuk veya benzeri bir alet kullanarak yaklaşık 10X postu kılları inceleyin ve saç gövdesine temel gözlemlemek. </li><li> Gözleri ve pinnae pinnae arasında, skapula arasında, çene altında, kasık ve koltuk altı alanlar arasında, kraniyal bölge inceleyin. Alternatif olarak, bütün karkas incelenebilir. </li><li> Herhangi bir ektoparazit ya da küçük bir çift forseps kullanarak görülen şüpheli materyal toplayın. Ektoparazitlere genellikle kepek ve saç mil dibinde ya da doğrudan cilt üzerinde sarı bir balmumu birikimi gibi görünebilir. </li><li> , Parafin ya da mineral yağı bir damla temiz bir cam slayt Mount numune ve numune üstüne bir kapak kayma yerleştirin. Işık mikroskobu altında 10x ve 40x hedefleri kullanarak slayt inceleyin. </li></ol> 3. Temsilcisi Sonuçlar: Aşağıdaki parazitler tespit ekli dosyaları bakınız: (Not: Bu prosedürler, dışkı ya da deri ve kürk herhangi bir yumurta, helmint, ya da kist mevcut algılar; bunlardan sadece bir kaçı aşağıda listelenmiştir) Endoparasites: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia muris (yumurta, solucan) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (yumurta, solucan) </td><td> Hexamastix muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (yumurta, solucan) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (yumurta, solucan) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas muris </td><td> Spironucleus muris </td></tr><tr><td> Entamoeba muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ektoparazitlere: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Şerit testi </td><td> Fekal flotasyon </td><td> FCC </td><td> Doğrudan sınav 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Tek hücreliler </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Hayvanların </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Kıl kurdu </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tenyası 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Diğer yuvarlak solucan 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Bu yöntem hayvanın ötenazi gerektirir. 2. Her protozoa için şu anda mevcut PCR yöntemi yoktur. 3. Bu yöntem Syphacia türleri tespit etmek için en uygun olanıdır. 4. Bu yöntem Aspiculuris tespit etmek için daha büyük olasılıkla, ve Syphacia tespit etmek için daha az muhtemel olacaktır. 5 tenyalar ve diğer yuvarlak solucan kıl kurdu daha modern laboratuar fareler ve sıçanlar çok nadirdir. Endoparazit ve uygun algılama yöntemi Tablo 1. Sınıf. Bazı yöntemler hayvanın ötenazi gerekecektir. NA yöntem şu anda bu parazitler için kullanılabilir olmadığını gösterir + yöntemi söz konusu parazitin tespiti için uygunluğu gösterir ve yöntem bu parazit için tavsiye edilmez olduğunu gösterir. <table border="1"><tbody><tr><td> Çözüm </td><td> Özgül ağırlık </td><td> 1L H 2 O her Malzemeler </td></tr><tr><td> Sodyum klorür </td><td> 1,20 </td><td> 311 g sodyum klorür </td></tr><tr><td> Sodyum nitrat </td><td> 1,20 </td><td> 338 gram sodyum nitrat </td></tr><tr><td> Sodyum nitrat </td><td> 1,30 </td><td> 616 g sodyum nitrat </td></tr><tr><td> Şeker </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g sakaroz 1 </td></tr><tr><td> Sheather Kullanıcı şekeri </td><td> 1.27-1.30 </td><td> 1563 g sakaroz 1 </td></tr><tr><td> Çinko sülfat </td><td> 1,18 </td><td> 493 g çinko sülfat </td></tr></tbody></table> 1. Bu çözümler soğutma ya da ek bir koruyucu olarak fenol 9 ml gerektirir. Tablo 2 Fekal flotasyon çözümleri (Smith ve ark.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Kürk sakatat (bant testi) </td><td> Cilt kazıma 1 </td><td> Doğrudan sınav 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Lice </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Akarlar </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Pire 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Keneler 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> Bir canlı hayvan üzerinde yapılacak ise 1 Bu yöntem, anestezi gerektirir. 2. Bu yöntem hayvanın ötenazi gerektirir. 3. akar her tür için mevcut PCR yöntemi yoktur. 4. pire ve kene modern laboratuar hayvanları tesislerinde son derece nadirdir . Ectoparasite ve uygun algılama yöntemi Tablo 3. Sınıf. Bazı yöntemler hayvanın ötenazi ve diğer yöntemler anestezi canlı hayvan bunları gerçekleştirmek için gerekli olacaktır. NA yöntem şu anda bu parazitler için kullanılabilir değildir gösterir. NA yöntem şu anda bu parazitler için kullanılabilir olmadığını gösterir + yöntemi söz konusu parazitin tespiti için uygunluğu gösterir ve yöntem bu parazit için tavsiye edilmez olduğunu gösterir.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Yazarlar Charles River, yukarıda açıklanan testler de dahil olmak üzere tanısal testler ve reaktifler, bir tedarikçi tüm çalışanları.

Bir laboratuvarda çalışırken, güvenlik her zaman endişe edilmelidir. Hayvanları ile çalışırken uygun koruyucu ekipman ve giyim için, önce ve sonra dezenfektan ile iş istasyonu temiz unutmayın. Bu yöntemler öncelikle yerlerde herhangi bir laboratuvar kemirgenler parazitler bulmak için tasarlanmış incelenmiş, yani, son derece nadir parazitler daha yaygın kıl kurdu ve kürk akarları gibi egzotik tespit veya. Diğer türler için de geçerlidir olmasına rağmen, vahşi kemirgenler, yukarıdaki yöntemlerden tarafından değerlendirilir, karaciğer subkutiste ve beyin gibi yerlerde ek parazitler olabilir.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reaktif adı </td><td> Şirket </td><td> Katalog numarası </td><td> Yorumlar </td></tr><tr><td> Kesim tahta </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Kedi # 36.114 </td><td></td></tr><tr><td> Küçük makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm bıçakları, 3.5 &quot;uzunluk, düz </td></tr><tr><td> Orta makas </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Forseps-Eğri </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, tırtıklı, hafif eğri </td></tr><tr><td> Forseps-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (Ewald) </td></tr><tr><td> Forseps-Doku Forseps </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8160 </td><td> Sıçan diş </td></tr><tr><td> Metal prob </td><td> VWR </td><td> Kedi # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostat </td><td> Vantage </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Aplikatör sopa </td><td> Bağnaz </td><td> 6in Aplikatörler, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Diseksiyon mikroskobu </td><td> Olympus </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Petri kabı </td><td> VWR </td><td> 100mm, Kedi # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Kapak fişleri </td><td> VWR </td><td> Micro cam kapak, Kedi # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Slaytlar </td><td> VWR </td><td> VistaVision mikroskop slaytlar Kedi # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Döngü aşılamak </td><td> VWR </td><td> Kedi # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Işık mikroskobu </td><td> Olympus </td><td> Model # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Laboratuvar fırın </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Model 10 Lab Fırın </td><td></td></tr><tr><td> Santrifüj </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Deney tüpü </td><td> Kimble-Chase </td><td> 15 ml tek santrifüj tüp, Kedi # 73.790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Kapak fişleri </td><td> VWR </td><td> Plastik mikroskop kapak pusulası, 22mm, Kedi # 48.376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Beyaz kapaklar </td><td> VWR </td><td> Kedi # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Iyot </td><td> Rowley biyokimyasal enstitüsü </td><td> Kedi # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Çinko sülfat </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Kedi # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sakaroz </td><td> Mallinckrodt Kimyasallar </td><td> Kedi # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol </td><td> EMD </td><td> Kedi # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Selofan bant </td><td> Staples </td><td> Görünmez bant, Kedi # 504.712 </td><td></td></tr><tr><td> Madeni yağ </td><td> Mallickrodt </td><td> Kedi # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

tanı laboratuvarı sıçanlar ve fareler ecto-endoparasites

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

İç ve dış parazitler laboratuar kemirgen tesislerinde önemli bir endişe kaynağı olmayı sürdürmektedir ve birçok araştırma tesisleri, bazı parazitlenene hayvanlar limanı. Parazitler için bir hayvan muayene başlamadan önce, iki şey dikkate alınmalıdır. Bir: ne kullanmalıyım toplanan bilgilerin ve iki olacak: hangi test en uygun. Hayvanlar parazitlenene olduğumuzu bilerek, tesise kabul ettiği bir şey olabilir, ancak çoğu zaman hayvanları tedavi etmek ve daha sonra tedavinin etkinliğini belirlemek için bir ihtiyaç olabilir. Parazitler, canlı ya da ötenazi hayvanlardan alınan numuneler de dahil olmak üzere çeşitli teknikler yoluyla hayvanlarda tespit edilebilir. Tarihsel olarak, PCR çeşitli parazit için yüksek duyarlılık testi izin olmasına rağmen en büyük tanı duyarlılığı ile testleri, hayvanın ötenazi gerekli. Bu makale, algılama endo-fare ve sıçanlarda ektoparazit prosedürleri göstermektedir. Bulunan parazit türleri farklı olsa da aynı işlemleri diğer kemirgenleri uygulanabilir.

Bu makale, endo-veya ectoparasitism algılamak için tarama sıçan ve fareler için çeşitli prosedürler açıklanmaktadır. Birkaç tanı testleri gösterilecektir, canlı hayvanlar üzerinde kullanım için uygundur ve bu hayvanın ötenazi sonra kullanılan hem de. Sıçan ve fare parazitlerin belirlenmesinde yardımcı Fotoğrafları dahil edilecektir.

Tanı Laboratuvarı Sıçanlar ve Fareler Ecto-Endoparasites

İç ve dış parazitler, laboratuvar kemirgen tesislerinde önemli bir sorun olmaya devam etmektedir ve birçok araştırma tesisi, bazı parazitli ...

Bu prosedürün genel amacı, laboratuvar sıçanlarında veya farelerinde parazit bulunup bulunmadığını belirlemektir. Bu işlem; kürk incelemesi, dışkı incelemesi ve bağırsak içeriği incelemesi dahil olmak üzere çeşitli yollarla gerçekleştirilebilir. Nihayetinde, bu örneklerin rutin incelemeleri aracılığıyla koloninin genel sağlığı hakkında önemli bilgiler sağlayan sonuçlar elde edilebilir.Bu yöntemlerin görsel olarak gösterilmesi kritik önem taşır; zira titizlikle ve dikkatle uygulanmadıkları takdirde, paraziter bir enfeksiyon gözden kaçabilir. Genellikle, bu yöntemlerde yeni olan kişiler zorluk yaşayabilirler çünkü teknikler doğru şekilde uygulansa bile parazitler yanlış tanımlanabilir.Göstereceğimiz yöntemler, kürk ve perianal örnekler almadan önce araştırmanızda kullandığınız sıçan ve farelerin sağlık durumuna ilişkin temel soruların yanıtlanmasına yardımcı olabilir. Hayvan başına, üzerine mineral yağı damlatılmış en az iki adet cam lam hazırlayın. İlgili fareyi kafesinden kaldırın ve ters çevrilmiş kafes kapağının iç kısmına yerleştirin.Fareyi kuyruğundan tutun. Farenin perineum ve perianal bölgesine beş santimetre uzunluğunda selofan bandı sıkıca uygulayın. İşlem başarılıysa, banda tüy yapışmış olmalıdır.Hayvanı sabitlemeye devam edin ve kürkünü pensle kavrayın. Skapular bölge, ventral servikal bölge, aksiller bölge, inguinal bölge ve dorsal rump bölgelerinden nazikçe kürk örnekleri alın. Bu örnekleri beş santimetre uzunluğundaki selofan bantların üzerine yerleştirin.Her örnek alındığında, bandı yapışkan yüzeyi aşağı gelecek şekilde bir lama uygulayın. Tüm örnekler alındıktan sonra, her örneğin üzerine bir damla daha mineral yağ ekleyin ve lamellenleri kapatın. Perianal lamlar incelendiğinde, S. facia dışında herhangi bir parazit yumurtasına rastlanması düşük bir olasılıktır.Dışkı incelemesi için her hayvandan veya kafesten iki ila beş adet pelet toplayın. Örnekler aşırı kuruysa, bunları 500 microliters %0.9'luk salin ile nemlendirin. Örnekleri 10 milliliter'lik bir ilaç şişesine veya dışkı flotasyon cihazına yerleştirin.Toplama tüpünü Petri kabına yerleştirin ve tüpün dörtte birini yoğun flotasyon medyumu ile doldurun. Ardından, büyük parçalar kalmayana kadar dışkıyı tüpteki solüsyon içinde ezin ve karıştırın. Tüpün kenarının üzerinde bir menisküs oluşana kadar flotasyon medyumu eklemeye devam edin.Ardından lamelini menisküsün üzerine yerleştirin ve tüpü oda sıcaklığında 15 dakika boyunca inkübe edin. İnkübasyon sırasında parazitler, yumurtalar, proteazomlar ve vaha yapıları yükselerek lameline tutunur; lamel daha sonra ileri inceleme için bir lam üzerine monte edilir. Bu analiz, basit bir ilaç şişesi gibi bir kapta gerçekleştirilebilir.Dondurucu mevcut değilse, hayvan başına iki ila 10 dışkı peleti toplayarak başlayın ve eğer kurumuşlarsa bunları 500 µL %0,9'luk salin ile yeniden hidrate edin. 15 mL'lik cam santrifüj tüpünün dörtte birini yoğun flotasyon çözeltisiyle doldurun ve örneği karıştırın. Cam tüpü plastik bir kapakla kapatın ve karışım homojen bir görünüm alana kadar 15 ila 30 saniye boyunca vorteksleyin.Şimdi, her bir örnek tüpüne ek flotasyon çözeltisi ekleyin. Hafif pozitif bir menisküs oluşturun. Her tüpe plastik bir lam kapatıcı yerleştirin ve bunun tüp ağzıyla tam temas ettiğinden emin olun.En iyi sızdırmazlık için tüpü bir pamuklu çubukla temizleyin. Ardından tüpleri ve lamelleri 10 dakika boyunca santrifüjleyin. Herhangi bir lamel kaybolursa veya kırılırsa, bunları yenileriyle değiştirin ve menisküs yeni lamele temas edecek şekilde tüpleri hafifçe eğin.Ardından tüm lamelleri kaldırın ve etiketlenmiş temiz bir cam mikroskop lamı üzerine yerleştirin. İyot boyama, anestezi uygulanmış veya ötanazi yapılmış bir hayvanda kistlerin tanımlanmasına yardımcı olacaktır. Kuyruk tabanına yakın sırt tüy tabakasını ve başın temporal bölgesini veya herhangi bir deri lezyonunun çevresini veya kazınacak diğer bölgeleri tıraşlayın; ardından deri, tüy büyüme yönünün tersine doğru skalpel bıçağı ile derinlemesine kazıyın.Bu işlem epidermis tabakasını aşındırır. Bıçağı, etiketlenmiş bir lama uygulanmış mineral yağı ile silin. Gerektiğinde ek bir damla yağ ekleyin.Numuneyi bir lamelle kapatmadan önce, ötanize edilmiş hayvanı temiz bir diseksiyon tahtasına yerleştirin ve genital bölgedeki karın duvarını kaldırmak için pens kullanın. Ardından, makas yardımıyla ventral karın duvarını genital bölgeden göğüs kafesinin tabanına kadar dikkatlice kesin ve bağırsakları açığa çıkarmak için deri ile kasları uzaklaştırın. Daha sonra, sekum ve duodenumdan bir kısmını bir Petri kabının kapağına toplayın.Her bir bağırsak segmentini boylamasına kesin. Mukozayı açığa çıkarmak için, etiketlenmiş tek bir lam üzerine iki damla %0.9'luk salin damlatın. Ardından, sterilize edilmiş bir ekim özesi kullanarak mukozayı, duodenumu sıyırın ve sıyrılan materyalleri bir damla salin içine yerleştirin.Sekumdan diğer damlaya bir örnek aktararak işlemi tekrarlayın. Geriye kalan bağırsakları çıkarın. Duodenumdan başlayarak descended kolonuna kadar devam edin.Bağırsakları 100 mililitrelik bir Petri kabının tabanına aktarın. Bağırsakları daha küçük parçalara ayırmak için makas kullanın. Toplanan dokuyu zar zor örtecek kadar musluk suyunu kaba ekleyin.Numune karışımını 35 ila 40 °C'de en az 10 dakika inkübe edin. Bu işlem, masere edilmiş bağırsak numunesi inkübe olurken lümen kasklarının serbest kalmasını ve açığa çıkmasını sağlayacaktır. Duodenal ve SQL numunelerinde parazitleri incelemek için faz kontrast mikroskobu kullanın.Tam bağırsak örneğinin inkübasyonu tamamlandıktan sonra, kap içeriğini bir diseksiyon mikroskobu altında inceleyin. Bir prob kullanarak kapsamlı bir inceleme yapın. Kıl kurtları, küçük beyaz saç benzeri solucanlar şeklinde görünecektir.Tenyalar, segmentlere ayrılmış yassı solucanlar şeklinde görünecektir. Herhangi bir solucanı veya şüpheli materyalleri küçük bir pensle toplayıp bir lam üzerine yerleştirin. Işık mikroskobu altında daha detaylı inceleme yapmak için, ötanize edilmiş fare veya sıçanı doğrudan bir diseksiyon mikroskobunun tablasına 10 x objektifi altına yerleştirin, tüyleri ayırmak için bir aplikatör çubuk kullanın ve tüy şaftlarının tabanını gözlemleyin.Ektoparazitler, kepeğe veya kıl folikülünün tabanında ya da doğrudan cilt üzerinde sarımsı, balmumu benzeri bir birikintiye benzeyebilir. En azından kranial bölge, inguinal ve aksiller bölgelerde ektoparazit araması yapın.Gözlerin arasını, madeni paranın arasını, skapula arasını ve çene altını dikkatlice kontrol edin. Küçük bir pens kullanarak, olası ektoparazitleri ve diğer şüpheli materyalleri bir lama aktarın.Tanımlama yapmak için bunları mineral yağ içerisinde preparat haline getirin. Bu prosedürler birçok yaygın paraziti tespit edecektir. İşte birkaç örnek.Bunlar, perineal bant örneklerinde bulunan SE fasia yumurtalarıdır. Dışkı santrifüj hazırlığından elde edilen bir kürk tıkaçının myopia musculi akarları içerdiği tespit edilmiştir. Bunlar ise picis tetter yumurtalarıdır.Bağırsak mukozasının bu doğrudan incelemesinde, bir trioni görülebilir; masere edilmiş bağırsakların incelenmesi şu erişkin kıl kurtlarını ortaya çıkarmıştır. Bu prosedürde uzmanlaşıldığında, parazitlere yönelik bu kapsamlı inceleme bir saatten kısa sürede tamamlanabilir. Bu videoyu izledikten sonra, sıçan ve farelerde parazitlere yönelik çeşitli incelemelerin nasıl yapılacağı konusunda iyi bir anlayış kazanmış olmalısınız. Bu parazitlerin bazılarının insanlara bulaşabileceğini unutmayın.Her zaman temel laboratuvar güvenlik kurallarına uyun.

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Trichuris muris enfeksiyon dayanıklı farelerde koruyucu bir Th2 yanıtı oluşturmak ve duyarlı fareler patolojik bir Th1 yanıtı Th2 dokunulmazlık bağırsak modelidir.

Trichuris muris Enfeksiyon: Gut Tip 2 Bağışıklık ve İnflamasyon Bir Model

Bu makale, bir fare veya sıçan bir temel postmortem muayene yapılması için usul ve toplama temel organlarının yanı sıra, histolojik, mikrobiyolojik ve PCR değerlendirilmesi için daha zorlu örnek türleri açıklanmaktadır.

Tanı Otopsi ve Sıçanlar ve Fareler Seçilmiş Doku ve Örnek Toplama

Lyme hastalığı Kuzey Amerika'daki en sık bildirilen vektör kaynaklı bir hastalıktır. Etkeni, Borrelia burgdorferi keneler kene ile bulaşan bir spioket bakteridir. Hayvan modellerinde enfeksiyonun İletim ve saptama burada açıklandığı kene besleme, kullanılmasıyla optimize edilir.

Lyme Hastalığı Araştırma İletim ve Xenodiagnosis için Hayvanlar Keneler besleme

Farelerde kolon patolojilerinin tedavisi için terapötiklerin etkinliğinin rijit bir endoskop kullanılarak uzunlamasına izlenmesi için yöntemleri açıklıyoruz. Bu protokol, canlı farelerde tek bir tümörün terapötik yanıtının karakterizasyonu ve ayrıca potansiyel hastalık nüksünü izlemek için kolayca kullanılabilir.

Canlı Fareler Seri endoskopik Görüntüleme kullanma Bağırsak Patolojilerde Yeni Therapeutics Etkinliğinin Non-invaziv Değerlendirme

İnsan sıtma parazitlerine kemirgen sıtma parazitlerinin yaşam döngüsü ve biyolojisinin çarpıcı benzerlikleri nedeniyle, kemirgen sıtma modelleri sıtma araştırmaları için vazgeçilmez hale gelmiştir. Burada, vahşi tip ve transgenik kemirgen sıtma türlerinin fenotipeksi analizinde kullanılan en önemli tekniklerden bazılarını standardize ettik.

Kemirgen Sıtma paraziti Asexual ve cinsel kan aşamaları ve sivrisinek aşamaları phenotypic Analizi

Biz sert keneler laboratuvar tavşan beslemek için basit ve çok yönlü bir sistem geliştirdik. Zahmetli bizim iletişim kuralı kolayca erişilebilir malzemeler kullanır ve çeşitli deneysel ayarları gereksinimlerine bağlı olarak ayarlanabilir. Yöntemi rahat izleme ve/veya keneler örnekleme tüm beslenme süresi boyunca sağlar.

Zor kene istila laboratuvar tavşan çok yönlü bir Model

Bu iletişim kuralı fare tıkırtı terbiye ile kafes değişimin bir yöntem sağlar. Fareler sadece doğrudan eğitim tarafından aynı zamanda gözlemsel öğrenme tarafından istenen davranışı öğrenin. Bu hızlı ve kolay iletişim kuralı uygulanması refahı ve hijyen kemirgen tesisleri geliştirmek için yardımcı olabilir.

Tıkırtı eğitim ve sosyal gözlem gönüllü olarak kafes değiştirmek için fare öğretmek için kullanma

İnce Iğne aspirasyonu bir tekniktir, bu sayede hücreler ince bir iğne kullanarak bir lezyonun veya organdan elde edilir. Aspirated malzeme bulaşmış, lekelenmiş ve tanı için bir mikroskop altında incelenmiştir veya moleküler biyoloji, sitometri veya in vitro analiz için kullanılır. Ucuz, basit, hızlı ve minimal travma neden olur.

Ince Iğne aspirasyonu ile Ekstrasovasküler Trypanosoma parazitlerin tespiti

Strongyloides ratti , laboratuvar farelerinde geçici enfeksiyonlara neden olan, doku göçü ve bağırsak yaşam evrelerini gösteren parazitik bir nematoddur. Burada, sıçanlarda parazit döngüsünün sürdürülmesi ve kafa, akciğer ve bağırsakta parazit miktar tayini dahil olmak üzere farelerin deneysel enfeksiyonu için bir protokol sunuyoruz.

Farelerin Parazitik Nematod Strongyloides ratti ile Deneysel Enfeksiyonu

Burada altın standart olarak görünüyor ortotopik sıçan arka ekstremite nakli prosedürü...

Sıçanlarda Ortotopik Hind-Ekstremite Nakli

Öğrenin, laboratuvar sıçanları ve farelerinde ektoparazit ve endoparazit tespiti için kürk, dışkı ve bağırsak içeriği incelemesi yapma yöntemlerini. Bu prosedürler, koloni sağlığını değerlendirmek ve parazit enfeksiyonlarını erken teşhis etmek için kritik öneme sahiptir.

Tanı Laboratuvarı Sıçanlar ve Fareler Ecto-Endoparasites

Daha fazla video keşfet