Name: Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Erfahren Sie die murine Hornhauttransplantation zur Untersuchung akuter Allograft-Abstoßung. Dieses Modell ermöglicht die Evaluierung von Transplantatintegrität und therapeutischen Strategien.

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Die Autoren möchten sich bei den vielen Personen bedanken, die an dieser Technik gearbeitet und sie perfektioniert haben und für die Erstellung vieler Manuskripte sowohl in diesem Labor als auch in anderen verantwortlich waren. Diese Arbeit wurde durch den National Institutes of Health Grant EY12707 (PMS) und einen uneingeschränkten Zuschuss von Research to Prevent Blindness an die Abteilung für Augenheilkunde unterstützt.

HINWEIS: Alle Tiere in diesem Verfahren verwendet werden, in Übereinstimmung mit der Association for Research in Vision and Ophthalmology Rechnung für den Einsatz von Tieren in Ophthalmic und Vision Research sowie den von der Tieraufsichtsgremium in Saint Louis University Leitlinien behandelt. HINWEIS: Alle chirurgischen Instrumenten und Lösungen werden vor der Operation sterilisiert, um mikrobielle Infektionen des Auges zu begrenzen. Es sei darauf hingewiesen, dass, während die Tiere tun erleben einige Schmerzen von diesem Verfahren, wissen wir nicht Analgetika beschäftigen werden. Der Grund dafür ist, dass alle Analgetika sind entzündungshemmende und da die Hornhauttransplantation Reaktionen beinhalten Entzündung, wäre die Verwendung von entzündungshemmenden Medikamenten unsere Fähigkeit zu bestimmen, welche Faktoren in Hornhauttransplantatversagen beteiligt beeinträchtigen. 1. Anästhesie <ol style="margin-left: 40px;"><li> Zeigen Spender und Empfänger-Mäuse unter Vollnarkose durch IP-Injektionen von Ketamin (86.98 mg / kg) und Xylazin (13,04 mg / kg). </li><li> Halten Sie die Empfängermaus unter Narkose während des gesamten Verfahrens die in der Regel dauert 30 min zu einer Stunde. Folglich ständig die Maus auf Anzeichen von Bewusstsein wiedererlangt zu überwachen. </li><li> Bewerben Puralube Salbe für die Augen, die nicht operiert werden, nachdem das Tier narkotisiert, um Trockenheit zu verhindern. </li></ol> 2. Hornhauttransplantation <ol style="margin-left: 40px;"><li> Erhalt der Spenderhornhaut-Taste. <ol><li> Sobald das Tier vollständig betäubt wird, erreichen eine ausreichende Mydriasis durch Verabreichung von einem Paar von Augentropfen, von 1% und 2,5% Tropicamid Phenylephrin-Hydrochlorid. </li><li> Positionieren Sie den Kopf des Spendertieres horizontal auf einem Brett auf einem stabilen beweglichen Gestell montiert. Fixieren den Kopf mit einem Streifen Klebeband über den Hals, um sicherzustellen, dass das Auge in einer horizontalen Position während des gesamten Betriebs. </li><li> Mit einem Durchmesser von 2 mm Trepan, dessen Spitze wurde mit Methylenblau gefärbt, aussäumen den zentralen Hornhaut Transplantatstelle. </li><li> Mit einer scharfen Klinge, die Hornhaut zu durchdringen und zu injizieren Healon in die vordere Kammer zu vertiefen, um die Wahrscheinlichkeit einer Beschädigung des Spenders Endothels und des darunterliegenden Linsen reduzieren. </li><li> Verbrauchsteuern Das Spendertransplantat mit Vannas Schere aufnehmen und in eine Schale mit Hanks &#39;ausgewogener Salzlösung bis zur Verwendung. </li><li> Nachdem das Spendertransplantat hat die entfernt worden, einschläfern die Spendermaus über CO 2 Einatmen. </li></ol></li><li> Vorbereiten des Transplantatbett. <ol><li> Wiederholen Sie die gleichen Schritte wie in 2.1.1 bis 2.1.2 für den Empfänger beschrieben. </li><li> Mit einem Durchmesser von 1,5 mm Trepan, skizzieren den Empfänger Transplantatstelle. </li><li> Mit einer scharfen Klinge, die Hornhaut zu durchdringen und zu injizieren Healon in die vordere Kammer zu vertiefen, um die Möglichkeit einer Beschädigung der darunter liegenden Linse zu verringern. </li><li> Entfernen Sie die skizzierten zentralen Hornhaut Taste vom Empfänger mit Vannas Schere und entsorgen. </li></ol></li><li> Naht derTransplantat <ol><li> Legen Sie die Spenderhornhaut über das Transplantat in der Hornhaut des Empfängers Bett. Seien Sie sicher, dass eine angemessene Healon ist unter der Spenderhornhaut, um die Spender endothelialen Zellen vor Schäden durch direkten Kontakt mit Objektiv zu schützen. </li><li> Bei Verwendung von feiner Spitze microforceps, platzieren Sie den ersten Bissen von 11-0 Nylonnaht in die Geberseite, durch den Spender mit 90% Tiefe der gesamten Dicke der Seiten Empfängers, dann binden Sie. </li><li> Sobald die Hornhaut an Stelle verankert, führen midcardinal Nähten, so dass die Hornhaut hat 8 bis 10 insgesamt Nähte und die Spenderhornhaut fest mit gefüttert und an den Empfänger Hornhauttransplantatbett befestigt. </li></ol></li><li> Vertiefung der Vorderkammer <ol><li> Vertiefung der Vorderkammer durch Einspritzen von HBSS oder Luftblase in die Vorderkammer und sanft überprüfen die Integrität der Hornhaut-Transplantat zur Leckage mit einem Celluloseschwamm. HINWEIS: Wenn die Vorderkammer nicht reformiert werden kann, dann gibt es eine hohe Wahrscheinlichkeit von cataract die machen künftige Bewertungen der transplantierten Hornhaut sehr schwierig und wird möglicherweise auch auf Spender Hornhautendothels Dysfunktion und damit Transplantatversagen führen. </li></ol></li><li> Abschließende Bewertung <ol><li> Beobachten des Auges zu bestimmen, dass die Pupille ist rund und die Tiefe der vorderen Augenkammer ist normal. HINWEIS: Wenn die Schüler nicht rund bedeutet dies, dass während der Naht die Iris beschädigt wurde und damit das Transplantat wird als technisches Versagen. </li><li> Gelten antibiotische Salbe ins Auge. Optional: Schließen Sie das Augenlid mit einem 7-0 Seidennaht. </li><li> Mäusen zu beobachten, bis sie vollständig wach und dann einzeln beherbergen sie für mindestens zwei Tage nach der Operation. </li></ol></li></ol> 3. Nahtentfernung <ol style="margin-left: 40px;"><li> In jenen Fällen, in denen Deckel Naht verwendet wird, betäuben Mäusen, wie oben beschrieben, und entfernen Sie den Deckel Naht bei 48 h. </li><li> Anesthetize Mäusen an Tag 7 nach der Operation. Entfernen Sie die SuturES Sicherung der Hornhauttransplantat. Sobald die Nähte entfernt und das Tier voll erwacht ist, bringen Sie es in seinen Käfig. </li></ol> 4. Klinische Bewertung <ol style="margin-left: 40px;"><li> Untersuchen Sie das Auge für Hinweise auf Verfahrens Komplikationen, die zählen, Katarakt (Trübung der Linse), hyphema (Blut in der vorderen Augenkammer), eine vordere Kammer, die nicht der richtige Tiefe, oder erhebliche Trübung der Hornhaut. Betrachten Sie jene, die diese Komplikationen als &quot;gefährdet&quot; zu demonstrieren und einschläfern ihnen von CO 2 Einatmen. <ol><li> Führen Sie alle Untersuchungen an narkotisierten Mäusen. Halten Sie die Maus mit einer Hand so Zurückhalten der Maus, so dass die andere Hand das Auge proptose um eine bessere Sicht des Auges zu ermöglichen. Sobald Beobachtungen abgeschlossen sind, senden Sie das Tier in seinen Käfig. </li></ol></li><li> Haben ein Beobachter nicht mit den Behandlungsgruppen bewerten 2 bis 3 mal pro Woche transplantierten Hornhäute auf Anzeichen von HornhauttransplantatAbstoßungsreaktionen oder Hornhauttransplantatversagen. Verwenden Sie entweder das Operationsmikroskop oder eine horizontale Spaltlampen Biomikroskop für diese Beobachtungen. <ol><li> Evaluierung jedes Horn Opazität unter Verwendung einer Skala von 0 bis 5. Die Skala ist wie folgt definiert: <ol><li> Weisen Sie eine Punktzahl von 0 bis diesen Hornhäuten, die keine Anzeichen von Trübung haben. </li><li> Weisen Sie eine Punktzahl von 1 bis diesen Hornhäuten, die minimale oberflächliche Trübung zeigen. </li><li> Vergeben Sie einen Score von 2 bis Hornhäute, die mild und tiefer Opazität anzeigen, sondern die zugrunde liegende Pupille und Iris sind noch erkennbar. </li><li> Vergeben Sie einen Score von 3 bis Hornhaut, die Stromazellen Opazität anzuzeigen, wobei die Iris kann nicht im Detail mit Ausnahme der Pupillenränder zu sehen. </li><li> Weisen Sie eine Punktzahl von 4 bis Hornhaut, die dichten Stroma Opazität anzuzeigen und wenn keine zugrunde liegenden Strukturen können eingesehen werden. </li><li> Weisen Sie eine Punktzahl von 5 bis Hornhaut, die vollständige Opazität und intensive Stromaödems mit Pupille und Iris anzuzeigen völlig verdunkelt. </li></ol></li><li><html> Auch bewerten jede Hornhaut für den Grad der Blutgefäßinfiltration (Neovaskularisation) unter Verwendung einer Bewertungsskala von 1 bis 8. Um dies zu erreichen, sehen die Hornhaut als bestehend aus 4 gleiche Quadranten und legt die Höhe der Blutgefäße in jedem dieser Quadranten mit einem Partitur, die die Reichweite von 0 (keine Schiffe) bis 2 für umfangreiche Vaskularisierung diesem Quadranten. Fügen Sie die einzelnen Punkte jedem Quadranten, um die endgültige Neovaskularisation Score berechnen. </li><li> Bewerte Hornhäute als akut abgelehnt, wenn sie einen Wert von 3 für zwei aufeinander folgende Beobachtungen für Zeitpunkten bis zu 5 Wochen. </li><li> Bewerte Mäusen, deren Hornhäute waren klar in 5 Wochen, aber entwickeln Trübung zu Zeiten&gt; 45 Tage nach der Transplantation, mit einem Score von 3 für zwei aufeinander folgende Zeitpunkte, als unterzogen wurden spät-Begriff Hornhauttransplantatabstoßung. Verwenden Kaplan-Meier-Überlebenskurven zu Transplantatüberleben zu analysieren. </li></ol></li></ol> 5. Manipulation des Modells in-left: 40px; &quot;&gt; <li> Herstellung einzelner Zellen aus der Milz. <ol><li> Um einzelne Zellen herzustellen, zunächst einschläfern die Spendermaus. Dann entfernen Sie die Milz. </li><li> Legen Sie die Milz in einer Zelle Sieb und stören sie mit einem Spritzenkolben aus einem 3-ml-Spritze. </li><li> Waschen Zellen und Resuspendieren in 10 ml Hanks Balanced Salt Solution. </li><li> Entfernen Sie 10 ul Zellsuspension und fügen 10 ul 0,4% Trypanblau und mischen. Hinzufügen, dass Hämozytometers und zählen Sie die Zellen in das zentrale Netz. Die Anzahl der Zellen in Rohr ist die Zellzahl x 10 4 x 2 (Verdünnungsfaktor in Trypanblau) x 10 (Volumen im Röhrchen). </li></ol></li><li> Injektion in die vordere Kammer. <ol><li> Betäuben Mäusen, wie zuvor beschrieben. </li><li> Führen Injektionen mit einem Binokular. Für jede intrakamerale Injektion, verwenden 10 6 Milzzellen in einem 0.005 ml Volumen und eine 0,25 ml Mikroliterspritze mit einer 33 G-Nadel ausgestattet. HINWEIS: Andere Manipulationendes Modells kann durch die Behandlung von Tieren mit Reagenzien, die entweder als Antagonisten oder Agonisten, die Rolle, die einen bestimmten Faktor kann folgende orthotope Hornhauttransplantatchirurgie spielen Bestimmung handeln geführt werden. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Das Mausmodell der hier beschriebenen Hornhauttransplantation ermöglicht die Ermittler für die menschliche Hornhauttransplantatabstoßung in einem Modell, das Vorhersage, welche Faktoren am besten mit beiden Ablehnung 15,17,18,20, 26-30 und Akzeptanz 21-25 von Hornhaut assoziiert ist studieren Allografts. Im Gegensatz zu menschlichen Hornhauttransplantation, in denen die Patienten entweder topische oder systemische Behandlung mit Steroiden, entweder zu behandeln oder zu verhindern Ablehnung 31<...

Hornhauttransplantation ist eine der erfolgreichsten und häufigsten Arten der Transplantation in Menschen durchgeführt. Die Gründe, warum diese Operation wird durchgeführt, sind das Ergebnis einer Verletzung, Infektionskrankheit, 1, oder andere Formen von nicht-infektiösen Erkrankung der Hornhaut 2. Zahlen aus dem Eye Bank Association of America zeigen, dass mehr als 46.000 wurden im Jahr 2011 durchgeführt (siehe Website unter: restoresight.org/eye_banks/eye_banks.html). Ein Hinweis auf seinen Erfolg ist, dass ein Jahr Ausfallraten für allogene Hornhauttransplantate reichen von 10 bis 15% und nach 5 Jahren ist der Erfolg von über 70% 3-8. Wie viele Studien gezeigt haben, wird der Erfolg der Hornhauttransplantaten direkt auf der Tatsache, daß das Auge eine immunologisch privilegierte Stelle stehen. Faktoren für die Hornhäute Status als Immunprivileg Website verantwortlich sind das Fehlen beider Blut- und Lymphgefäße in der Hornhaut, eine relative Abwesenheit von Antigen-präsentierenden Zellen, Faktoren, die von der Hornhaut, die Entstörung produzierts Immuneffektorzelle funtions 9-15, niedrige Expression von MHC-Antigenen 16, und die Expression von FasL 17-20. Trotz dieser Faktoren prädisponierenden diese Transplantate für den Erfolg, sie durchlaufen die Ablehnung 3-7. Folglich Verständnis dieser Mechanismen, die diese Ablehnung zu vermitteln sowie das Testen verschiedener Therapien, um eine Abstoßung zu verhindern, ist von entscheidender Bedeutung. Zu diesem Zweck beschreiben wir hier ein murines Modell der Hornhauttransplantation, die seit mehr als 20 Jahren wurde die Hornhauttransplantation, in einer kontrollierten experimentellen Umgebung zu studieren. Da Transplantationsreaktionen beinhalten viele verschiedene Faktoren die im Konzert, die ultimative bestimmen, ob das transplantierte Gewebe ausfällt oder erfolgreich ist, ist es nicht möglich, die Wichtigkeit dieser Faktoren in jedem in vitro Modell zu verstehen. Infolgedessen werden Studien mit intakten Tieren erforderlich, um festzustellen, welche Faktoren wichtig, entweder Erfolg oder failu sindre des transplantierten Gewebes. Während andere Tierarten wurden verwendet, um die Hornhauttransplantation zu untersuchen, wurde die Maus-Modell im Vergleich zu der Verwendung anderer Arten mehrere Vorteile. Die erste ist die Existenz vieler Stämme von Mäusen, die bestimmte Transgene exprimieren oder wurden Gen-Targeting, um die Expression von spezifischen immunologischen Faktoren, deren Funktion in der Transplantations besser untersucht werden fehlt. Darüber hinaus gibt es viele Reagenzien (sowohl rekombinante Faktoren und Antikörper, die Faktoren zu neutralisieren), die spezifisch für Mäuse sind, und die nicht für viele andere Arten von Tieren vorhanden sind. Aufgrund der Existenz dieser Faktoren ist dieses Modell wurde ausgiebig genutzt, um relevante Faktoren bei akuten Hornhauttransplantatreaktionen 15, 17,18,20 -29 beteiligt sind. Außerdem sind viele der Faktoren in die Hornhauttransplantation beteiligt sind auch bekannt Funktions in der Transplantation von anderen Geweben zu sein.

<table><tbody><tr><td>Zeiss Operationsmikroskop</td><td>Zeiss</td><td>Rebuilt</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Vannus Schere</td><td>Stortz</td><td>E-3387</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Nähte</td><td>Alcon</td><td>717939M</td><td></td></tr><tr><td>Trephin 2,0 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7520</td><td></td></tr><tr><td>Trephin 1,5 mm</td><td>Katena</td><td>K 2-7510</td><td></td></tr><tr><td>Tricainhydrochlorid 0,5%</td><td>Alcon</td><td>NDC 0065-0741-12</td><td></td></tr><tr><td>Healon</td><td>Abbott</td><td>Healon OVD</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Nähte</td><td>Alcon</td><td>8065</td><td></td></tr><tr><td>2,5% Phenylephrin HCl</td><td>Alcon</td><td>NDC 61314-342-02</td><td></td></tr><tr><td>1% Tropicamid</td><td>Bausch & Lomb</td><td>NDC-24208-585-59</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton Spritze</td><td>Hamilton</td><td>7654-01</td><td></td></tr><tr><td>33 Gauge Nadel</td><td>Hamilton</td><td>90033</td><td></td></tr><tr><td>Zellsieb (100 &mu; m nylon)</td><td>BD Falcon</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>Hämozytometer</td><td>Cardinal Health</td><td>B3175</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td></td></tr></tbody></table>

murine hornhauttransplantation: ein modell, das die häufigste form der organtransplantation studieren

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Die Hornhauttransplantation ist die häufigste Form der Organtransplantation in den Vereinigten Staaten mit zwischen 45.000 und 55.000 Eingriffen pro Jahr. Es gibt zwar mehrere Tiermodelle für dieses Verfahren, und Mäuse sind die Spezies, die am häufigsten verwendet wird. Die Gründe für die Verwendung von Mäusen sind die relativen Kosten für die Verwendung dieser Spezies, das Vorhandensein vieler genetisch definierter Stämme, die die Untersuchung von Immunreaktionen ermöglichen, und das Vorhandensein einer umfangreichen Palette von Reagenzien, die zur weiteren Definition der Reaktionen bei dieser Spezies verwendet werden können. Dieses Modell wurde verwendet, um Faktoren in der Hornhaut zu definieren, die für den relativen Immunprivilegienstatus dieses Gewebes verantwortlich sind, der es Hornhautallotransplantaten ermöglicht, eine akute Abstoßung ohne immunsuppressive Therapie zu überleben. Es wurde auch verwendet, um die Faktoren zu definieren, die bei der Abstoßung solcher Allotransplantate am wichtigsten sind. Folglich ist vieles von dem, was wir über die Mechanismen der Aufnahme und Abstoßung von Hornhaut-Allotransplantaten wissen, auf Studien zurückzuführen, die ein Mausmodell der Hornhauttransplantation verwendet haben. Neben der Beschreibung eines Modells für die akute Abstoßung von Hornhauttransplantaten stellen wir erstmals auch ein Modell für die späte Abstoßung von Hornhauttransplantaten vor.

Das Mausmodell der Hornhauttransplantation ist seit über 20 Jahren verwendet worden, um erfolgreich zu charakterisieren Mechanismen sowohl Hornhauttransplantatabstoßung, 19-23 und Hornhauttransplantatannahme 13, 15,16,18, 24-27. Dieses Modell wurde verwendet, um die Bedeutung des FasL-Expression in Hornhauttransplantatakzeptanz zu schaffen, dass Tiere, die FasL fehlen nicht in der Lage, Hornhauttransplantate 15 zu akzeptieren. Es wurde auch verwendet, um zu zeigen, dass vaskuläre endothe...

Mäuse wurden als Modell für die Untersuchung vieler Formen der Transplantation verwendet, einschließlich der Hornhauttransplantation. In diesem Bericht beschreiben wir ein Mausmodell sowohl für die akute als auch für die späte Hornhauttransplantation.

Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Verfahrens ist es, ein Modell für die akute Abstoßung von Hornhaut-Allotransplantaten einzuführen. Dies wird erreicht, indem zuerst die Spenderhornhaut entfernt wird. Die nächsten Schritte des Eingriffs bestehen darin, das Empfängertransplantatbett vorzubereiten und die Spenderhornhaut an Ort und Stelle zu nähen.Dann wird die Unversehrtheit des Transplantats getestet, und wenn keine Undichtigkeiten vorhanden sind, wird das Augenlid zugenäht. Nach einer Woche wird die Trübung des Hornhauttransplantats bewertet, um die Abstoßung des Allotransplantats zu messen. Letztendlich kann das Modell verwendet werden, um eine Vielzahl von therapeutischen Strategien zu testen, um die wichtigsten Faktoren zu definieren, die mit der Abstoßung von Allotransplantaten verbunden sind Von den Transplantaten solider Organe.Die Hornhauttransplantation ist in den Vereinigten Staaten am häufigsten. Es gibt mehrere Tiermodelle für dieses Verfahren, aber Mäuse werden am häufigsten verwendet. Dieses Modell wurde verwendet, um Faktoren zu definieren, die sowohl die Abstoßung als auch die Akzeptanz des Hornhauttransplantats betreffen.Nachdem Sie die Spender- und Empfängermäuse betäubt und ihren anästhesierten Zustand durch ein Zehenkneifen bestätigt haben, tragen Sie reine Gleitsalzung auf die Augen auf, die nicht operiert werden. Befestigen Sie dann den Kopf mit dem Spenderauge waagerecht mit einem Klebebandstreifen über den Hals an einer stabilen, beweglichen Stütze. Mit einem Zinken mit einem Durchmesser von zwei Millimetern, dessen Spitze mit Methylblau gefärbt wurde, skizzieren Sie nun die zentrale Hornhauttransplantatstelle.Stechen Sie dann mit einer 15-Grad-Augenmesserklinge in die Hornhaut ein, um Schäden an der darunter liegenden Linse zu vermeiden. Injizieren Sie die viskoelastische Lösung in die vordere Kammer, so dass die Kammer tiefer wird. Schneiden Sie nun das Spendertransplantat mit einer Venice-Schere heraus und geben Sie das Transplantat in eine Schale mit HBSS auf Eis, bis es zur Herstellung von Madres verwendet wird, verabreichen Sie ein paar Tropfen 1%tpic aide und 2,5% efrinhydrochlorid in das Empfängerauge.Umreißen Sie dann mit einem 1,5-Millimeter-Zinken die Transplantatstelle, wie zuvor beschrieben, mit einer 15-Grad-Augenmesserklinge, dringen Sie in die Hornhaut ein und injizieren Sie eine viskoelastische Lösung in die Vorderkammer, um sie zu vertiefen. Um den Abstand zwischen der Spenderhornhaut und der Linse zu erhalten, verringert sich die Wahrscheinlichkeit einer Schädigung der darunter liegenden Linse und des Spenderendothels. Entfernen Sie mit einer Venice-Schere den umrandeten zentralen Hornhautknopf vom Empfänger und entsorgen Sie ihn.Geben Sie viskoelastisches Medium in den Bereich, der durch das Entfernen des Hornhautknopfes frei wird, um die Hornhautendothelzellen vor Schäden durch direkten Kontakt mit der Linse zu schützen. Legen Sie nun die Spenderhornhaut mit einer superfeinen Mikrozange über das Transplantatbett. Platzieren Sie den ersten Bissen der Naht 11.0 Nylon auf der Spenderseite durch die Spenderhornhaut bis zu ca. 90 % der vollen Dicke.Dann auf die Empfängerseite in gleicher Tiefe, dann abbinden. Fahren Sie mit der Sicherung der transplantierten Hornhaut mit unterbrochenen Nähten in der Mitte des Kardinals fort. Insgesamt sind acht bis 10 Nähte alles, was benötigt wird.Reformieren und waschen Sie nun die Vorderkammer mit einer Injektion von Kochsalzlösung. Alternativ können Sie Luft in die Vorderkammer injizieren, um sie neu zu bilden. Testen Sie nach der Injektion vorsichtig die Unversehrtheit des Transplantats mit einem Zelluloseschwamm.Bewerten Sie schließlich das Auge. Stellen Sie fest, ob die Pupille rund ist und ob die Vorderkammer normal erscheint. Wenn das Transplantat gut aussieht, tragen Sie eine antibiotische Salbe auf und verschließen Sie optional postoperativ das Augenlid mit einer laufenden 7.0 Seidennaht.Überwachen Sie die Maus, bis sie vollständig wach ist, und beobachten Sie sie dann zwei Tage lang in ihrem Heimkäfig. Entfernen Sie die Nähte von der anästhesierten Maus zwischen vier und sieben Tagen nach der Operation. Beobachten Sie die Maus nach dem Entfernen der Nähte mehrere Tage lang.Bewerten Sie jede Hornhaut anhand einer Opazitätsskala mit einer Punktzahl von null bis fünf. Eine Null gibt an, dass keine Deckkraft vorhanden ist. Eine Punktzahl von eins entspricht einer minimalen oberflächlichen Deckkraft.Ein Wert von zwei zeigt eine leichte bis tiefere Deckkraft mit einer erkennbaren darunter liegenden Pupille an. Und Iris, ein Zeichen von drei für die Hornhaut mit stromaler Tropazität, wobei die Iris mit Ausnahme der Pupillenränder nicht im Detail zu sehen ist. Wenn eine dichte stromale Opazität vorliegt und keine darunter liegenden Strukturen zu sehen sind, geben Sie dem Transplantat eine Punktzahl von vier.Wenn bei einem intensiven Stromaödem eine vollständige Trübung vorliegt und sowohl die Pupille als auch die Iris vollständig verdeckt sind, bewerten Sie das Transplantat mit einer Fünf. Das Textprotokoll schlägt auch eine Skala von null bis acht für die Infiltration von Blutgefäßen vor. Mit dem Transplantatmodell kann eine Vielzahl von Manipulationen vorgenommen werden.So können beispielsweise Milzzellen aus der Spendermaus in die Vorderkammer eingebracht werden. Nachdem der Spender eingeschläfert wurde, entfernen Sie die Milz und übertragen Sie sie mit einem Drei-Milliliter-Spritzenkolben in ein Zellsieb, unterbrechen Sie die Milz, waschen Sie dann die Milzzellen in 10 Millilitern HBSS, resuspendieren Sie die gewaschenen Zellen in 10 Millilitern HBSS und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Bewahren Sie die Zellen bis zur späteren Verwendung bei Raumtemperatur auf.Vor der Durchführung der Hornhauttransplantation injizieren Sie die Zellen mit einem Dissektionsmikroskop in die vordere Kammer des kontralateralen Auges und injizieren Sie 1 Million Milzzellen in fünf Mikroliter HBSS von einer 33-Gauge-Nadel. Das Modell wurde verwendet, um zu testen, ob die systemische Toleranz des allo-Antigens gegenüber allo-Antigenen, die vom Hornhaut-Allotransplantat des Spenders exprimiert werden, das Überleben des Transplantats verbessern könnte. BC-Mäuse wurden gegenüber C 57 black 10 allo Antigenen toleriert, indem sie B 10 Milzzellen in die Vorderkammer injizierten.Dies verbesserte die Akzeptanz von Hornhaut-Allotransplantaten nicht. Studien zeigen, dass die Etablierung einer antigenspezifischen Toleranz gegenüber dem Allo-Antigen, gemessen durch DTH-Antworten, das Ergebnis von Haut- oder Hornhaut-Allotransplantaten nicht beeinflusst. Eine ähnliche Studie zeigte, dass, wenn eine DTH-Toleranz bei BAB-c-Mäusen gegenüber B-10-Allo-Antigenen festgestellt wurde, eine Hauttransplantation, die einige oder alle B-10-Allo-Antigene verschonte, das Überleben nicht erhöhte.So profitierte Darm C mit etabliertem antigenspezifischem DTH nicht messbar von Hornhaut- oder Hautallotransplantaten. Wie Sie aus dem heutigen Experiment ersehen können, handelt es sich bei der Hornhauttransplantation um ein technisch anspruchsvolles Verfahren. Dies ist jedoch das beste Modell, um die Zellen und Faktoren zu untersuchen, die den Erfolg oder Misserfolg des Diagramms bestimmen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Immunologie der Abstoßung. Das vorgestellte Operationsmodell berichtet von einer kurzen Operationszeit und einer prägnanten Technik. Abhängig von der Kombination aus Spender-Empfänger-Stamm kann die transplantierte Niere eine akute zelluläre Abstoßung oder eine chronische Schädigung des Allotransplantats entwickeln, die durch interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie definiert ist.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Dieses neuartige Modell für orthotoper hinteren Gliedmaßen Transplantation in der Maus, eine nicht-Naht Manschette Technik für supermikrovaskulären Anastomose Anwendung bietet ein leistungsstarkes Werkzeug für die in-vivo-mechanistisch zu vaskularisiert Verbund Allotransplantationen bezogene immunologische Forschung (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

Murine Vollhauttransplantation ist ein gut etabliertes Modell Ablehnung in einer alloimmune Einstellung zu studieren. Hier bieten wir ein Tutorial von jedem Schritt beteiligt bei der Durchführung einer Balb / c -&gt; C57BL / 6 Vollhauttransplantation.

Murine Vollhauttransplantation

Hier wird ein Schritt-für-Schritt-Protokoll zur Herstellung und Kultivierung von Schweinespaltenhornknöpfen vorgestellt. Da dieses organotypisch kultivierte Organkulturmodell innerhalb von 15 Tagen Zellsterblichkeitsraten zeigt, vergleichbar mit menschlichen Spenderhornhäuten, stellt es das erste Modell dar, das eine langfristige Kultivierung nichtmenschlicher Hornhäuten ohne Zugabe von giftigem Dextran ermöglicht.

Ein Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Modell mit Split Corneal Buttons

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

Dieses Protokoll stellt einen transpupillengesteuerten transskleralen Ansatz zur sicheren und präzisen Verabreichung subretinaler zellulärer Transplantate mit einer geringen Rate an chirurgischen Komplikationen bei Mäuseempfängern mit oder ohne Netzhautdegeneration dar.

Transpupillengesteuerte transsklerale Transplantation von subretinalen Transplantaten in einem retinalen Degenerations-Mausmodell

Diese Studie etabliert zwei standardisierte Maus-Xenotransplantationsmodelle, um gezielt akute zelluläre Abstoßung und akute antikörpervermittelte Abstoßung zu replizieren. Diese Modelle dienen als verlässliche Plattform zur Untersuchung von Mechanismen der Xenograft-Immunabstoßung, zur Bewertung immunsuppressiver Strategien und zur Weiterentwicklung präklinischer Xenotransplantationsforschung.

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Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie die murine Hornhauttransplantation zur Untersuchung akuter Allograft-Abstoßung. Dieses Modell ermöglicht die Evaluierung von Transplantatintegrität und therapeutischen Strategien.

Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren

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