Name: Cânula de implantação para a Cisterna Magna de roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 13 s
Description: Aprenda a técnica de canulação da cisterna magna em roedores para entrega direta de moléculas no líquido cefalorraquidiano. Este método minimamente invasivo permite estudar a dinâmica do sistema glicmático sem danificar o crânio ou o parênquima cerebral.

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Este trabalho foi financiado pelo Novo Nordisk Foundation e Instituto Nacional de Disorders Neurological e curso, NINDS/NIH (M.N.). A.L.R.X. e Samões-R são beneficiários de uma bolsa de pós-doutorado e uma bolsa de doutoramento da Fundação Lundbeck, respectivamente.

Todos os procedimentos foram realizados em conformidade com a Directiva 2010/63/UE Europeu para pesquisas com animais e foram aprovados pelo Conselho de experimentos animais sob o Ministério do ambiente e comida (2015-15-0201-00535).
1. procedimento para canulação
<ol><li>Preparação de cânula Nota: Evite tocar a cânula com luvas não estéreis.<ol>
<li>Quebre a ponta de metal chanfrada com uma agulha de 30g dental usando um porta-agulha.</li>
		<li>Usando um porta-agulha, preparar a cânula introduzindo a ponta de metal chanfrada (aproximadamente 0,3 cm) em um comprimento de 30 cm de PE10 tubulação (tubulação de polietileno 0,024 OD x 0,011" ID") preenchida com aCSF (126 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH2PO4 , 2 mM de MgSO4, 2mm CaCl2, glicose de 10mm, 26mm NaHCO3; pH 7,4 quando intoxicado com 95% O2 e 5% CO2).</li>
		<li>Lave a cânula com aCSF utilizando uma seringa de 1 mL, munida de uma agulha 30G (30 x ½" 0.3 x 12).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Procedimento cirúrgico Nota: A crônica canulação CM permite que os animais para se recuperar do procedimento cirúrgico. CM injeções são feitas no dia pós-implante de cânula e, importante, podem ser realizadas em animais anestesiados ou acordados. Pois esta é uma cirurgia de recuperação, procedimentos devem ser realizados sob condições estéreis.<ol>
<li>Pesar o mouse (C57BL/6JRj, ambos os sexos, 8 semanas) e anestesia-lo com uma mistura de ketamina e xilazina (100 mg/kg; 10 mg/kg, respectivamente) através da injeção intraperitoneal (i.p.). Se necessário, redose o mouse com uma meia dose de cetamina (50mg/kg) durante o procedimento cirúrgico. Como alternativa, para canulação crônica, anestesiamos rato, colocando-o em uma câmara de indução de isoflurano em 2.5-3% de isoflurano, em cerca de 1 L/min O2. Nesse caso, use um cone de nariz para sustentar a anestesia de isoflurano em 1,5 a 2% durante a cirurgia.</li>
		<li>Quando pitada de dedo do pé reflexos cessar, e a respiração torna-se lento e firme, coloque o animal em uma armação estereotáxica sobre uma almofada de aquecimento.</li>
		<li>Aplica a pomada oftálmica. Repita durante a cirurgia, sempre que necessário.</li>
		<li>Raspar a cabeça e o pescoço do mouse, retire a pele e esterilizar a pele exposta primeiro com um algodão embebido em álcool e em seguida duas vezes com clorexidina (0,5%) ou solução de iodo (2%). Repita a esterilização mais duas vezes. Nota: Mude o caimento cirúrgico para remover detritos e cabelo após fazer a barba. Então cubra o animal para proteger o campo estéril.</li>
		<li>Para a canulação crônica, administrar 0,5 - 1 ml de lidocaína/bupivacaína (1 mg/ml a 0,25 mg/ml, respectivamente) por via subcutânea (s.c.) no local da incisão. Administre a buprenorfina (0,05 mg/kg; s.c.) para analgesia pós-operatória.</li>
		<li>Corrigi o mouse no quadro estereotáxica. Depois de garantir a fixação, ou intraural, ou pelo arco zigomático, incline a cabeça ligeiramente para que forma um ângulo de 120° com o corpo (Figura 1E).</li>
		<li>Encontre a parte do crânio salientes imediatamente acima dos músculos do pescoço - a crista occipital. Levante a pele sobrejacente usando um par de pinças e cortar um pedaço em forma de amêndoa de pele de aproximadamente 1 cm ao longo da linha mediana. Use cotonetes ou lanças para controlar qualquer sangramento resultante do olho.</li>
		<li>Usando a crista occipital como ponto de referência, separe o tecido conjuntivo superficial para expor os músculos do pescoço abaixo.</li>
		<li>Separe os músculos na linha executando cuidadosamente a pinça no meio do local da incisão no eixo para-ânteroposterior. Com um par de pinças curvas em cada mão, junte-se as pontas no meio na parte inferior do crânio e puxar os músculos de lado. Nota: Isto deve expor o CM, que aparece como um pequeno triângulo invertido, delineado pelo cerebelo acima e medula abaixo, por trás da membrana dural translúcida (figura 1B e 1C).</li>
		<li>Utilizando um cotonete de algodão ou lança olho cirúrgico, limpe a membrana dural cobrindo o CM.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Inserção da cânula para o CM
	<ol>
<li>Remova a seringa cheia de aCSF, mantendo a agulha 30G anexada a extremidade posterior da tubulação da cânula.</li>
		<li>Coloque a agulha 30G uma destilada cheio de água 100 µ l seringa conectada a uma bomba de seringa.</li>
		<li>Inserir uma bolha de ar de aproximadamente 1 cm dentro da cânula, retirando o ar com o auxílio de uma bomba de seringa.</li>
		<li>Usando uma bomba de seringa, retire 12 μL do tracer de CSF desejada dentro da cânula.</li>
		<li>Segure a cânula, preenchida com o localizador do CSF, perto da agulha tubo coberto com um par de pinças curvas a mão dominante. Apoie o dedo médio da mão não dominante na barra de orelha do lado oposto e segure firme para o uso posterior como um descanso para a cânula.</li>
		<li>Inserir a cânula em um ângulo de 45° em relação a cabeça de rato, passando para o centro do CM, identificado por seu aspecto triangular visto através da dura-máter. Evite qualquer penetração do cerebelo ou da medula. Certifique-se de que a agulha é inserida apenas a uma profundidade de 1-2 mm, ou seja, até o ponto onde o bisel é inteiramente sob a dura-máter. Liberar a pinça segurando a cânula e deixe a cânula descansar na mão não dominante. Nota: A extremidade chanfrada das agulhas dentais exigirá a aplicação de uma força para perfurar a membrana dural cobrindo o CM.</li>
		<li>Se necessário, seca qualquer liquórica sobre a penetração usando cotonetes de algodão ou lança um olho cirúrgico.</li>
		<li>Solte os 2-3 gotas de cola de cianoacrilato para a membrana dural em torno da cânula. Adicione uma gota de accelerator cola para curar a cola imediatamente. Cobrir o crânio e a agulha com uma mistura de cimento dental (aproximadamente 0,5 mg) e cola de cianoacrilato (3-5 gotas). Imediatamente depois, aplica uma gota de accelerator cola para curar.</li>
		<li>Para canulação crônica, cortar o tubo (deixando cerca de 2-3 cm ligado à cânula) e selá-lo com uma solda cirúrgica para manter os níveis de pressão intracraniana (ICP), impedindo o vazamento de LCR através da tubulação.</li>
		<li>Para canulação crônica, administrar carprofeno (5 mg/kg; s.c.)</li>
		<li>Para canulação crônica, posicione o mouse em uma gaiola, mantendo-o sobre uma almofada de aquecimento para manter a temperatura do corpo até que o animal está totalmente recuperado da anestesia. Nota: Deve ser individualmente alojados em gaiolas para assegurar que a cânula permanece intacta. Certifique-se de que o nariz é claro de roupa de cama, colocando o mouse sobre uma toalha de papel ou outro substrato sólido. Nota: No dia seguinte, quando os animais são recuperados do procedimento cirúrgico realizado para a inserção da cânula, podem ser injetados com traçadores CSF. Para injeção sob anestesia, administrar uma mistura de xilazina/cetamina (100 mg/kg; 10 mg/kg, respectivamente; i.p.) e proceder a etapas descritas na seção 2. Para injeção em animais acordados, prossiga para a seção 3.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. injeção de CSF traçadores através da cânula de CM implantado aguda em animais anestesiados
Nota: Para a injeção dos marcadores do CSF através da cânula de CM implantado aguda em animais anestesiados, imediatamente após a etapa 8 da seção anterior, proceda a injeção do traçador CSF conforme descrito abaixo.
<ol><li>Usando uma bomba de seringa, inicie a injeção para os marcadores de CM do CSF à taxa de 1 µ l/min. para 5 ou 10 min, resultando em um volume total de 5 µ l ou 10 µ l, respectivamente. No final da injeção, permitir que o tracer CSF a circular em todo o cérebro por 30 min com a cânula sem ser perturbado.</li>
	<li>Depois de 30 min, cortar o tubo conectado à cânula (aproximadamente 4 cm de distância da ponta de agulha) e selar sua extremidade usando uma solda cirúrgica.</li>
	<li>Sob anestesia profunda, abater o animal por decapitação. Rapidamente dissecar o cérebro e reparar o tecido por imersão em paraformaldeído 4% (PFA) diluído em solução salina tamponada fosfato (PBS; 0.01M; pH 7,4) durante a noite (o/n), a 4 ° C.</li>
</ol>3. injeção de CSF traçadores através de cânula CM cronicamente implantado em animais acordado
<ol><li>Usando uma bomba de seringa, retire 7 µ l ou 12 µ l do tracer de CSF desejado em uma cânula composta de aproximadamente 30 cm de tubo PE10 com uma ponta de agulha dental chanfrado de 0,5 cm.</li>
	<li>Delicadamente, conter o animal e o corte de aproximadamente 1 cm do tubo anexado para a cânula.</li>
	<li>Ainda sob restrição suave, rapidamente se conecte a cânula preenchida com tracer CSF para a cânula CM implantado.</li>
	<li>Usando uma bomba de seringa, iniciar a injeção para os marcadores de CM do CSF à taxa de 1 µ l de injetar 7 µ l/min. ou 12 µ l, para atingir um volume final de LCR injetado traçador de 5 µ l ou 10 µ l, compensando assim a aCSF restantes na cânula implantada. No final da injeção, permitir que o tracer CSF a circular em todo o cérebro por 30 min com a cânula sem ser perturbado. Garantir que o tubo permanece anexado durante períodos de injeção e circulação.</li>
	<li>No final do tempo de circulação do CSF palpador, proceda à eutanásia por decapitação, garantindo que o animal é anestesiado profundamente. Rapidamente dissecar o cérebro e reparar o tecido por imersão em paraformaldeído 4% (PFA) diluído em solução salina tamponada fosfato (PBS; 0.01M; pH 7,4) durante a noite (o/n), a 4 ° C.</li>
</ol>

<ol><li>Xie, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+Drives+Metabolite+Clearance+from+the+Adult+Brain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Sleep Drives Metabolite Clearance from the Adult Brain.</a> Science. , 373-377 (2013).</li>
<li>Iliff, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+paravascular+pathway+facilitates+CSF+flow+through+the+brain+parenchyma+and+the+clearance+of+interstitial+solutes%2C+including+amyloid+%CE%B2%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Transl.+Med%22%5BJournal%5D)">A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid β.</a> Sci. Transl. Med. 4, 147ra111(2012).</li>
<li>Jessen, N. A., Munk, A. S. F., Lundgaard, I., Nedergaard, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Glymphatic+System%3A+A+Beginner%27s+Guide%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochem.+Res%22%5BJournal%5D)">The Glymphatic System: A Beginner's Guide.</a> Neurochem. Res. 40, 2583-2599 (2015).</li>
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<li>Aspelund, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dural+lymphatic+vascular+system+that+drains+brain+interstitial+fluid+and+macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">A dural lymphatic vascular system that drains brain interstitial fluid and macromolecules.</a> J. Exp. Med. 212, 991-999 (2015).</li>
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<li>Peng, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+glymphatic+fluid+transport+in+a+mouse+model+of+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol.+Dis%22%5BJournal%5D)">Suppression of glymphatic fluid transport in a mouse model of Alzheimer's disease.</a> Neurobiol. Dis. 93, 215-225 (2016).</li>
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<li>Dusart, I., Schwab, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secondary+Cell+Death+and+the+Inflammatory+Reaction+After+Dorsal+Hemisection+of+the+Rat+Spinal+Cord%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Secondary Cell Death and the Inflammatory Reaction After Dorsal Hemisection of the Rat Spinal Cord.</a> Eur. J. Neurosci. 6, 712-724 (1994).</li>
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<li>Ichimura, T., Fraser, P. A., Cserr, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+of+extracellular+tracers+in+perivascular+spaces+of+the+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Distribution of extracellular tracers in perivascular spaces of the rat brain.</a> Brain Res. 545, 103-113 (1991).</li>
<li>Iliff, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain-wide+pathway+for+waste+clearance+captured+by+contrast-enhanced+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Brain-wide pathway for waste clearance captured by contrast-enhanced MRI.</a> J. Clin. Invest. 123, 1299-1309 (2013).</li>
<li>Ratner, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal-mass-transfer-based+estimation+of+glymphatic+transport+in+living+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+SPIE--the+Int.+Soc.+Opt.+Eng%22%5BJournal%5D)">Optimal-mass-transfer-based estimation of glymphatic transport in living brain.</a> Proc. SPIE--the Int. Soc. Opt. Eng. 9413, (2015).</li>
<li>Lee, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+Body+Posture+on+Brain+Glymphatic+Transport%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The Effect of Body Posture on Brain Glymphatic Transport.</a> J. Neurosci. 35, 11034-11044 (2015).</li>
<li>Nouri, S., Sharif, M. R., Sahba, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+ferric+chloride+on+superficial+bleeding%5BTitle%5D)+AND+%22Trauma+Mon%22%5BJournal%5D)">The effect of ferric chloride on superficial bleeding.</a> Trauma Mon. 20, e18042(2015).</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Nós apresentamos um protocolo que descreve um procedimento detalhado para canulação de magna cisterna (CMc), que oferece um método simples para entregar rotulado de moléculas para o compartimento do CSF. CMc permite a visualização posterior da dinâmica do CSF, tanto in vivo e ex vivo, usando diferentes modalidades de imagem ou histologia.
Uma das principais vantagens da técnica da CMc reside no seu acesso direto para o espaço subaracnoide sem a necessidade de expor o cérebro ...

Líquido cefalorraquidiano (CSF) banha o sistema nervoso central (SNC) em todo o sistema ventricular e ao longo dos espaços subaracnoide, um espaço anatomicamente definido no continuum com os ventrículos, que envolve o cérebro e a medula espinhal. Uma das principais funções do QCA é fornecer uma rota para apuramento dos metabolitos e solutos do parênquima cerebral. Acesso é facilitado através da glymphatic recentemente descoberto sistema1, o cérebro analógico para o sistema linfático periférico. Neste documento, podemos descrever e discutir a canulação cisterna magna (CMc), um método minimamente invasivo para a entrega direta de moléculas para o CSF. CMc é o método principal para estudar a função glymphatic. Além disso, CMc também pode ser aplicado para o estudo da dinâmica do CSF e para uma entrega rápida, todo o cérebro de moléculas permeável do cérebro não-sangue barreira (BBB) para o parênquima cerebral, ao longo do espaço perivascular.
O CMc explora princípios fisiológicos da dinâmica de movimento CSF através do CNS para entregar o palpador rotulado moléculas ou drogas para o espaço cheio de CSF da cisterna magna (CM). Moléculas são injetadas através de uma cânula implantada para a cobertura de dura-máter membrana atlanto-occipital, que as moléculas CM. em seguida são transportadas por fluxo de massa CSF para o parênquima cerebral através do paravascular espaço1. Agente de marcador ou contraste injetado através do CMc segue o movimento do CSF, que permite a avaliação da circulação do CSF e influxo de glymphatic através da quantificação de níveis de intensidade de moléculas rotulados que insira o parênquima cerebral. CMc é compatível com diferentes técnicas de imagem, incluindo epifluorescência, 2-fotão microscopia e ressonância magnética (MRI). Além disso, esta avaliação pode ser realizada tanto em vivo ou ex vivo. Importante, CMc permite a visualização do sistema de glymphatic sob anestesia ou durante o sono natural, assim como em animais acordados, andando livremente.
A técnica de CMc pode ser utilizada para estudar os diferentes aspectos da dinâmica dos fluidos no CSF, mas provou para ser particularmente útil para estudar o sistema de glymphatic. Glymphatic atividade impulsiona o fluxo convectivo de LÍQUOR do espaço periarterial através de canais de água aquaporina-4 (AQP-4), que são amarrados na membrana dos hamartomas vasculares quebra automática de endfeet. O fluxo convectivo permite o intercâmbio de CSF e fluido intersticial (ISF) dentro do parênquima cerebral. CSF/ISF contendo solutos e resíduos metabólicos é então removido o parênquima cerebral através do espaço de perivenous2,3. Finalmente, a CSF/ISF alcança a periferia através de vasos linfáticos dural recentemente descrito4,5. O sistema glymphatic foi mostrado crucial para a habilitação de metabolitos resíduos prejudiciais tais como β-amiloide2. Além disso, glymphatic afastamento é prejudicado no envelhecimento6, depois de lesão cerebral traumática7e em modelos animais de diabetes8 e a doença de Alzheimer9. Nomeadamente, glymphatic atividade é estado dependente, mostrando atividade significativamente maior durante o sono ou anestesia em comparação com a vigília1. De fato, animais anestesiados jovens apresentam a mais alta atividade de glymphatic. Assim, a quantificação experimental da atividade glymphatic é crítica quando estudando o seu papel na saúde e na doença.
Vários estudos têm abordado CSF dinâmica e seu intercâmbio com o líquido intersticial (ISF) no parênquima cerebral. No entanto, os métodos pelos quais moléculas etiquetadas são entregues são bastante invasivos, provocando dano do parênquima cerebral e alterações na pressão intracraniana (ICP) (ver revisão10). Alguns exemplos são intraventricular ou injeções difuso que envolvem craniotomia ou perfuração de uma rebarba do furo no crânio. Esses procedimentos foram mostrados para alterar o ICP, rompendo assim a glymphatic função2. Além disso, tais métodos invasivos induzem astrogliosis e aumentam imunorreatividade AQP-4 na área danificada de parênquima cerebral e seus arredores11,12. Como astrócitos e AQP-4 são elementos-chave do sistema de glymphatic, o CMc é o método de escolha para seus estudos. As principais vantagens do CMc em comparação com procedimentos invasivos mais são a manutenção de uma parênquima de crânio e cérebro intacta, evitando alterações de ICP e astrogliosis, respectivamente. Assim, o CMc em conjunto com diferentes ferramentas de imagem abre para uma ampla gama de possibilidades para estudar não só o sistema de glymphatic, mas também a dinâmica e os mecanismos de fluxo de fluido na homeostase, bem como em modelos animais de doenças neurológicas.
O procedimento de cateterização (CMc) cisterna magna permite acesso fácil e direto para o líquido cefalorraquidiano (CSF). Através da injeção de moléculas diferentes (por exemplo, marcadores fluorescentes, agentes de contraste MRI) o experimentador pode acompanhar o seu movimento no interior do compartimento do CSF e avaliar a atividade do sistema glymphatic. O protocolo seguinte descreve ambos o CMc aguda, para injeções imediatamente após a cirurgia e implantação crônica da cânula, em que o animal se recupera do procedimento cirúrgico para uma posterior injeção. A diferença mais importante entre a implantação aguda e crônica é que a implantação crônica permite o estudo da atividade glymphatic em ratos acordados.

<table><tbody><tr><td>SOPIRA Carpule 30G 0,3 x 12mm</td><td>Kulzer</td><td>AA001</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de Polietileno 0,024" OD x 0,011 " ID</td><td>Scandidact</td><td>PE10-CL-500</td><td></td></tr><tr><td>30G x &frac12; &rdquo; 0,3 x 12 mm Luer-Lock</td><td>Chirana T. Injecta</td><td>CHINS01</td><td></td></tr><tr><td>Clorexidina 0,5% (digluconato de clorexidina)</td><td>Meda AS</td><td>sem número de catálogo, veja o link nos comentários</td><td>http://www.meda.dk/behandlingsomrader/desinfektion/desinfektion-af-hud/klorhexidin-sprit-medic-05/</td></tr> <tr><td>Cotonete com álcool 70% Álcool isopropílico 30 x 60mm</td><td>Vitrex Medical A/S</td><td>520213</td><td></td></tr><tr><td>Viskoese Oejendraeber Ophtha</td><td>Ophtha</td><td>145250</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de madeira, cotonete duplo (&Oslash; aprox. 4 - 5 mm, comprimento aprox. 12 mm)</td><td>Heinz Herenz</td><td>1032018</td><td></td></tr><tr><td>Eye spears</td><td>Medicom</td><td>A18005</td><td></td></tr><tr><td>Solução de cloreto férrico a 10%</td><td>Algeos</td><td>NV0382</td><td></td></tr><tr><td>Kimtech Science Toalhetes de Precisão Limpadores de Tecido</td><td>Kimberly Clark Professional</td><td>05511</td><td></td></tr><tr><td>Loctite Super Glue Precision 5g</td><td>Loctite</td><td>sem número de catálogo, veja link nos comentários</td><td>http://www.loctite-consumer.dk/da/produkter/superglue-liquid.html&nbsp;</td></tr><tr><td>Acelerador Insta-Set CA</td> Bob <td>Smith Industries</td><td>BSI-152</td><td></td></tr><tr><td>Cimento Dental em Pó</td><td>A-M Systems</td><td>525000</td><td></td></tr><tr><td>Solda cirúrgica&nbsp;</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>INS750391</td><td></td></tr><tr><td>seringa Hamilton GASTIGHT&reg; , série 1700, 1710TLL, volume 100 &mu; L, PTFE Luer lock</td><td>Seringas Hamilton</td><td>1710TLL</td><td></td></tr><tr><td>LEGATO 130 Bomba de seringa</td><td>KD Scientific</td><td>788130</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldeído em pó, 95%</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Solução salina tamponada com fosfato (PBS; 0,01 M; pH 7,4)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>P3813</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumina, Alexa Fluor 647 Conjugado</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>O34784</td><td></td></tr><tr><td> Solução DAPI (diamidino-2-fenilindo) (1 mg/mL)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>62248</td><td></td></tr><tr><td>Dextran, Fluoresceína, 3000 MW, Aniônico</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D3305</td><td></td></tr><tr><td>E-Z Anestesia EZ-7000 Classic System</td><td>E-Z Systems</td><td>EZ-7000</td><td></td></tr><tr><td>Attane Isofluran 1000 mg/g</td><td>ScanVet</td><td>55226</td><td></td></tr><tr><td>Euthanimal 200mg/mL (sódio pentobarbital)</td><td>ScanVet</td><td>545349</td><td></td></tr><tr><td>Ketaminol Vet 100 mg/mL (cetamina)</td><td>Intervet International BV</td><td>511519</td><td></td></tr><tr><td>Rompin Vet 20 mg/mL (xilazina)</td><td>KVP Pharma + Veterin&auml; r Produkte GmbH</td><td>148999</td><td></td></tr><tr><td>Xylocain 20 mg/mL (lidocaína)</td><td>AstraZeneca</td><td>158543</td><td></td></tr><tr><td>Marcain 2,5 mg/mL (bupivacaína)</td><td>AstraZeneca</td><td>123918</td><td></td></tr><tr><td>Bupaq Vet 0,3 mg/mL (buprenorfina)</td><td>Richter Pharma AG</td><td>185159&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

cânula de implantação para a cisterna magna de roedores

Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents

Canulação de cisterna magna (CMc) é um procedimento simples que permite acesso direto para o líquido cefalorraquidiano (CSF) sem danos operativo para o crânio ou o parênquima cerebral. Em roedores anestesiados, a exposição da dura-máter por dissecção romba dos músculos do pescoço permite a inserção de uma cânula para a cisterna magna (CM). A cânula, composta por uma agulha fina chanfrada ou borosilicato capilar, está ligada através de um tubo de polietileno (PE) com uma seringa. Usando uma bomba de seringa, moléculas podem então ser injetadas em taxas controladas diretamente o CM, que é contínua com o espaço subaracnoideo. Partir do espaço subaracnoideo, poderemos rastrear fluxos CSF pelo fluxo convectivo no espaço perivascular em torno de arteríolas penetrantes, onde ocorre a troca de soluto com o fluido intersticial (ISF). CMc pode ser realizada por injeções agudas, imediatamente após a cirurgia, ou para implantação de crônica, com posterior injeção em anestesiados ou acordado, movimentando-se livremente roedores. Quantificação da distribuição do traçador no parênquima cerebral pode ser executada por epifluorescência, 2-fotão microscopia e ressonância magnética (MRI), dependendo das propriedades físico-químicas das moléculas injetadas. Assim, o CMc em conjunto com várias técnicas de imagem oferece uma poderosa ferramenta para avaliação do sistema de glymphatic e dinâmica do CSF e função. Além disso, a CMc pode ser utilizada como um canal para entrega rápida, todo o cérebro de sinalização moléculas e substratos metabólicos que caso contrário não atravessar a barreira hemato-encefálica (BBB).

Mediante a fixação de ratos ou ratos em uma armação estereotáxica, os músculos do pescoço em torno da região de crista occipital sem rodeios são dissecados para expor a cisterna magna (CM). A estrutura triangular do CM é facilmente reconhecida entre a porção caudal do cerebelo e a medula (figura 1A-1 C). A cânula é inserida 1-2mm a CM perfurando delicadamente a membrana atlanto-occipital (Figura 1). A dura-máter ...

Aqui descrevemos um protocolo para realizar a cateterização da cisterna magna (CMc), uma forma minimamente invasiva para entregar traçadores, substratos e moléculas sinalizadoras no fluido cerebrospinal (CSF). Combinado com diferentes modalidades de imagem, CMc permite sistema de glymphatic e avaliação de dinâmica do CSF, bem como a entrega de todo o cérebro de vários compostos.

Cânula de implantação para a Cisterna Magna de roedores

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to ...

O objetivo geral deste procedimento cirúrgico é permitir a entrega direta de traçadores, substratos e moléculas de sinalização no líquido cefalorraquidiano. Este método pode ajudar a responder a questões-chave no campo da neurociência sobre a dinâmica do LCR e da ISF no cérebro. Este método permite a entrega de diferentes moléculas, traçadores, substratos metabólicos ativos no LCR, líquido cefalorraquidiano, compartimento sem danificar o crânio ou o parênquima cerebral.As implicações desta técnica estendem-se às doenças neurológicas, pois permite a avaliação dos fluxos de FSC-LCR no cérebro e também a depuração de metabólitos e proteínas tóxicas do parênquima cerebral. Portanto, este método fornece informações sobre a dinâmica dos fluxos CSF-ISF e, além disso, podemos usá-lo como uma rota de entrega rápida em todo o cérebro para sinalizar moléculas e substratos moleculares que não poderiam passar pela barreira hematoencefálica. Para preparar a cânula, quebre a ponta de metal chanfrada de uma agulha odontológica de calibre 30 usando um porta-agulha.Em seguida, insira a ponta de metal chanfrada em um tubo de PE-10 de 30 centímetros de comprimento preenchido com aCSF. Em seguida, use

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Fonte: Joshi, K., et al. Abordagem cirúrgica estereotáxica para microinjetar o tronco encefálico caudal e a medula espinhal cervical superior através da cisterna magna em camundongos. J. Vis. Exp. (2022)Este vídeo demonstra a abordagem estereotáxica da cisterna magna para entrega direcionada ao tronco encefálico e à medula espinhal superior. Ao acessar a cisterna magna cheia de líquido cefalorraquidiano, essa abordagem permite injeções precisas em áreas de difícil acesso usando métodos...

Abordagem da Cisterna Magna Estereotáxica para Entrega Terapêutica em Modelo de Camundongo

Fonte: Zamboni, M., et al., Indução de modificação de células leptomeníngeas via injeção intracisternal. J. Vis. Exp. (2020)Este vídeo demonstra o procedimento de administração de um medicamento indutor na cisterna magna de um camundongo anestesiado. A injeção induz seletivamente a expressão de marcadores fluorescentes em células da superfície cerebral acessíveis via líquido cefalorraquidiano, confirmado por imagens de fluorescência.

Entrega de medicamentos direcionados em um modelo de camundongo via injeção de cisterna magna

Fonte: Xavier, A. L. R., et al. Implantação de cânula na cisterna magna de roedores. J. Vis. Exp. (2018)Este vídeo demonstra o procedimento para implantar uma cânula na cisterna magna de um camundongo anestesiado. A técnica envolve guiar uma cânula montada em agulha através da dura-máter até a cisterna magna triangular invertida e prendê-la para entrega direcionada no líquido cefalorraquidiano.

Implantação de cânula na cisterna magna em um modelo de camundongo

Neste vídeo, descrevemos o procedimento para entregar células tumorais derivadas de humanos na cisterna magna do cérebro de um camundongo. O modelo de camundongo ortotópico pode ser usado para estudar a disseminação metastática do câncer para as meninges cranianas.

Injeção Cirúrgica de Cisterna Magna: Um Método para Administração de Células Tumorais Diretamente no Sistema Nervoso Central do Modelo Murino

Neste vídeo, descrevemos um método para acessar a cisterna magna em um modelo de porco. A cisterna magna é um local preferencial para estudos sobre o líquido cefalorraquidiano.

Localizando a Cisterna Magna em um Modelo de Porco: Um Método Cirúrgico para Acesso à Cisterna Magna em um Modelo de Porco para Canulação Direta

Este vídeo descreve o protocolo para entrega de moléculas traçadoras por meio de canulação direta da cisterna magna em um cérebro de porco. Este método ajuda a visualizar a distribuição do líquido cefalorraquidiano no sistema glinfático.

Entrega de moléculas traçadoras na cisterna magna: um método para entregar moléculas traçadoras fluorescentes via canulação direta da cisterna magna em suínos

Descrevemos uma injeção intracisternal que emprega uma agulha dobrada na ponta que pode ser estabilizada no crânio, eliminando assim o risco de dano ao parênquima subjacente. A abordagem pode ser usada para mapeamento do destino genético e manipulações de células leptomeningeais e para rastrear o movimento do fluido cefalorraquidiano.

Indução da Modificação das Células Leptomenínias via Injeção Intracisternal

Este artigo apresenta um protocolo passo-a-passo para a implantação direta de cânula na cisterna magna dos suínos.<br...

Implantação direta de cânula na Cisterna Magna dos Porcos

A cirurgia estereotaxa para atingir locais cerebrais em camundongos geralmente envolve acesso através dos ossos do crânio e é guiada por marcos do crânio. Aqui descrevemos uma abordagem estereotaxa alternativa para atingir o tronco cerebral caudal e a medula espinhal cervical superior através da cisterna magna que se baseia na visualização direta de marcos do tronco cerebral.

Abordagem Cirúrgica Estereotaxic para Microinpor o Tronco Cerebral Caudal e Medula Espinhal Cervical Superior através da Cisterna Magna em Camundongos

Para estudar a regulação do fluxo sanguíneo cerebral in vivo, os métodos farmacológicos tradicionais são invasivos, muitas vezes danificando o crânio, a dura-máter e as leptomeninges. Neste trabalho, desenvolvemos uma técnica minimamente invasiva que combina injeção de magna intracisternal (ICM) guiada por nanoinjetor com imagens de contraste de manchas a laser, preservando a integridade do crânio e das leptomeninges.

Nanoinjeção de Cisterna Magna Emparelhada e Ensaio de Imagem de Contraste de Manchas a Laser para Estudar a Regulação do Fluxo Sanguíneo Cerebral In Vivo

O protocolo descreve um método para injetar células tumorais através da via de punção percutânea na cisterna magna que induz metástase leptomeníngea em camundongos, reduzindo o trauma e a carga tumoral extracraniana.

Modelo de injeção minimamente invasiva de cisterna magna para estudos de metástase leptomeníngea em camundongos

Aprenda a técnica de canulação da cisterna magna em roedores para entrega direta de moléculas no líquido cefalorraquidiano. Este método minimamente invasivo permite estudar a dinâmica do sistema glicmático sem danificar o crânio ou o parênquima cerebral.

Cânula de implantação para a Cisterna Magna de roedores

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