Functionele Evaluatie van darmmotiliteit en de darmwand ontsteking in Knaagdieren: Analyses in een gestandaardiseerd model van Intestinal Manipulatie

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Postoperatieve ileus (POI) is een complicatie van abdominale chirurgie leidt tot verhoogde morbiditeit en een langdurig verblijf in het ziekenhuis. Omdat profylactische of therapeutische strategieën ontbreken geïntensiveerd onderzoek is noodzakelijk. Daarom hebben we een gestandaardiseerde en haalbaar muismodel naar de pathofysiologie van POI te onderzoeken en mogelijke therapeutische opties te bestuderen.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Vilz, T. O., Overhaus, M., Stoffels, B., Websky, M. v., Kalff, J. C., Wehner, S. Functional Assessment of Intestinal Motility and Gut Wall Inflammation in Rodents: Analyses in a Standardized Model of Intestinal Manipulation. J. Vis. Exp. (67), e4086, doi:10.3791/4086 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Ontsteking van het maagdarmkanaal is een veelvuldige oorzaak van een verscheidenheid van menselijke ziekten. Animal onderzoeksmodellen zijn cruciaal bij het onderzoek naar de complexe cellulaire en moleculaire van intestinale pathologie. Hoewel de tunica mucosa is vaak het orgaan van belang in veel inflammatoire ziekten, toonden recente werken die de muscularis externa (ME) is ook een zeer immunocompetente orgaan dat herbergt een dicht netwerk van ingezeten immunocyten. 1,2 Deze werken werden uitgevoerd binnen de gestandaardiseerde model van intestinale manipulatie (IM) dat leidt tot ontsteking van de darmwand, hoofdzakelijk beperkt tot de ME. Klinisch deze ontsteking leidt tot langdurige intestinale dysmotiliteit, bekend als postoperatieve ileus (POI), een frequent en onvermijdelijke complicatie na abdominale chirurgie. 3 De ontsteking wordt gekenmerkt door het ontlasten van proinflammatoire mediatoren zoals IL-6 4 of IL-1β of neurotransmitters zoals Nitric oxide (NO). 5 Vervolgens, enorme aantallen immunocyten extravasaat in de ME, gedomineerd door polymorfonucleaire neutrofielen (PMN) en monocyten en tenslotte onderhouden POI. 2 voor de duur van dagen, deze intestinale verlamming leidt tot een verhoogd risico op aspiratie, bacteriële translocatie en infectieuze complicaties tot sepsis en multi orgaanfalen en zorgt voor een hoge economische last. 6

In dit manuscript demonstreren we het gestandaardiseerde model van IM en in vivo evaluatie van de gastro-intestinale transit (GIT) en colon doorvoer. Verder tonen we een werkwijze voor het scheiden van de ME van de tunica mucosa gevolgd door immunologische analyse, die belang onderscheid te maken tussen de inflammatoire responsen in deze beide zeer immuunactieve darmwand compartimenten. Alle analyses zijn gemakkelijk overdraagbaar aan een andere onderzoeksmodellen, die de maag-functie.

Protocol

1. Dieren

Mannelijke C57Bl6 / J muizen met een gemiddeld gewicht van 25 g werden verkregen van Harlan Winkelmann (Borchen, Duitsland). Alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de federale wetgeving betreffende de bescherming van dieren. De principes van proefdier zorg werden gevolgd. Dieren werden op een 12-uur licht / donker-cyclus en voorzien van in de handel verkrijgbare knaagdiervoer en kraanwater ad libitum. De dieren moeten worden gehuisvest ten minste 7 dagen na aankomst in uw dier faciliteit voor experimenten. Merk op dat alle experimenten kunnen gemakkelijk worden aangepast aan ratten en andere soorten en met kleine wijzigingen in grote diermodellen.

2. Operatieve Procedure

  1. Anesthesie wordt geïnduceerd en gehandhaafd met isofluraan (Abbott, Wiesbaden, Duitsland) in zuurstof. Na het begin van de anesthesie plaats dieren in rugligging en fix extremiteiten met plakband (Leukosilk, Beiersdorf, Hamburg, Duitsland). Na scheren en chirurgische desinfectie van de buikwand een mediane laparotomie wordt uitgevoerd op een lengte van 2 cm. Voer de buikholte via een incisie langs de linea alba. Plaats twee steriele retractors te houden van de buik open. Voorzichtig eventerate de dunne darm naar links en plaats het op een natte katoenen gaas.
  2. Evacueer de gehele dunne darm luminale inhoud met twee vochtige en steriele katoen applicators (verminkten, Neunkirchen, Duitsland) door tegelijkertijd het rollen van de applicator van de pylorus naar de blindedarm. LET OP: Voorkom bloedingen van de dunne darm wand of letsels van de darm schepen. Plaats de darm terug in de peritoneale holte zonder draaien ischemie of mechanische verstopping voorkomen en de abdominale incisie met een tweelagige continue 5/0 polyamide niet-resorbeerbare hechtingen (Ethicon, Norderstedt, Duitsland) sluiten.

3. Postoperatieve zorg

  1. Na de ingreep plaatst het dier onder een warmtelamp, observing tot hij hersteld van anesthesie. Plaats de muis in zijn kooi en laat de toegang tot water en voedsel. Als gevolg van de eigenschap van opioïden om de peristaltiek van invloed zijn, voeren we perioperatieve analgesie met NSAID's (bijvoorbeeld metamizol) in het drinkwater.

4. Functionele studies 24 uur na IM

  1. Gastro-intestinale Transit (GIT)
    1. Licht verdoven muizen met isofluraan in zuurstof 22,5 uur na IM. Voorzichtig hyperextend het hoofd van de muis en trek de tong met een stompe pincet. Vul een 1 ml spuit met ten minste 100 ul fluoresceïne gelabelde dextran (FITC-dextran, 70.000 MW, Sigma Aldrich, Taufkirchen, Duitsland), te verbinden met een arteriële catheter (Vygon, Ecouen, Frankrijk) zorgvuldig de katheter als maagsonde in de maag.
    2. Kort Injecteer 100 ul FITC-dextran en trek de katheter. Wakker laat het dier en wacht gedurende 90 minuten. Gedurende deze tijd muizen hebben toegang tot voedsel of water. </ Li>
    3. Bereid vijftien 2 ml spinnen buizen en achtereenvolgens benoem ze.
    4. Euthanaseren muizen 90 minuten na maagsonde en verwijder de gehele maag-darmkanaal van de maag tot rectum. Plaats de darm op een polystyreen kussen en vermijd stretching. CAVE: Het is cruciaal om de darm voorzichtig te verwijderen om te voorkomen dat het verschuiven van vloeibare FITC-dextran in de nabijgelegen segment. Voor het begin kan het nuttig clips gebruikt aan het begin en aan het einde van elk segment.
    5. Meet volledige lengte van de dunne darm en colon volle lengte. Verdeel de dunne darm in 10 gelijke grootte segmenten door pinning het naar beneden om het polystyreen pad met canules. Verdeel de colon in 3 segmenten. U bereid 15 segmenten (maag # 1), tien gelijke grootte dunne darm segmenten (# 2-11), caecum (# 12) en drie 3 even grote dikke segmenten (# 13-15).
    6. Transect de darm op de gemarkeerde plaatsen, pak deze met een pincet en een keer uitspoelen met 1,0 ml KHB in de eerder bereide KHB containing 2,0 ml buisjes en vortex krachtig gedurende 20 sec. De maag en blindedarm direct geplaatst en gesneden in de bereide buizen. Vul deze buizen met 1,0 ml KHB, waardoor spoelen sporen van luminale inhoud van de schaar in de buizen.
    7. Centrifugeer de probes bij 12.000 RCF gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur in een tafelcentrifuge. Tijdens het centrifugeren te bereiden nog eens 15 doorlopend genummerd 1,5 ml buizen.
    8. Breng de heldere bovenstaande vloeistoffen in de nieuwe 1,5 ml buis en op te slaan in het donker bij 4 ° C tot analyse (volgende stap). De probes kunnen worden opgeslagen voor meerdere dagen bij 4 ° C zonder significant verlies van FITC signaal. Voor langere opslag toe te voegen 0,09% Natrium-azide of op te slaan bij <-18 ° C.
    9. Pipetteer 100 ul duplets van de supernatanten op een zwarte 96-putjesplaat (Greiner Bio One, Frickenhausen, Duitsland). Pipetteer twee 100 ul monsters van KHB als blanco.
    10. Lees de plaat in een fluorescentie-lezer (Safire, Tecan, Crailsheim, Duitsland) en kwantificeren van de fluorescence bij 494 nm (absorptie) / 521 nm (emissie) golflengte. Trek lege waarden van monsters.
    11. Bereken het geometrische centrum (GC) van FITC-dextran verdeling, die eigenlijk het zwaartepunt voor de distributie van marker, door de volgende formule: GC = Σ (% van het totaal fluorescentiesignaal per segment * segmentnummer) / 100

    Opmerking: Door vermenigvuldiging percentage van de fluorescentie van elk segment met segmentnummer een gewogen gemiddelde van de verdeling van marker in de darm wordt beoordeeld. Dit punt wordt beïnvloed door zowel de verdeling en afstand die marker, maar is niet specifiek onderliggende distributie. 7 De berekende waarde wordt GC vaak in combinatie met een grafiek tonen de verdeling van FITC dextran via het maagdarmkanaal (Figuur 1A).

  2. Colonic Transit
    1. Muizen moeten zwak verdoofd met isoflurane 2% in zuurstof. LET OP: Zorg ervoor dat de dieren zullen ontwaken binnen 40 sec.
    2. Zorgvuldig onderzoeken colon patency door toevoeging van een fistel probe (staafje 2 mm diameter) via de anus in de dikke darm.
    3. Met behulp van de fistel sonde naar voren te duwen een 2 mm glazen bol 3 cm in de dikke darm en trek de sonde onmiddellijk. Plaats de muis op transparante kooi en meting van de tijd na de fistel probe werd getrokken uit de colon. Houd een oogje op de muis en stoppen direct de tijd na de glazen bol werd uitgescheiden.

5. Histochemische analyse van geïsoleerde ME Specimens

  1. Midjejunal segmenten worden gesneden uit de darm en ondergedompeld in koud KHB in een Sylgard gevulde schotel.
  2. Mesenterium is vastgemaakt aan de schotel met 0,2 mm insect naalden (Fine Science Tools, Heidelberg, Duitsland).
  3. Snij het segment langs de mesenteriale grens en rekken tot ~ 120% van zijn lengte en breedte. Rond de fixatie met insectpinnen op andere zijde van het mesenterium. Zorgvuldig Spoel de Sylgard schotel met verse ijskoude KHB, waardoor het spoelen alle luminale inhoud.
    ME kan nu mechanisch gescheiden van de tunica mucosa vanaf het mesenterium. Tijdens de bereiding vervangen vers, gekoeld KHB meerdere malen.
  4. Gescheiden tunica mucosa worden ingevroren in vloeibare stikstof shock voor verdere analyse of weggegooid.
  5. Bevestig de geïsoleerde ME whole mount met 100% ethanol gedurende 10 min bij kamertemperatuur.
    Was de hele berg drie keer met behulp van gekoeld KHB. Opmerking: andere fixeermiddelen (4% formaldehyde, azijnzuur, aceton) kunnen ook gebruikt worden na het testen van de verenigbaarheid met de latere analyse.
  6. De ME hele mounts zijn klaar voor verdere histochemische of immunhistochemical vlekken:
  1. Histochemie: myeloperoxidase (MPO) kleuring
    Geïnfiltreerde PMN's kunnen worden onderzocht door de volgende MPO kleuringsprotocol.
    1. Los 10 mg HYates anker reagens (Polyscience Europe, Eppelheim, Duitsland) in 10 ml KHB en voeg 100 ul van 3% H 2 O 2. Bereid de oplossing vers onmiddellijk voor gebruik en niet hergebruiken.
    2. Whole mounts Incubeer gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur.
    3. Uitvoerig spoelen met koud specimens KHB en incubeer gedurende 10 minuten.
    4. Monteren specimens in waterig fixeermiddel (Aquatek, Merck, Darmstadt, Germany) Na drogen gedurende 2 uur analyseren dia's onder een lichtmicroscoop.
    5. Tel het aantal cellen in 5 willekeurig gekozen velden en berekenen als MPO positieve cellen / mm 2.
  2. Immunohistochemische Beitsen:
    Dienovereenkomstig de histochemische kleuring MPO kan immunohistochemische kleuringen van de whole mounts worden uitgevoerd. In principe kan een gevestigde protocols immunohistochemische kleuring van celkweek of weefselcoupes eenvoudig worden aangepast aan een whole mount kleuring. Echter, het optimaliseren van de procedure voor specifieke antilichamen is sterk aan te bevelen.
    1. Snijd specimens in 5 x 5 mm gesneden en uitvoeren kleuring in 2,0 ml met ronde bodem centrifugebuizen in ~ 150 ul - 200 ul antilichaam oplossing.
    2. Bevestiging en blokkeringsprocedure (3% BSA in PBS gedurende 1 uur bij kamertemperatuur) worden uitgevoerd in de "Sylgard schaal".
    3. Wasstappen in PBS of andere buffers kunnen worden uitgevoerd in 12-well platen.
    4. Zorgvuldig Breng de. Exemplaren met een scherp pincet tussen vlekken buizen en wassen platen.
    5. Na de laatste wasprocedure mount exemplaren in anti-fading montage medium met dekglaasjes en analyseren met een fluorescentiemicroscoop.

6. Orgel Cultuur van ME

  1. Het gehele dunne darm gereseceerd 24 uur na IM en in koude KHB met 200 U / ml penicilline G en 100 ug / ml streptomycine (KHB + P / S).
  2. Snijd de darm in 3 cm lengte en speld elk segment tot een Sylgard met glass schotel.
  3. Verwijder het mesenterium met fijne schaar en zet de darm van een breinaald.
  4. Voorzichtig insnijden de ME met een scherpe tang en strip het af van de submucosa met een vochtige katoenen applicator. De tunica mucosa blijft de breinaald en kan snel bevroren voor verder onderzoek. De ME wordt verzameld in een koude KHB + P / S.
  5. Snij de geïsoleerde ME strips in kleine stukjes van 2 - 4 mm lengte en incubeer in ijskoude KHB + P / S een half uur en spoel het monster meerdere malen.
  6. Breng ongeveer 50-60 mg ME (ten minste half ME van een dunne darm) in een steriele 24 wells plaat met 500 pl Dulbecco's gemodificeerd Eagle medium (DMEM).
  7. Incubeer bij 37 ° C en 5% CO2 gedurende 24 uur extra.
  8. Controleer de celculturen voor bacteriële of schimmelbesmetting onder een microscoop.
  9. Verzamel supernatant, verminderde snelheid gedurende 5 minuten bij 1000 RCF en snap bevriezen in vloeibare stikstof. Ondertussen vlek droog de muscle weefsel op een schoon weefsel voor 30 sec en gewicht.
  10. Supernatanten kunnen worden gebruikt voor daaropvolgende analyse van model cytokines (IL-6) door ELISA of andere metabolieten (di nitriet) in het supernatant door de volgende instructies van de fabrikant.
  11. Normaliseren gemeten concentraties per gewicht van ME weefsel.

7. Representatieve resultaten

  1. Functionele studies
    De belangrijkste parameter voor de ernst van POI beoordelen is het onderzoek van GIT in vivo. Figuur 1A toont een typische verdeling van FITC dextran langs het maagdarmkanaal in onbehandelde controles en darmen gemanipuleerd muizen 24 uur na de operatie. "Sham bediend" dieren vertoonden een normale GIT met een berekende geometrische center (GC) in de blindedarm terwijl IM tot een aanzienlijke vertraging van GIT in het proximale jejunum (Figuur 1B)
    Motiliteit werd afzonderlijk gericht op door meting van de bal uitscheiding tijd ofa 2 mm glazen bol. Sham bediend muizen tonen een uitscheiding tijd van 48 - 200 sec, terwijl IM leidde tot een verlengde excretie tijd tussen 470 tot 775 sec (Figuur 1C).
  2. Morfologische studies
    Om de ontstekingsreactie te beschrijven uit te breiden binnen de ME verschillende fenotypes van leukocyten kunnen worden geanalyseerd met behulp histochemie of immunohistochemie. In figuur 2A + B een lage aanwezigheid van PMN's in "sham bediend" dieren werd waargenomen (39 ± 7 cellen / mm 2). IM van de dunne darm tot een sterke PMN infiltratie (660 ± 86 cellen / mm 2) vergeleken met placebo geopereerde muizen
  3. ME Orgel Cultuur
    Veel ontstekingsmediatoren bevrijd van cellen zijn moeilijk te detecteren in lysaten weefsel. Orgaankweek waarmee de aanwezigheid van vrijgekomen mediators in de cultuur supernatant. Een representatieve mediator in POI NEE is, luidt als belangrijkste remmende neurotransmitter in het maagdarmkanaal. 5
    NO kon worden gedetecteerd in ME orgaan cultuur supernatanten van niet geopereerde controledieren (5 ± 6 uM / 24 uur / mg weefsel). In sham geopereerde (laparotomie) muizen basale NO niveaus van 53 ± 36 uM / 24 uur / mg weefsel waargenomen. ME culturen van intestinaal gemanipuleerd (geoogst 24 uur na de operatie) muizen produceren significant NO (2254 ± 853 uM / 24 uur / mg weefsel) gedurende 24 uur ME orgelcultuur (figuur 3).

Figuur 1
Figuur 1. Effect van IM op GIT (A + B) en colon transit (C) GIT werd gemeten als het percentage van niet resorbeerbare fluoresceïne gelabelde dextran in 15 gastro-segmenten maag (Sto), dunne darm (SI 1-9 ), caecum (CEC), en dikke darm (Co) -90 min na orale inname. Colonic transit werd gemeten als de tijd vanaf het uittrekken van de fistel probe tot uitscheiding van een 2 mm glasparel. (A) Maag verdeling van fluoresceïne-isothiocyanaat-dextran na schijnoperatie of IM. In sham geopereerde dieren de meeste van de marker zich in de blindedarm of de proximale colon vergeleken met proximale jejunale locatie in gemanipuleerde dieren. Gestippelde lijnen geven berekend GC. (B) berekening van de GC toonde een langdurige maag-darmtransit verkorten na im. (C) Colonic transittijd vertoonden een significante vertraging in de IM muizen vergeleken met placebo geopereerde dieren. GC voor de 15 dunne darm worden weergegeven als gemiddelde (n = 5). Colonic transittijden werden getoond bedoel met alle individuele waarden (n = 6). *** = P <0,001, Student's t-test.

Figuur 2
Figuur 2. Detectie van MPO positieve cellen in de dunne darm ME. (A) ME hele mounts werden gekleurd met hunkeren Yates reagens voor de detectie van MPO positieve PMN 24 uur na laparotomie (sham) of IM procedure. (B) Kwantificering van MPO positieve cel binnen 5 willekeurig gekozen velden per muis. n = 6 animals per groep. *** = P <0,001, Student's t-test.

Figuur 3
Figuur 3. NO productie in kweeksupernatanten van ME. Muscle specimens van niet geopereerde controles, sham bediend en IM muizen werden 24 uur gekweekt en postoperatief gedurende 24 uur. Onbehandelde muizen een zeer lage basale productie van NO. Na laparotomie geen bevrijding wordt verhoogd zonder het meten significante verschillen tussen de controle groep en sham geopereerde muizen. 24 uur na IM NO productie is sterk toegenomen in vergelijking met onbehandelde of sham-geopereerde muizen. n = 5 dieren per groep. *** = P <0,001, 1 way ANOVA.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Een vergelijkende studie van de verschillende IM (dunne darm eventration gedurende 10 min zachtjes versus controle van de dunne darm met twee katoenen applicators versus IM met evacuatie van de dunne darm inhoud in de blindedarm) werd een correlatie tussen de mate van chirurgische manipulatie en POI. In vergelijking met de andere groepen IM het hoogste bedrag van leukocyten toonde in de ME (PNMs, macrofagen en mestcellen) resulteert in een verlengde en ernstige POI. 8.

Bij het vaststellen van het model van IM, gestandaardiseerde werking en kracht van de darm manipulatie zijn kritische stappen. Het aanraken van het mesenterium tijdens deze procedure moet strikt worden vermeden om bloedingen te voorkomen. Onvoldoende kracht tijdens IM zal leiden tot een gebrek aan dunne darm buik. IM techniek en kracht verschilt tussen de verschillende chirurgen kan resulteren in significante variatie van POI gebeurtenis. Dezelfde exploitant moet manipuleren alle dieren in een experiment.

Het analyseren van GIT en colon doorvoer in vivo is van cruciaal belang en moet zorgvuldig worden uitgevoerd. Elk dier gehuisvest gedurende de procedure in donkere kooien in een stille kamer. De dieren moeten worden gehuisvest ten minste 7 dagen na aankomst in het dier mogelijkheid om direct aanpast aan de omgeving (voedsel, water, kamers, licht-donker cycli, immunologische aandoeningen). Meting van zowel GIT en colon doorvoer kan men ook onderscheid maken tussen darmontsteking en verlamming van behandelde en niet-behandelde gebieden. 9 Een andere geavanceerde methode van in vivo motiliteit opnamen in knaagdieren wakker werd door Konigsrainer et al.. Met 10 rekstrookje transducers geplaatst op de maag, het jejunum en dikke darm. Het grote voordeel van deze methode is dat motiliteitsstoornissen kunnen onafhankelijk en continu gemeten in verschillende delen van het maagdarmkanaal in hetzelfde dier op opeenvolgende dagen. De productie van strain gauge transducers en de noodzakelijke operatie te implanteren uitgebreide zijn vergeleken met de GIT.

In NP, wordt de verspreiding van intestinale verlamming die maag veldeffect. 11A eerder werk van de groep toont door het gebruik van de onderhavige werkwijzen die immunocyten van intestinaal gemanipuleerd dunne darm verspreiden naar de ongemanipuleerde colon 12.

De chirurgische procedure mag niet leiden tot de dood of ernstige complicatie (zoals bloeding of peritonitis). Meting van GIT en PMN infiltreert in ME hele mounts toont aan dat IM is een zeer reproduceerbare en haalbaar model om POI te induceren in knaagdieren.

Fixatie en kleuring myeloperoxidase moet worden uitgevoerd direct na het oogsten van organen. Langere opslag van de monsters in waterige buffer resulteert in elutie van myeloperoxidase uit het weefsel.

Meting van stikstofoxide is een voorbeeld van metor afgifte van orgaankweken: zoals eerder intestinale manipulatie resulteerde in een opregulatie van iNOS in macrofagen van de ME leidt tot een overmatige vrijmaking van NO en intestinale dysmotiliteit 5 Bij meten van de concentratie van NO in de supernatant van gekweekte ME een uitspraak over de. inflammatoire omvang of de effectiviteit van geneesmiddelen mogelijk. Verschillende andere moleculen (IL-6, TNF-alpha, enz.) kunnen gemakkelijk worden onderzocht in de supernatanten van gekweekte weefsel door klassieke ELISA of Luminex multiplex benaderingen zoals Multiplex Immunoassay 13 (Invitrogen, Carlsbad, CA, USA).

Kortom, IM is een betrouwbaar en waardevol model inducerende darmontsteking en de daaropvolgende motiliteitsstoornissen. De eenvoudige mechanische scheiding van ME en tunica mucosa stelt onderzoekers tussen de onderscheiden effect in beide compartimenten darmwand, dat van groot belang is, aangezien de intestinale ME is aangetoond dat een zeer actief weefsel immunologische. In vivo analyse van GIT en colon doorvoer is ontwikkeld als gouden standaard in detectie en kwantificering van intestinale motiliteit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Geen belangenconflicten verklaard.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de Deutsche Forschungsgemeinschaft (KA1270/3-1/2) en BONFOR (O-112.0040).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ethilon 5/0 Ethicon 1666H
Cotton applicators MaiMed 71010
arterial catheter Vygon 115-798
96 well plate (black) Greiner Bio One 655096
glass ball (2 mm diameter) Worf available on request
Insect pins Fine Science Tools 26000-25
Hanker Yates Reagent Polyscience 560694
Aquatek Merck HC109850
DMEM Lonza BE12-604 F
FITC-dextran (MW 70000) Sigma Aldrich 46945-500MG-F

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wehner, S., Behrendt, F. F., Lyutenski, B. N., Lysson, M., Bauer, A. J., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of macrophage function prevents intestinal inflammation and postoperative ileus in rodents. Gut. 56, 176-185 (2007).
  2. Kalff, J. C., Schwarz, N. T., Walgenbach, K. J., Schraut, W. H., Bauer, A. J. Leukocytes of the intestinal muscularis: their phenotype and isolation. J. Leukoc. Biol. 63, 683-691 (1998).
  3. Kehlet, H. Postoperative ileus. Gut. 47, Suppl 4. iv85-iv86 (2000).
  4. Wehner, S., Schwarz, N. T., Hundsdoerfer, R., Hierholzer, C., Tweardy, D. J., Billiar, T. R., Bauer, A. J., Kalff, J. C. Induction of IL-6 within the rodent intestinal muscularis after intestinal surgical stress. Surgery. 137, 436-446 (2005).
  5. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Billiar, T. R., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Role of inducible nitric oxide synthase in postoperative intestinal smooth muscle dysfunction in rodents. Gastroenterology. 118, 316-327 (2000).
  6. Iyer, S., Saunders, W. B., Stemkowski, S. Economic burden of postoperative ileus associated with colectomy in the United States. J. Manag. Care Pharm. 15, 485-494 (2009).
  7. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. J. Pharmacol. Methods. 6, 211-217 (1981).
  8. Kalff, J. C., Schraut, W. H., Simmons, R. L., Bauer, A. J. Surgical manipulation of the gut elicits an intestinal muscularis inflammatory response resulting in postsurgical ileus. Ann. Surg. 228, 652-663 (1998).
  9. Wehner, S., Straesser, S., Vilz, T. O., Pantelis, D., Sielecki, T., de lC, V., Hirner, A., Kalff, J. C. Inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase pathway as prophylaxis of postoperative ileus in mice. Gastroenterology. 136, 619-629 (2009).
  10. Konigsrainer, I., Turck, M. H., Eisner, F., Meile, T., Hoffmann, J., Kuper, M., Zieker, D., Glatzle, J. The Gut is not only the Target but a Source of Inflammatory Mediators Inhibiting Gastrointestinal Motility During Sepsis. Cell Physiol. Biochem. 28, 753-760 (2011).
  11. Schwarz, N. T., Kalff, J. C., Turler, A., Speidel, N., Grandis, J. R., Billiar, T. R., Bauer, A. J. Selective jejunal manipulation causes postoperative pan-enteric inflammation and dysmotility. Gastroenterology. 26, 159-169 (2004).
  12. Engel, D. R., Koscielny, A., Wehner, S., Maurer, J., Schiwon, M., Franken, L., Schumak, B., Limmer, A., Sparwasser, T., Hirner, A. T helper type 1 memory cells disseminate postoperative ileus over the entire intestinal tract. Nat. Med. (2010).
  13. Stoffels, B., Schmidt, J., Nakao, A., Nazir, A., Chanthaphavong, R. S., Bauer, A. J. Role of interleukin 10 in murine postoperative ileus. Gut. 58, 648-660 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics