Name: Laser-Schädigung der Zebrafisch Embryonale Skeletal Muscle (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 13 s
Description: Lernen Sie eine Methode zur präzisen Laserverletzung embryonaler Skelettmuskulatur in Zebrafisch-Embryonen. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung von Muskelregenerationsprozessen und myofibrillären Veränderungen in vivo.

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Wir danken Bob Nowak (Andor Technology) für technische Hilfe und Beratung. SA-S. wird durch ein Heisenberg-Stipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützt. Diese Arbeit wurde von der DFG Gewährung SE2016/7-1 unterstützt.

Ein. Kennzeichnung Einzelzellen Injizieren Eins-Zellen-Embryos mit einem Plasmid oder einem GFP GFP-Fusionsprotein unter der Kontrolle eines β-Actin-Promotor. Während der Entwicklung wird GFP dann in einem Mosaik Weise exprimiert. Hier haben wir das transgene Konstrukt Tg [β-Aktin: α-actinin-GFP], welche Orte die α-Actinin-GFP-Fusionsprotein unter der Kontrolle des β-Aktin-Promotors. 2. Embryo Embedding <ol class="lalpha"><li> Sammle Zebrafischembryonen und pflegen unter normalen Bedingungen bis 28 hpf (Staging nach 12). </li><li> Dechorionate Embryonen unter dem Stereomikroskop mit einer Pinzette (Dumont # 5). </li><li> Bereiten Sie einen Objektträger mit einer Vaseline Ring. </li><li> Eine 1% mit niedrigem Schmelzpunkt Agarose / 10% Tricain Lösung mit E3-Medium: 100 mg Sieden Agarose in 10 ml E3-Lösung, um eine flüssige und homogene Agarose Lösung zu erhalten; Aliquot und lagernunbenutzten Agarose-Lösung bei -20 ° C für die weitere Verwendung. Für den sofortigen Einsatz, lassen Sie die gekochte Lösung abkühlen und halten bei max. 39 ° C. Hinzufügen Tricain Stammlösung, um eine Endkonzentration von 10% Tricain erhalten. Beide Tricain und Agarose sind notwendig, um embryonale Bewegungen zu verhindern. </li><li> Einbetten eines einzigen Embryos in 1% niedrig schmelzender Agarose / 10% Tricain / E3 Medium innerhalb der Vaseline Ring, mit der Embryo über natürlich auf der Seite; vorsichtig mit einem Deckglas abdecken, nur um den Embryo in Position zu halten und um eine konvexe vermeiden Oberfläche, die das Licht brechen würde. Idealerweise sollte der embryonalen Muskelgewebe, die gezielt werden berühren das Deckglas. </li></ol> 3. Embryo Laser-Verwundung <ol class="lalpha"><li> Bereiten Sie die Mikrospitze Laser und Mikroskop: <ol class="lroman"><li> Bitte beachten Sie die Mikrospitze Laser Handbuch für detaillierte Anleitungen zum Einrichten und Verwenden der Laser in Verbindung mit dem Mikroskop. </li><li> Wählen Sie den richtigenFarbstoff zur Erzeugung einer Wellenlänge 435 nm Laserstrahl. </li><li> Passen Sie die Laserleistung durch die Dämpfung Schieberegler. Die Laserleistung sollte stark genug sein, um eine Glasoberfläche mit einem einzigen Impuls (zB Fokus auf dem Deckglas Ihrer Probe, dies zu testen) brechen. Dies ist die Laserleistung für Ablation Zelle erforderlich. </li></ol></li><li> Konzentrieren Sie sich auf die Region oder Zelle von Interesse über das Absehen in das Okular des Mikroskops eingebaut. Verwenden Sie ein 20x-Objektiv (40x wird genauer Schäden ermöglichen, aber oft der Arbeitsabstand ist nicht ausreichend für dieses Objektiv). </li></ol> Anmerkung 1: Der Laser wird nicht nur schädigen Zellen innerhalb der Fokusebene, aber auch Zellen, oberhalb und unterhalb, die innerhalb des Laserstrahls sind. Stellen Sie sicher vor dem Experiment, dass der Laser optimal aufgebaut und angepasst für eine maximale Fokus innerhalb der z-Achse. Am besten ist es, um die Tiefe des Lasers Schädigung vor der Durchführung des Experiments, um zu wissen, zu bestimmen, welche Zelles genau verletzt werden. <ol class="lalpha" start="3"><li> Richten Sie das Licht für die Visualisierung des Experiments benötigt: Hellfeld für den normalen Gebrauch oder Fluoreszenz, wenn Targeting einen fluoreszenzmarkierten Zelle. </li><li> Senden eines Impulses von Laserlicht an die Zielregion oder mehrere Impulse, abhängig von dem gewünschten Grad der Verletzung. </li></ol> 4. Analyse der Verwundung und Recovery <ol class="lalpha"><li> Falls gewünscht, kann das Verfahren der Laser-Schädigung lebenden (zB unter Verwendung des Stroms Akquisition Option des Metamorph Software). 6 aufgezeichnet werden </li><li> Unmittelbar nach der Verletzung sollte der Embryo vorsichtig aus dem Agarose entfernt werden mit einer Pinzette und zurück in Ei Wasser für Erholung gelegt. </li></ol> Anmerkung 2: Muskulös Aktivität (Schwimmen und Zuckungen) ist besonders wichtig für Skelettmuskel Erholung. Da der Embryo kann nicht wegen Tricain Exposition und der steifen Agarose Einbettung zu bewegen, ist es nicht EMPFEHLUnded die Embryonen zwischen Objektträger und Deckglas zu lange zu halten. <ol class="lalpha" start="3"><li> Nach der Bergung kann der Embryo fixiert und analysiert werden, wie gewünscht durch Licht-, Fluoreszenz-oder konfokalen Mikroskopie, wie angegeben. </li></ol>

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<li>Steffen, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+runzel+muscular+dystrophy+is+linked+to+the+titin+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The zebrafish runzel muscular dystrophy is linked to the titin gene.</a> Dev. Biol. 309, 180-192 (2007).</li>
<li>Bassett, D., Currie, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+zebrafish+model+of+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Pharmacol.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Identification of a zebrafish model of muscular dystrophy.</a> Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 31, 537-540 (2004).</li>
<li>Kawahara, G., Serafini, P. R., Myers, J. A., Alexander, M. S., Kunkel, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+zebrafish+dysferlin+by+morpholino+knockdown%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Characterization of zebrafish dysferlin by morpholino knockdown.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 413, 358-363 (2011).</li>
<li>Behra, M., Etard, C., Cousin, X., Strähle, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+zebrafish+mutants+to+identify+secondary+target+effects+of+acetylcholine+esterase+inhibitors%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol.+Sci%22%5BJournal%5D)">The use of zebrafish mutants to identify secondary target effects of acetylcholine esterase inhibitors.</a> Toxicol. Sci. 77, 325-333 (2004).</li>
<li>Otten, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xirp+proteins+mark+injured+skeletal+muscle+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Xirp proteins mark injured skeletal muscle in zebrafish.</a> PLoS One. 7, e31041(2012).</li>
<li>Roostalu, U., Strähle, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+molecular+interactions+at+damaged+sarcolemma%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of molecular interactions at damaged sarcolemma.</a> Dev. Cell. 22, 515-529 (2012).</li>
<li>Stickney, H. L., Barresi, M. J., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somite+development+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Somite development in zebrafish.</a> Dev. Dyn. 219, 287-303 (2000).</li>
<li>Stellabotte, F., Dobbs-McAuliffe, B., Fernandez, D. A., Feng, X., Devoto, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+somite+cell+rearrangements+lead+to+distinct+waves+of+myotome+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dynamic somite cell rearrangements lead to distinct waves of myotome growth.</a> Development. 134, 1253-1257 (2007).</li>
<li>Choi, W. Y., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Top.+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cardiac regeneration.</a> Curr. Top. Dev. Biol. 100, 319-344 (2012).</li>
<li>Stewart, S., Stankunas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limited+dedifferentiation+provides+replacement+tissue+during+zebrafish+fin+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Limited dedifferentiation provides replacement tissue during zebrafish fin regeneration.</a> Dev. Biol. 365, 339-349 (2012).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. , 203-253 (1995).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Laser-vermittelte Verletzung ist eine leistungsfähige Methode zur zuzufügen Wunden einer gewünschten Größe durch Abtragen Zellen, um die Regeneration unter kontrollierten Bedingungen in der Zebrafisch-Embryos zu studieren. Bemerkenswert ist, können die Zellen genau ausgerichtet werden (Abbildung 2) und beide die Verletzung Bereich sowie Zeitpunkt gesteuert werden kann. Anschließend werden die verletzte Stelle und Regeneration Prozesse einfach überwacht, aufgezeichnet (Abbildung 3) und a...

<table border="1"><tbody><tr><td> Heizblock </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Paar Nr. 5 Zangen </td><td> Dumont </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Glasobjektträger </td><td> Menzel </td><td></td><td> 76 x 26 mm </td></tr><tr><td> Deckgläser </td><td> Roth </td><td></td><td> 50 x 24 mm # 1 </td></tr><tr><td> Vaselin </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Stereomikroskop </td><td> Leica </td><td></td><td> MZFLIII </td></tr><tr><td> Micropoint Laser </td><td> Andor Technology </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Fluoreszenzmikroskop </td><td> Zeiss </td><td></td><td> Axioplan II </td></tr><tr><td> Metamorph-Software </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagenzien <ul><li> Niedrigschmelzende Agarose (# 50081,Lonza) </li><li> Tricaine Stammlösung: 400 mg Tricaine (# A-5040, Sigma-Aldrich) / 100 ml dH 2 O, pH 9,0 </li><li> E3 Medium (5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl 2, 0,33 mM MgSO 4) </li></ul></td></tr></tbody></table>

laser-schädigung der zebrafisch embryonale skeletal muscle

Laser-inflicted Injury of Zebrafish Embryonic Skeletal Muscle

Verschiedenen experimentellen Ansätze wurden in Maus verwendet worden, um Muskelverletzung mit dem Ziel, Muskelregeneration studieren, einschließlich myotoxin Injektionen (Bupivacain, Cardiotoxin oder notexin), Muskel Transplantationen (Denervierung-devascularization induzierte Regeneration), intensive Bewegung zu induzieren, sondern auch murine Modelle Muskeldystrophie wie der mdx-Maus (für eine Überprüfung dieser Ansätze siehe 1). Im Zebrafisch beinhalten genetische Ansätze Mutanten, die Phänotypen Muskeldystrophie (wie Runzel 2 oder sapje 3) aufweisen und Antisense-Oligonukleotid, das die Expression Morpholinos der Dystrophie-assoziierten Genen 4 blockieren. Außerdem sind chemische Ansätze auch möglich, z. B. mit Galanthamin, eine chemische Verbindung Hemmen Acetylcholinesterase, wodurch hypercontraction, die schließlich führt zu Muskeldystrophie 5. Allerdings, genetische und pharmakologische Ansätze generally betreffen alle Muskeln innerhalb eines einzelnen, während das Ausmaß der körperlich zugefügten Verletzungen leichter kontrolliert werden räumlich und zeitlich ein. Lokalisierte Körperverletzung erlaubt die Beurteilung der kontralateralen Muskel als interne Kontrolle. Tatsächlich haben wir kürzlich Laser-vermittelte Zell-Ablation zur Skelettmuskel Regeneration im Zebrafischembryo 6 studieren, während eine andere Gruppe kürzlich berichteten über die Verwendung eines Zwei-Photonen-Laser (822 nm) bis sehr lokal beschädigt Plasmamembran der einzelnen embryonalen Zebrafisch Muskel Zellen 7. Hier berichten wir über eine Methode für die Verwendung der Mikrospitze Laser (Andor Technology) für Skelettmuskel Zellschädigung im Zebrafisch. Die Mikrospitze Laser ein Hochenergielaser die geeignet Zielzelle Ablation bei einer Wellenlänge von 435 nm ist. Der Laser ist mit einem Mikroskop verbunden (in unserem Setup, einem optischen Mikroskop von Zeiss) auf solche Weise, dass das Mikroskop gleichzeitig f genutzt werden kannoder Fokussierung des Laserlichts auf der Probe und zur Visualisierung der Auswirkungen der Verwundung (Hellfeld oder Fluoreszenz). Die Parameter zur Steuerung Laserpulse umfassen Wellenlänge, Intensität und Anzahl der Impulse. Aufgrund seiner Transparenz und externe Embryonalentwicklung, ist die Zebrafisch-Embryos sehr zugänglich sowohl für Laser-induzierten Verletzungen und zur Untersuchung der anschließenden Erholung. Zwischen 1 und 2 Tagen nach der Befruchtung, somitic Skelettmuskelzellen fortschreitend unterziehen Reifung von anterior nach posterior durch die Progression der Somitogenese aus dem Kofferraum zum Heck 8, 9. Bei diesen Stufen, Embryonen spontan zucken und zu initiieren Schwimmen. Der Zebrafisch vor kurzem als ein wichtiges Wirbeltier Modellorganismus zur Untersuchung der Geweberegeneration erkannt worden, da viele Arten von Geweben (Herz, neuronale, vaskulären etc.) kann nach einer Verletzung im erwachsenen Zebrafisch 10, 11 regeneriert werden.

Laser-vermittelte Verletzung wurde an immobilisiertem 1 Tag alten Embryonen durchgeführt. Wie in 1 gezeigt, kann ein paar Laserimpulse erzeugen eine kleine Wunde, leicht erkennbar an der beschädigten, gedreht, Actin-reiche Myofibrillen, die normalerweise zwischen den somite Grenzen gestreckt wird. Eine höhere Anzahl von Laserpulsen wird jedoch in einem massiv geschädigt somite Block, wo die meisten Myofibrillen zerstört führen. Dennoch können wir buchstäblich beobachten, dass &quot;Zeit alle Wunden heil...

Die hier vorgestellte Methode umfasst die genaue Verletzung des Lebens Zebrafischembryonen mit hochenergetischer Laserpulse und der anschließenden Analyse dieser Verletzungen und deren Wiederherstellung mit der Zeit. Wir zeigen auch, wie genetisch markierten einzelne oder Gruppen von Skelettmuskelzellen kann während und nach der Laser-Licht induzierten Schäden verfolgt werden.

Laser-Schädigung der Zebrafisch Embryonale Skeletal Muscle

Verschiedene experimentelle Ansätze wurden bei Mäusen eingesetzt, um Muskelverletzungen mit dem Ziel zu induzieren, die Muskelregeneration zu untersuchen, darunter Injektionen von Myotoxinen ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, gezielt kontrollierte Schäden am embryonalen Skelettmuskel von Zebrafischen zu verursachen, um die Prozesse der Muskelregeneration zu untersuchen. Dies wird erreicht, indem zunächst einzelne Skelettmuskelzellen mosaikartig genetisch markiert werden. Anschließend werden ausgewählte Embryonen in Agros, das mit Trica versetzt ist, auf einem Objektträger eingebettet.Anschließend werden die Embryonen unter das Mikroskop gelegt und gezielt Muskelzellen mit einem Mikropunktlaser verletzt. Schließlich werden die Embryonen aus dem Agar entfernt und für definierte Zeiträume zur Regeneration gebracht. Letztendlich können Ergebnisse erhalten werden, die Veränderungen in der myofibrillären Organisation nach Laserverletzung mittels konfokaler Mikroskopie zeigen.Die Methode, die wir heute vorstellen, ist relevant für das Gebiet der Muskelregeneration, kann aber auch auf andere Regenerationsparadigmen wie die Flossenregeneration und Zebrafische angewendet werden. Um Zellen zu markieren, injizieren Sie Ein-Zell-Stadium-Embryonen mit einem Plasmid, das GFP oder ein beliebiges GFP-Fusionsprotein unter Kontrolle eines ubiquitären oder zelltypspez

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Akute Nierenschädigung (AKI) in den Menschen ist ein bekanntes klinisches Problem durch eine Schädigung der Epithelzellen, die Nieren Nephrone umfassen verursacht und AKI ist mit hohen Sterblichkeitsraten von 50-70% 1 verbunden. Nach epithelialen Zell-Zerstörung, haben Nephronen eine begrenzte Fähigkeit zur Regeneration, obwohl die Mechanismen und Einschränkungen, die dieses Phänomen Führung schlecht bleiben verstanden. In diesem Video-Beitrag beschreiben wir unsere Technik für die gezielte...

Laser Ablation des Zebrafisch Vorniere auf Study Renal Epithelregeneration

Dieses Video beschreibt die Methode zur Verletzung von Axonen in Zebrafischembryonen mit Hilfe der Zwei-Photonen-Laser-Axotomie und der Beobachtung der axonalen Erholung von Verletzungen.

Zwei-Photonen-Laser-Axotomie: Eine Methode zur Verletzung von Axonen in Zebrafischembryonen und zur Beobachtung der axonalen Erholung

Dieses Video zeigt ein Verfahren zur Induktion von Netzhautdegeneration bei erwachsenen Zebrafischen mittels Laserverletzung. Der Laser zielt auf Photorezeptorzellen in der Netzhaut ab und löst den Zelltod und einen degenerativen Prozess aus. Diese Schädigung aktiviert Müller-Gliazellen (MG), was zu ihrer Dedifferenzierung in Stammzellvorläuferzellen führt, die die Regeneration der Netzhaut unterstützen.

Modellierung der Netzhautdegeneration und -regeneration im Zebrafisch mit Hilfe einer fokalen Laserverletzung

Quelle: Morsch, M.,  et. al., Auslösen von Zellstress und Zelltod mit konventioneller konfokaler UV-Lasermikroskopie. J. Vis. (2017) In diesem Video untersuchen wir die Technik der hochintensiven UV-Laserablation zur präzisen Ausrichtung und Untersuchung einzelner Neuronen in transgenen Zebrafischen. Wir zeigen, wie man neuronale Reaktionen vorbereitet, immobilisiert und visualisiert, und heben die zelluläre Dynamik von Verletzung und Genesung hervor.

Selektive Einzelneuronen-Laserablation an einer Zebrafischlarve mit einem konfokalen Mikroskop

Obwohl die peripheren Nervensystem (PNS) in der Lage ist signifikant Reparatur nach Verletzung, ist wenig über die zellulären und molekularen Mechanismen, die dieses Phänomen regeln bekannt. Mit Live-transgene Zebrafisch und einer reproduzierbaren Nervendurchtrennung Assay können wir dynamische Gliazellen Verhalten während Nerv Degeneration und Regeneration zu studieren.

Motor Nervendurchtrennung und Zeitraffer-Imaging von Gliazellen Verhalten im Live Zebrafisch

Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Erzeugung einer mechanischen Gefäßverletzung in Zebrafischembryonen. Dieses Verletzungsmodell bietet eine Plattform für die Untersuchung von Blutstillung, verletzungsbedingten Entzündungen und Wundheilung in einem Organismus, der sich ideal für die Echtzeitmikroskopie eignet.

Mechanische Gefäßverletzung in Zebrafischembryonen

Der Zebrabärbling ist eine beliebte Tiermodell, Mechanismen der retinalen Degeneration/Regeneration bei Wirbeltieren zu studieren. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode, um lokalisierte Verletzung die äußeren Netzhaut mit minimaler Beschädigung der inneren Retina stören zu induzieren. Anschließend überwachen wir in Vivo die Netzhaut Morphologie und der Müller Gliazellen Antwort in der gesamten Netzhaut Regeneration.

Müller Glia-Zell-Aktivierung in einer laserinduzierten Netzhautdegeneration und Regeneration Modell im Zebrafisch

Laserablation ist eine weit verbreitete Technologie zur Untersuchung der Regeneration in biologischen Systemen. Das vorgestellte Protokoll beschreibt den Einsatz eines Standard-Laserscanning-Konfokalmikroskops zur Laserablation und anschließender Zeitraffer-Bildgebung regenerierender Interneuromastzellen in der Zebrafisch-Seitenlinie.

Konfokale Mikroskop-basierte Laserablation und Regenerationstest in Zebrafisch Interneuromastzellen

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Induktion gewebespezifischer und hochreproduzierbarer Verletzungen in Zebrafischlarven unter Verwendung eines Laserläsionssystems in Kombination mit einer automatisierten mikrofluidischen Plattform für die Larvenhandhabung.

Kontrollierte halbautomatische laserinduzierte Verletzungen zur Untersuchung der Rückenmarksregeneration bei Zebrafischlarven

Dieses Protokoll beschreibt ein Kryoverletzungsmodell, um eine tiefgreifende Schädigung mehrerer kaudaler Myomere in erwachsenen Zebrafischen zu induzieren. Diese Methode bietet einen neuen Ansatz zur Untersuchung der Skelettmuskelregeneration nach starkem Gewebeverlust bei Nicht-Säugetier-Wirbeltieren.

Ein Kryoverletzungsmodell zur Untersuchung der Skelettmuskelregeneration des Schwanzstiels bei erwachsenen Zebrafischen

Dieses Protokoll beschreibt einen Zwei-Photonen-Laserablationsansatz, der an Zebrafischlarven durchgeführt wurde und als Modell dient, um die Knochenregeneration und die Auswirkungen der Immunantwort auf die Ablation zu untersuchen.

Zwei-Photonen-Laser-vermittelte Ablation von Osteoblasten in sich entwickelnden Zebrafischlarven

Lernen Sie eine Methode zur präzisen Laserverletzung embryonaler Skelettmuskulatur in Zebrafisch-Embryonen. Diese Technik ermöglicht die Untersuchung von Muskelregenerationsprozessen und myofibrillären Veränderungen in vivo.

Laser-Schädigung der Zebrafisch Embryonale Skeletal Muscle

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