Summary
Nous décrivons ici un nouveau test pour la surveillance et le trafic de l'absorption du prion par les cellules immunitaires, immédiatement après l'inoculation intrapéritonéale en purifiant et en fluorescence étiquetage tiges prion agrégés à partir de tissu cérébral infecté, puis le suivi de leur absorption et le mouvement à partir du site d'injection et la caractérisation des cellules médiation de ces événements.
Abstract
Présence d'une forme anormale d'une protéine prion codée par l'hôte (PrPc) qui est résistant à la protéase, pathologiques et infectieux caractérise les maladies à prions comme la maladie débilitante chronique (MDC) des cervidés et la tremblante du mouton. L'hypothèse du prion, affirme que ce conformère anormal constitue plupart ou la totalité du prion infectieux. Le rôle du système immunitaire dans les événements précoces dans la pathogenèse du prion périphérique a été démontré de façon convaincante pour le MDC et la tremblante 1-3. Des études pharmacologiques transgéniques et des souris ont révélé un rôle important du système du complément à conserver et reproduire les prions tôt après l'infection 4-6. In vitro et in vivo ont également observé la rétention des prions par les cellules dendritiques 7-10, bien que leur rôle dans le trafic reste clair 11-16. Les macrophages ont eux aussi été impliqués dans la pathogenèse du prion début, mais ces études ont porté sur les événements survenus semaines après l'infection 3,11,17. Ces études antérieures souffrent également du problème de la différenciation entre endogènes PrP C et les prions infectieux. Nous décrivons ici un semi-quantitative, approche impartiale pour évaluer l'absorption du prion et le trafic du site d'inoculation par les cellules immunitaires recrutées là. Tringles à prions ont été agrégées purifiée à partir de l'homogénat de cerveau infecté par solubilisation d'un détergent non agrégées de protéines et d'ultracentrifugation sur un coussin de saccharose. Électrophorèse sur gel polyacrylamide, le bleu de Coomassie coloration et l'ouest de la récupération buvard confirmés de tiges prion hautement enrichi dans la fraction culot. Tringles à prions ont été marqués par voie intrapéritonéale fluorochrome, puis injectées dans des souris. Deux heures plus tard les cellules immunitaires du liquide de lavage péritonéal, la rate et les ganglions lymphatiques médiastinaux et mésentériques ont été analysés pour la rétention des prions tige et sous-ensembles de cellules identifiées par cytométrie en flux utilisant des marqueurs multicolores pour les monocytes, les neutrophiles, les cellules dendritiques, les macrophages et les cellules B et T. Ce test permet la surveillance directe de la première fois des cellules immunitaires acquisition et prions le trafic in vivo dans les heures suivant l'infection. Ce test a également différencie clairement infectieuses, les prions agrégés à partir de la PrPC normalement exprimé sur les cellules hôtes, ce qui peut être difficile et conduire à des problèmes d'interprétation des données dans les systèmes de dosage d'autres. Ce protocole peut être adapté à d'autres voies d'inoculation (voie orale, intraveineuse, intranervous et sous-cutanée, par exemple) et les antigènes (perles conjugués, les agents pathogènes bactériens, viraux et parasitaires et les protéines, les œufs) ainsi.
Protocol
1. Purifiant et l'étiquetage des tiges à prions
Ce protocole est adapté d'un 18 précédemment publiés
- Homogénéiser 100 grammes de prion infectées par le tissu cérébral dans 900 ml de glace de tampon d'homogénéisation froid (HB, 1X PBS contenant 320 mM de saccharose, NaCl 150 mM EDTA et 4mm) 1 min à vitesse maximale dans une publicité mixeur, puis 2 min sur la glace. Répétez trois fois.
- Centrifuger l'homogénat pendant 10 min à 3000 xg et 4 ° C. Retirer et conserver le surnageant sur la glace. Re-suspendre le culot dans 1L HB et répétez les étapes 1.1 et 1.2.
- Surnageants Piscine et centrifuger pendant 60 min à 100 000 xg, à 0 ° C. Rejeter le surnageant.
- Re-suspendre le culot dans 100 ml d'une solution saline tamponnée Tris 1X (10 mM Tris-HCl, 0,1 mM de NaCl et 1 mM EDTA) contenant 2% de Triton X-100 (TBST). Estimer la concentration de protéines par les Bradford ou dosage similaire et ajuster à 5 mg / mL dans TBST. Réfrigérer la glace pendant 30 min.
- Centrifuger pendant 30 min à 100 000 xg, à 0 ° C. Rejeter le surnageant et laver culot avec 50 ml TBST puis 100 ml SCT. Re-suspendre le culot dans 100 ml PBS 1X contenant sarcosyl 1% et le cocktail inhibiteur de la protéase et remuer pendant 120 min à 37 ° C.
- Couche échantillon sur 900 ml de 320 mM de saccharose et centrifuger pendant 60 min à 100 000 xg, 10 ° C. Rejeter le surnageant et remettre en suspension le culot dans 10 ml de NaCl 2,3 M, sarcosyl 5%.
- Soniquer échantillon de 5 x 40 secondes à puissance maximale de 70% à intervalles de 1 min sur la glace.
- Aliquote de 1 ml d'échantillon dans des tubes Eppendorf et centrifuger pendant quinze minutes à 13000 xg, 4 ° C. Lavez granules deux fois avec le SCT et stocker @ -70 ° C ou conjugué au fluorochrome à l'étape 1.9.
- Conjugué 1 tube de cannes à prions purifiés en utilisant une fiole de 649 DyLight fluorochrome selon le protocole du fabricant.
- Échange de tampon étiquetage DyLight pour PBS par dialyse ou par centrifugation à travers des colonnes de filtration. Boutique en 20 aliquotes à -70 ° C loin de la lumière jusqu'au moment de servir.
2. L'inoculation de prions et la récupération des cellules
Cette section englobe l'inoculation du prion par voie intrapéritonéale et la récupération des cellules du péritoine, les ganglions lymphatiques médiastinaux et mésentériques et la rate.
- Diluer tiges prion fluorescentes 1:50 dans du PBS immédiatement avant l'utilisation. La souris Scruff par la fourrure dorsale du cou avec le pouce et l'index, tourner doucement la souris face à vous et à freiner la queue avec petit doigt. Supination souris, élevant le torse arrière dessus de la tête et lui tenant légèrement à l'envers.
- En utilisant une seringue d'insuline 30G, injecter 100 ml de tiges prion fluorescent 1 cm de la ligne médiane et 1-2 cm en avant de l'articulation sacro-iliaque. Insérez l'aiguille à 1 cm par la peau réalisé à 45 ° en dedans. Utilisez dilution 1:50 de perles fluorescentes ou PBS seul comme témoins. Incuber souris pour le temps imparti avant l'analyse.
- Euthanasier les souris en fonction de soins des animaux et l'utilisation de protocoles approuvés comité. Injecter 10 ml de PBS dans la cavité péritonéale utilisant une seringue de 12 ml et une aiguille 25G. Secouez délicatement la carcasse longitudinalement pendant une minute. Récupérer suspension de cellules provenant du péritoine en utilisant la même seringue et une aiguille 16G dans un tube de 15 ml conique et réserve sur la glace tout en la dissection des carcasses se poursuit.
- Mouiller la partie ventrale de la carcasse soigneusement avec de l'éthanol à 70%. Soulever la peau au niveau de la ligne médiane, juste sous la cage thoracique avec une pince et couper une petite incision dans la peau avec des ciseaux. À partir de là, faire une incision 3-5 cm de long à travers la peau dans les deux directions à partir de la tête et la queue, puis deux incisions de 2 cm de la ligne médiane latéralement de chaque côté. Peler et la broche de la peau pour révéler les cavités péritonéale et thoracique. Découpez soigneusement à travers les membranes minces translucides entourant le péritoine et reflètent le thorax pour révéler le médiastin.
- Trouver et supprimer 2-4 ganglions lymphatiques médiastinaux, légèrement dorsale et latérale adjacente au thymus, médiane adjacente à l'artère brachiocéphalique, près de la face ventrale de la trachée. Trouver et supprimer jusqu'à six ganglions mésentériques, intégrés dans le tissu mésentérique blanc doux qui ancre les intestins pour la paroi abdominale postérieure. Trouver et supprimer la rate, un long, orgue rouge foncé situé juste latéral de la ligne médiane et dorsale de l'intestin sur le côté gauche de l'abdomen. Ganglions lymphatiques réserve dans 1 ml de milieu RPMI 1640 sur la glace jusqu'à ce que la dissection est terminée.
- Laisser macérer et appuyez sur les ganglions lymphatiques à travers une passoire 40 um dans 3 mL de RPMI dans un plat en plastique de Petri en utilisant le piston d'une seringue de 1 ml. Rincer la crépine avec un supplément de 2 ml de RPMI et le transfert de la suspension 5 ml de cellules dans un tube de 15 ml conique. Rincez les boîtes de Pétri avec un supplément de 5 ml de RPMI et le transfert dans le même tube. Centrifuger 5 min à 250 xg, éliminer le surnageant, remettre en suspension le culot cellulaire dans 1 ml de tampon FACS (PBS 1X, 1% d'albumine sérique bovine et 10 mM d'EDTA) et transférer dans un tube Eppendorf de 1,5 ml.
Ce qui suit est un protocole de coloration typique pour l'identification des sous-ensembles de cellules immunitaires utilisant des anticorps fluorescents contre le bien-immunes caractérisées marqueurs de surface cellulaire. Tous les anticorps ont été dilués dans du tampon FACS immédiatement avant utilisation.
- Comptez cellules et 6 cellules aliquote de 10 dans des tubes Eppendorf. Centrifuger les cellules (voir 2.7) et laver granules 2X avec 1 ml de tampon FACS.
- Incuber les cellules 20 min sur la glace dans 100 ul de 2 ng / mL chez le rat anti-souris CD16/32 pour bloquer les récepteurs Fc endogène. Pellet et les cellules de lavage avec du tampon FACS.
- Ajouter 100 ul de 1 ng / mL appropriée fluorescentes antibod (nt) à chaque échantillon et incuber sur de la glace pendant une heure. Ajouter 100 ul de tampon FACS seul pour les cellules de contrôle. Pellet et cellules laver deux fois avec du tampon FACS.
- Re-suspendre les cellules dans une mémoire tampon ACK ml (150 mM de NH 4 Cl, 1 mM de KHCO3 et 0,1 mM d'EDTA) Incuber dans la glace pendant 1 min pour lyser les globules rouges. Pellet et les cellules de lavage avec du tampon FACS. Re-suspendre les cellules dans 1 ml de tampon FACS.
- Recueillir des données à partir des cellules en utilisant un cytomètre en flux capable de détecter multicolore et d'analyse, généralement avec des lasers 405, 488 et 633 nm d'excitation et de cinq à dix détecteurs d'émission de fluorescence.
4. Les résultats représentatifs:
Nous avons purifié à partir des tiges prion brut, solubilisation Détergent prion homogénat de cerveau infecté (figure 1) et d'ultracentrifugation de l'homogénat E2 élans du cerveau (voies 1 et 2) considérablement enrichi pour les tiges de prion (comparer les pistes 1 et 3), qui était également la protéase K résistants (piste 4). Fait intéressant, non digérées tiges prions purifiés affiché un profil glycoforme étonnamment semblables à E2 homogénat cérébral digéré, indiquant un enrichissement spectaculaire des prions. Identiquement traités homogénat de cerveau normal produit aucun PK-résistante PrP C (pistes 5 et 6).
L'analyse par cytométrie en flux des populations de cellules spécifiques de démontrer que les cellules présentatrices d'antigènes chez le péritoine de deux heures et de retenir des billes fluorescentes et les tiges à prion, comme en témoigne par fluorescence considérablement augmenté au cours des contrôles PBS injecté (figure 2). Pas de cellules récoltées dans le péritoine de PBS témoins traités affiché fluorescence au-dessus de fond (fig. 2A-G), tandis que les cellules du cordon (fig. 2H-N) et du prion (fig. 2O-U)-souris inoculées affiché par fluorescence significative, en particulier sur les monocytes (fig. 2I et P), les cellules dendritiques (fig. 2K et R) et les macrophages (fig. 2L et S), et quelques neutrophiles (figure 2J et Q) et les cellules B moins (2T figure). Perle et prions portant monocytes, cellules dendritiques et les macrophages ont également été trouvés dans les ganglions lymphatiques médiastinaux deux heures après l'inoculation (fig. 2AD et AK, AF et AM et AG et AN, respectivement), tandis que peu ou pas de PrP CWD portant neutrophiles , les cellules B ou T ont été trouvés là (fig. 2AE et AL, AH et AG et AI et AP, respectivement). Nous n'avons détecté aucune perles ou des baguettes de prion dans la rate ou des ganglions mésentériques (données non présentées). Dans sa totalité, ces données démontrent que la circulation des cellules immunitaires prions très similaire à des antigènes autres particules.
| REACTIFS | Fluorochrome | Excitation laser (nm) | Pic d'émission (nm) |
| Tringles à prions | DyLight 649 | 633 | 674 |
| Billes 1 um | AlexaFluor 660 | 633 | 685 |
| Anticorps | |||
| CD11b | eFluor 450 | 405 | 450 |
| Phycoérythrine-Cy7 | 488 | 760 | |
| CD11c | R-phycoérythrine | 488 | 575 |
| Phycoérythrine-Cy7 | 488 | 760 | |
| Ly6C | Fluoroisothiocyante | 488 | 518 |
| Ly6G | R-phycoérythrine | 488 | 575 |
| CD21 | DyLight 488 | 488 | 518 |
| B220 | Allophycocyanine-Cy7 | 633 | 785 |
| CD3 | R-phycoérythrine | 488 | 575 |
Figure 1. Purification des tiges prions d'homogénat de cerveau infecté. Nous avons utilisé un homogénat brut de 10% du cerveau d'un cerf MDC-infectés (E2, les voies 1 et 2) comme matériau de départ à partir de laquelle nous avons purifié tiges prion agrégées (voies 3 et 4). Les deux matériaux bruts et purifiés ont montré une résistance caractéristique à la protéase K traitement (voies 1 - 4), tandis que homogénat de cerveau normal ne (pistes 5 et 6). Des marqueurs de poids moléculaire sont présentés dans Kd à la gauche de la tache. BH, homogénat de cerveau.
Figure 2. L'analyse par cytométrie en flux de cellules immunitaires prions le trafic du péritoine vers les ganglions lymphatiques médiastinaux deux heures après l'inoculation. PBS (panneaux AG et V-AB), des perles fluorescentes (HN et AC-AI) ou de barres à prions (UO et AJ-AP) ont été injectée dans le péritoine des souris et des cellules récoltées à partir du liquide de lavage péritonéal (UA) ou les ganglions lymphatiques médiastinaux (V-AP), deux heures plus tard. Les graphiques dans les premières cellules montrent colonne à partir de souris traitées avec du PBS (panneaux A et V), des perles fluorescentes (panneau H et AC) et les tiges du prion (panneaux O et AJ). Cellules fluorescentes (points rouges ou vertes) et des cellules totales (points gris) sont tracées pour montrer la taille relative (diffusion vers l'avant), la granularité (diffusion latérale) et la proportion du total des cellules vivantes qui sont fluorescents. Un nombre important de cellules caractéristiques des granulocytes conservé perles fluorescentes et les tiges. Les cellules ont également été colorées avec des anticorps contre le système immunitaire des marqueurs de surface cellulaire et fermé pour LYG-Ly6C + monocytes (panneaux B, I, P, W, AD et AK), Ly6c-CD11c-CD11b + Ly6G + neutrophiles (C, J, Q, X, AE et AL), Ly6G-Ly6C-CD11b + CD11c + cellules dendritiques (D, K, R, Y, AF et AM), Ly6G-Ly6C-CD11c-CD11b + macrophages, (E, L, S, Z, AG et AN), CD3 -B220 + CD21 + cellules B (F, M, T, AA, AH et AO) et CD21-B220-cellules T CD3 + (G, N, U, AB, AI et AP). Les monocytes, les cellules dendritiques et les macrophages conservé perles fluorescentes et les tiges du prion dans la cavité péritonéale (panneaux I et P, K et R et L et S, respectivement) et les a transportés vers les ganglions lymphatiques médiastinaux (panneaux AD et AK, AF et AM et AG et AN, respectivement), démontrant ainsi l'absorption similaires et la traite de ces deux particules. Les neutrophiles conservé une importante quantité de perles (J) et moins de tiges (Q), mais a omis de les livrer aux ganglions lymphatiques (AE et AL). Les cellules B conservé et transporté quelque tiges (T et AO), mais pratiquement pas de perles (M et H). Les cellules T, ni victimes, ni perles baguettes (N, U, AI et AP).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ici nous démontrons un protocole de marquage et de suivi des prions in vivo qui facilite grandement le suivi des événements précoces de l'infection à prion périphériques. Ce protocole améliore grandement sur les tentatives passées au absorption prion surveillance in vitro et in vivo 9 3,12 en pré-étiquetage inoculum prion hautement enrichi sans ambiguïté le différencier de la PrP C endogène. Parce que les prions infectieux et la PrP C partagent la même séquence primaire en acides aminés, générant des anticorps spécifiques du prion a été problématique. Nous avons effectué des expériences similaires en utilisant des souris injectées avec la PrP nulles PK-digérée et le méthanol précipité homogénat de cerveau brut que nous suivis à l'aide Dylight 649-labelelled anticorps anti-PrP (nos données non publiées). Ces expériences ont produit des résultats presque identiques, comme indiqué ici, mais la PrP souris nulles ne sont pas disponibles dans le commerce, ne se prête pas à 19 maladies à prions et le manque du récepteur prions seulement de bonne foi connus, PrP C. Ce protocole permet l'utilisation de la commune souches de souris de laboratoire qui expriment la PrP C endogène, ce qui évite les problèmes potentiels en utilisant des souris nulles PrP.
Les données présentées ici indiquent que la capture des cellules immunitaires et des prions de la circulation et des perles fluorescentes même, bien que les cellules B ont été identifiés comme le trafic de la première mais pas la seconde. Ceci corrobore des études antérieures cellules B impliquant que six trafiquants prion. Cependant, notre préparation prion hautement enrichi contient probablement des quantités infimes de protéines marquées supplémentaires, donc nous ne pouvons pas exclure la possibilité que les cellules immunitaires du trafic de ces protéines trop. Que ce soit de très petites quantités de protéines contaminantes modifient le trafic prion ou imite la véritable scénario biologique reste à déterminer.
Surveillance réussie de cellules immunitaires trafic de deux particules différentes suggère en outre que ce protocole peut être adapté à une grande variété d'antigènes qui peuvent être marqués et suivis, comme les parasites, les bactéries, les virus et les protéines.
Lorsque vous effectuez les étapes d'ultracentrifugation dans ce protocole, grands volumes d'échantillon peut être aliquotés aux plus petits pour la centrifugation pratique aussi longtemps que les ratios restent constantes. Par exemple, au lieu de superposition 100 mL d'échantillon de plus de 900 ml de saccharose, on pourrait couche de 10 ml sur 90 ml dans des tubes séparés, puis centrifuger.
Élévatrices la souris se déplace postérieurement au cours des inoculations organes péritonéale avant, minimiser les blessures d'aiguille accidentelle à eux. Lentement et soigneusement insérer des aiguilles lors d'inoculation des souris et l'injection et l'aspiration de PBS à partir du péritoine pour éviter la rupture de cette membrane délicate.
Lors de la dissection des souris, prendre soin de ne couper que si la peau dans les incisions initiales, laissant la fine membrane qui couvre le péritoine et du médiastin intacte, pour éviter les vaisseaux sanguins et les organes de coupe qui peuvent interférer avec l'identification des ganglions lymphatiques et la récupération.
Les ganglions lymphatiques peuvent être difficiles à identifier d'abord, souvent ressemblant à du tissu adipeux. Les ganglions lymphatiques apparaissent presque ronds, de couleur blanc cassé à crème et plus ferme que le tissu adipeux. Ceux-ci deviennent beaucoup plus faciles à identifier avec la pratique. Ganglions lymphatiques pool d'au moins deux souris de récupérer suffisamment de cellules pour des analyses de cytométrie en flux.
Pour identifier simultanément de multiples marqueurs de surface cellulaire, nous recommandons fortement d'utiliser des anticorps fluorescents au cours anticorps non marqués qui exigent un secondaire fluorescent anti-isotype d'anticorps pour la détection, la dernière conception expérimentale exige une sélection rigoureuse des anticorps générés à partir d'espèces multiples et beaucoup plus d'échantillons de contrôle supplémentaires.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Aucun conflit d'intérêt déclaré.
Acknowledgments
Nous remercions Steve et Jeff Hansen McBryant de l'aide pour l'ultracentrifugation et Patti Kiser de l'aide pour la manipulation de la souris. L'Institut national des maladies neurologiques et des maladies au National Institutes of Health, accorder 5R01NS056379-02 financé ce travail.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CWD-infected elk brain | Private elk farm in Colorado | Use any non-human prion-infected brain | |
| Blender | Oster Professional Products | 6694-015 | Use any commercial blender |
| Centrifuge | Sorvall, Thermo Scientific | SS34 rotor | Use any centrifuge /rotor that can reach 3000 x g and hold ≥ 500 ml volumes |
| Ultracentrifuge | Beckman Coulter Inc. | 50.2 Ti rotor | Use any ultracentrifuge /rotor that can reach 100,000 x g and hold ≥ 500 ml volumes |
| Bradford Reagent | Sigma-Aldrich | B6916 | |
| Complete mini protease inhibitor cocktail | Roche Group | 11 836 170 001 | |
| Sonicator | Misonix | MP4000X | Use any horn or probe sonicator set to ~70% max power |
| DyLight antibody Labeling kit | Thermo Fisher Scientific, Inc. | 53050 | |
| microcentrifuge | Eppendorf | 55430R | Use any refrigerated microcentrifuge that can achieve 13,000x g |
| centrifugal filter columns | EMD Millipore | Microcon YM-100 | Use any filter or dialysis membrane with 100 Kd molecular weight cutoff |
| 8-40 week-old FVB mice | Charles River Laboratories | 207 | Use any inbred mouse strain |
| 1 μm red fluorescent beads | Phosphorex | 2307 | Use any fluorescent bead ≤ 10 μm |
| RPMI 1640 medium | Invitrogen | 11875-093 | |
| 40 μm cell strainer | Falcon BD | 352340 | |
| fluorescent antibodies | BD Biosciences | Various | Use any fluorescent antibody appropriate for your application. |
| flow cytometer | Dako | CyanADP | Use any flow cytometer capable of multicolor fluorescence detection |
References
- Klein, M. A. A crucial role for B cells in neuroinvasive scrapie. Nature. 390, 687-687 (1997).
- Mabbott, N. A., Farquhar, C. F., Brown, K. L., Bruce, M. E. Involvement of the immune system in TSE pathogenesis. Immunol Today. 19, 201-201 (1998).
- Sigurdson, C. J. PrP(CWD) lymphoid cell targets in early and advanced chronic wasting disease of mule deer. J Gen Virol. 83, 2617-2617 (2002).
- Klein, M. A. Complement facilitates early prion pathogenesis. Nat Med. 7, 488-488 (2001).
- Mabbott, N. A. Temporary depletion of complement component C3 or genetic deficiency of C1q significantly delays onset of scrapie. Nat Med. 7, 485-485 (2001).
- Zabel, M. D. Stromal Complement Receptor CD21/35 Facilitates Lymphoid Prion Colonization and Pathogenesis. J Immunol. 179, 6144-6144 (2007).
- Cordier-Dirikoc, S., Chabry, J. Temporary depletion of CD11c+ dendritic cells delays lymphoinvasion after intraperitonal scrapie infection. J Virol. 82, 8933-8933 (2008).
- Dorban, G. Oral scrapie infection modifies the homeostasis of Peyer's patches' dendritic cells. Histochem Cell Biol. 128, 243-243 (2007).
- Flores-Langarica, A. Scrapie pathogenesis: the role of complement C1q in scrapie agent uptake by conventional dendritic cells. J Immunol. 182, 1305-1305 (2009).
- Huang, F. P., MacPherson, G. G. Dendritic cells and oral transmission of prion diseases. Adv Drug Deliv Rev. 56, 901-901 (2004).
- Ano, Y., Sakudo, A., Nakayama, H., Onodera, T. Uptake and dynamics of infectious prion protein in the intestine. Protein Pept Lett. 16, 247-247 (2009).
- Aucouturier, P. Infected splenic dendritic cells are sufficient for prion transmission to the CNS in mouse scrapie. J Clin Invest. 108, 703-703 (2001).
- Huang, F. P. Migrating intestinal dendritic cells transport PrP(Sc) from the gut. J Gen Virol. 83, 267-267 (2002).
- Jeffrey, M. Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapiesusceptible and scrapie-resistant sheep. J Pathol. 209, 4-4 (2006).
- Raymond, C. R., Mabbott, N. A. Assessing the involvement of migratory dendritic cells in the transfer of the scrapie agent from the immune to peripheral nervous systems. J Neuroimmunol. 187, 114-114 (2007).
- Mohan, J., Hopkins, J., Mabbott, N. A. Skin-derived dendritic cells acquire and degrade the scrapie agent following in vitro exposure. Immunology. 116, 122-122 (2005).
- Gilch, S. CpG and LPS can interfere negatively with prion clearance in macrophage and microglial cells. FEBS J. 274, 5834-5834 (2007).
- Safar, J. Molecular mass, biochemical composition, and physicochemical behavior of the infectious form of the scrapie precursor protein monomer. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 87, 6373-6373 (1990).
- Büeler, H. R. Mice devoid of PrP are resistant to scrapie. Cell. 73, 1339-1339 (1993).
