Summary
Denne kirurgiske teknikken illustrerer injeksjon av genterapeutiske vektorer og stamceller i subretinal plass av musen øyet.
Abstract
Tap av synet rammer ca 3,4 millioner mennesker i USA, og er forventet å øke i de kommende årene. 1 Nylig har genterapi og stamceller transplantasjoner blitt viktige terapeutiske verktøy for behandling blindhet som følge av retinal degenerative sykdommer. Flere former for autolog transplantasjon for aldersrelatert makuladegenerasjon (AMD), som iris pigment epitelceller transplantasjon, har generert oppmuntrende resultater, og kliniske studier har begynt for andre former for gen-og stilk cellen terapi. 2 Disse inkluderer RPE65 genet erstatning hos pasienter med Leber største medfødt synstap og en RPE celle transplantasjon hjelp humane embryonale stamceller (ES) celler i Stargardt sykdom. 3-4 Nå som det er genterapeutiske vektorer og stamceller tilgjengelig for behandling av pasienter med retinal sykdommer, er det viktig å kontrollere disse potensielle terapi i dyremodeller før gjeldering dem i studier på mennesker. Musen har blitt en viktig vitenskapelig modell for testing av terapeutisk effekt av genterapi vektorer og stamcelletransplantasjon i øyet. 5-8 i denne videoen artikkelen presenterer vi en teknikk for å injisere genterapi vektorer eller stamceller i subretinal plass musen øyet mens minimere skade på omliggende vev.
Protocol
1. Monter Enheter for subretinal Injection
- Kjøpe eller lage en 100 mikrometer diameter nål fra et glass kapillarrør. Dette kan gjøres manuelt ved hjelp av en Sutter P-97 pipette avtrekker eller annet lignende utstyr. Slutten av kapillærrøret vil bli oppvarmet og trukket til den når den ønskete diameter (100 mm). En mindre diameter nål kan brukes for genterapeutiske vektorer, men er dette den anbefalte diameter for celle injeksjon uten skader på cellene eller øyet. Sammenlignet med stålnåler, har glasset kapillær nålen en veldig fin, men butt spiss, for å tillate visualisering av injeksjonsfluid og tilgang til subretinal plass uten å forårsake retinal brekkasje. Rense disse trakk nåler hvis nødvendig med 70% etanol, og oppbevar i en steril beholder. En 15 cm steril vevskultur tallerken med tape for å holde nålene på plass er en av måtene å holde injeksjonsnåler dekket og i et sterilt miljø. På dette punktet, komplEte oppsettet innen den kirurgiske rommet der prosedyren vil skje. Det er lettest å holde alt utstyr i kirurgisk rommet til alle tider i for at det skal være sterilt, spesielt hvis denne prosedyren er gjort innen en barriere anlegget.
- Aspirer silikon inn nålen og mate det silikonbaserte å forlate et belegg langs innerveggene av nålen. Den silikon belegget maksimerer passasjen av celler og virus gjennom nålen boringen, som ellers ville holde seg til det indre glasset kapillærveggene.
- Oppnå en tilnærmet 8 cm lengde sterilt plastrør ved å kutte en 25 ¾-gauge blodprøvetaking sett med luer-lock på det punktet rett etter nålen (kanylen fjernes fra slangen).
- Fyll en 1 ml Sub-Q 26 5/8-gauge slip-tip sprøyte med sterilt saltvann og fjerne nålen fra sprøyten.
- Fest kanylen til den avskårne enden av plastslangen og fest sprøyten til luer-lock på den andreslutt.
- Aspirer sterilt saltvann for å fylle dødrom i rørledningen og kapillær nål, støte noen saltvann gjennom nålen for å sikre at den er riktig festet uten noen lekkasje. Neste, aspirer en liten, omtrent 1 pl mengde luft, inn i spissen av injeksjonsnålen. Dette vil skille saltløsning fra injeksjonsfluid og gir en visuell indikasjon som angir slutten av injeksjonsfluid under den kirurgiske prosedyren. Injeksjonen apparater bør holdes på en ren overflate tørkes ned med 70% etanol under den kirurgiske prosedyren. I tillegg bør alt utstyr som benyttes under den kirurgiske prosedyren rengjøres både før og etter med 70% etanol, for unntak av de injeksjonsnåler som bør allerede holdes sterilt og klart til bruk. Disse nålene skal kastes etter operasjonen, og ikke gjenbrukt.
- Endelig aspirere injeksjonsoppløsning inneholdende den ønskede pakkede genterapi virusvektor eller stamceller. Dette kan gjøres vedtar opp injeksjonsoppløsningen i en steril pipettespiss, deretter pipettering løsningen på overflaten av en steril cellekultur parabolen. Løsningen kan nå lett aspirasjon til injeksjonsnålen med sprøyten. Mengden som trengs vil variere avhengig av alderen på musen. For vårt formål bruker vi post-natal dag 5 mus, som kan injiseres med 0,5 til 0,8 pl injeksjonsvæske. Mindre mengder, 0,5 ul eller mindre, kan brukes for yngre mus og større mengder, slik som en ul, kan brukes til voksne mus. Viral titer eller antall celler må bestemmes basert på virus / cellene som injiseres og deres ønskede målvevet, kan som for mange viruspartikler eller celler i et lite volum føre til toksisitet for netthinnens celler. I videoen, for visualisering, har vi brukt 1,5 pl, en større mengde fargestoff enn nødvendig for å sprøyte inn i øyet.
2. Tilgang til subretinal Space
- Innenfor den sterile kirurgiske rommet,stabilisere eller anesthetize musen ifølge lokalt godkjent dyret håndtering protokollen, som vil variere etter alder på musen. Felles anestesi for voksne mus inkluderer bruk av isofluran gass eller en intra-peritoneal injeksjon av 0,1 ml/10g kroppsvekt av ketamin (100 mg / ml) og xylazin (20 mg / ml) i sterilt saltvann. For perinatale mus, felles anestesi teknikker inkluderer bruk av isofluran gass eller cryoanesthesia (hypotermi). Alle anestesi teknikker må godkjennes av den lokale IACUC komiteen før bruk. Vi bruker vanligvis post-natal dag (P) 5 mus, selv om lignende teknikker kan brukes til mus så unge som P0 eller voksne mus. Den kirurgiske prosedyren kan ikke begynne før musen har opphørt å flytte bena og reagerer ikke lenger til tå klyper. For perinatale mus, vil de bli merkbart lysere i fargen siden blodstrøm vil avta, en annen nøkkelen til å vite at de er fullt under anestesi.
- I perinatale mus, bruker Vännäs rette saks til make en omtrentlig 1,5 mm snitt langs lukket lokk sprekken. Vær forsiktig med å kutte på innrykk, hvor øyet vil naturlig åpne i fremtiden. Dette sikrer at lokkene vil gro og åpne riktig under utviklingen av musen. En kirurgisk blad kan brukes til dette formålet, selv om vi foretrekker Vännäs saks siden de reduserer faren for punktering av øyet under denne prosedyren. I videoen ble saks brukes til direkte punktering og kutt langs øyelokket margin. Når lære denne teknikken, bør tang brukes til å løfte øyelokket før kapping og redusere risikoen for å skade øyet.
- Trekke fra hverandre øyelokkene med buede dressing tang til proptose øyet og klemme øyelokkene litt under øyet for å holde det proptosed for injeksjon. Hvis lokket innsnitt gjort i trinn to er for stor, vil øyet skli tilbake under lokkene og forhindrer tilstrekkelig eksponering under injeksjonen prosedyren. For voksne mus, et lett trykk rundt øyet med drEssing tang kan holde øye proptosed for injeksjon.
- Lag en liten skleral snitt på eller posterior til klodens ekvator ved å skrape overflaten med en 15-graders mikrokirurgi blad. Dette snittet bør bare stort nok til å passere spissen av injeksjonsnålen, men ikke er større enn. Dersom det foretrekkes, kan en liten, skarp nål eksempel en akupunkturnål brukes til å lage denne snitt i subretinal plass i stedet for den mikrokirurgi bladet. I mørkt pigmenterte dyr, vil en mørk brun-pigmentert vev (årehinnen-retinal pigment epitel) blir synlige på det punktet av snittet. I lettere pigmenterte eller albino mus, kan en kirurgisk tusjpenn påføres spissen av mikrokirurgi bladet å forlate en blekk flekk indikerer innsnitt området. Hvis tydelige (glasslegemet) væske refluxes fra innsnitt området, ble bladet lagt for dypt og gikk inn i glasslegemet hulrom og terapeutisk virus eller celler kan gå inn i intravitreal plass under injeksjon. For visualizatipå formål, har vi gjort snitt til dette punktet i videoen. Det er fremdeles mulig å fullføre en subretinal injeksjon i dette tilfellet er imidlertid den netthinneavløsning forårsaket av tilstedeværelsen av injeksjonsfluid kan ikke fullstendig leget i denne musen. Derfor, må det utvises forsiktighet for å kutte bare den ytre overflaten av øyet og ikke gjennom netthinnen før injeksjon.
- Stikk injeksjonsnålen inn i innsnitt nettstedet og avansere den parallell med ytre øyet veggen å angi subretinal plass. Fremme for nær ytterveggen eller for dypt inne i øyet vil lede injeksjon i feil sted. Den beste metoden for å forstå om nålen er på riktig sted, er å øve på teknikken. Øve på lett pigmenterte eller albino mus kan bidra til å gjøre presise og nøyaktige injeksjoner i subretinal plass. Dette er fordi nålen og injeksjonsfluid er synlig innenfor disse øyne.
- Påfør lett trykk til sprøytestempelet og væregin injeksjon av det ønskede fluid. Hvis nålen er riktig plassert i subretinal plass, vil moderat mottrykk merkes. Hvis nålen er innenfor glasslegemet, vil det være betydelig mindre mottrykk og potensielt litt væske tilbakeløp under injeksjonen. Hvis det er betydelig mottrykk, holde nålen på plass i minst ytterligere 15 sekunder før fjerne nålen langsomt. Dette vil tillate høye intraokulære trykkutligning istedenfor tilbakestrømmende injisert virus eller celler tilbake ut innsnitt området. Noe av luften og saltvann kan injiseres i den subretinal plass på grunn av det økte trykket kreves under injeksjonsprosedyren. Forsiktighet bør utvises for ikke å over-injisere luft eller saltvann, siden det kan skylle ut den injiserte virus eller celler fra øyet. Det er også mulig å forårsake permanent netthinneavløsning fra tilstedeværelsen av for mye væske injiseres i subretinal plass. For visualisering ble overflødig fargestoff og luft injisert into subretinal plass i videoen. Det kan tydelig ses hvordan noen av fargestoffet vil spyles tilbake ut av subretinal plass hvis for mye blir injisert, men også hvordan luftboblen værende innenfor subretinal plass og ikke forsvinner i glasslegemet. Dette ble brukt til å understreke at disse injeksjonene var alle innen den riktige plasseringen av øyet, slik at man kan visualisere hvordan nålen skal inn i innsnitt området. Alle injeksjoner i subretinal plass forårsake en midlertidig netthinneavløsning grunnet tilstedeværelsen av injeksjonsfluid. Hvis injeksjonen er fullført korrekt, vil denne midlertidige netthinneavløsning leges innen 24 timer og mus kan brukes for alle ytterligere eksperimenter. Øyet kan forbli myk for omtrent en uke på grunn av den kirurgiske prosedyren, så en ny injeksjon bør unngås i denne perioden av tid.
- For neonatal mus, bruker buede dressing tang til å forsiktig skyve øyet tilbake bak lokkene og inn i bane. Det kan være nyttigå vente et minutt for å la viruset til å bosette i subretinal plass og ikke får det til å bli skylt ut av innsnitt området når forsiktig skyve øyet tilbake i sin bane. Etter operasjonen, en dråpe av 0,5% bupivacain (marcaine) fortynnet til 0,25% i sterilt saltvann fra en 25-gauge nål kan plasseres på injeksjonsstedet. Mus viser ikke klare tegn på ubehag etter subretinal kirurgi og bruk av bupivacaine som en langtidsvirkende aktuell smertestillende har vært god for de tre foregående årene. Mus skal alltid overvåkes etter kirurgisk inngrep for å se etter eventuelle tegn på stress, som for eksempel infeksjon, hevelse, eller en nedgang i de vanlige daglige aktiviteter musen. Hvis disse oppstår, bør veterinær varsles og videre smertestillende medikamenter som buprenorfin (0,05 mg / kg) kan gis som en intraperitoneal injeksjon.
- Vekke musen fra anestesi i henhold til lokalt godkjent dyr håndtering protokollen. Musen bør holdes på en oppvarming pAnnonsen å opprettholde normal kroppstemperatur som det våkner av narkosen. Den kirurgiske prosedyren skal ta mindre enn fem minutter å fullføre, utenom den tiden for musen å gjennomgå anestesi. Derfor er en varmepute ikke nødvendig under selve prosedyren, men kan være nødvendig mens en lære teknikken som prosedyren kunne ta en lengre varighet av gangen. Musen bør ikke plasseres tilbake i en ren bur før det har begynt å bevege seg rundt på egen hånd. For nyfødte, vil milde tå klyper hjelp for dem å fullt igjen av bedøvelsen, og de skal gjenvinne sin rosa farge og bevegelse før de blir plassert tilbake med moren. Mus bør overvåkes over tid for tegn på stress som er oppført tidligere.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En tegning av musen øyet er vist med store strukturer merket for referanse, med piler som viser plasseringen for både intravitreal og subretinal injeksjon kirurgiske prosedyrer (pilspisser, Figur 1). Genterapi vektorer, slik som lacZ lentiviral vektoren (figur 2), kan injiseres ved hjelp av disse steder. Tillegg kan stamceller, som mus embryonale stamceller (figur 3), også bli transplantert på disse stedene i musen øyet.
1 pl av en lentiviral vektor bærer lacZ rapportørgen drevet av cytomegalovirus (CMV) promoter (1x10 8 TU / ml, Lentigen Corporation, figur 2A) ble injisert i subretinal plass C57BL/6J mus. Øyne ble enucleated ved seks ukers alder av stump disseksjon og nedsenket i 1 mg / ml X-gal-løsning (5mM K 3 Fe (CN) 6, 2 mM MgCl 2, 0,02% NP 40, og 0.1% natriumdeoksykolat) over natten ved 37 ° C. Øyne ble fiksert i 2% formaldehyde/0.2% glutaraldehyd i 30 min og seksjonert på en mikrotom. LacZ reporter genekspresjon var detektert som X-gal vare (blå) i omtrent 10% av fotoreseptorcellene (figur 2B). Den intracellulære nærvær lacZ uttrykk og de intakte omkringliggende vev indikerer vellykket subretinal injeksjon i mus øyet.
C57BL/6J mus embryonale stamceller (ES-celler) ble merket med et grønt fluorescerende protein (eGFP, Wellcome Trust Sanger Institute). Disse cellene ble deretter samlet og suspendert i steril fosfat-bufret saltvann og transplantert inn i subretinal plass av postnatal dag (P) 5 C57BL/6J mus, med ca 1x10 5 celler injiseres per 1 ul. Øynene ble enucleated to uker alder ved stump disseksjon, fast i en sukrosegradient og frosset i OCT embedding medium (Tissue-Tek). Øynene ble delt og vis ualized henhold fluorescens mikroskopi (Zeiss). Tilstedeværelsen av GFP-merkede ES celler kan finnes innenfor subretinal plass av den injiserte mus øyet (Figur 3A). I tillegg ble C57BL/6J-Tyr c-2j / J (C2J) mus embryonale stamceller (ES-celler) electroporated med gul fluorescerende protein (YFP) og differensiert i retinal pigment epiteliale (RPE) celler in vitro. Etter en måned med differensiering ble YFP-merkede RPE-lignende C2J ES-celler suspendert i steril fosfatbufret saltløsning og injisert i subretinal plass P5 C57BL/6J mus. På 15 ukers alder, var en mus visualisert ved hjelp av live-avbildning autofluorescens for tilstedeværelse av YFP i netthinnen (Spectralis Scanning Laser Confocal oftalmoskop, Heidelberg Engineering, 3B figur).
4286fig1highres.jpg "/>
Figur 1. Skjematisk av Mouse Eye. En tegneserie tegning som viser strukturer musen øye med områder for både intravitreal og subretinal injeksjonsprosedyrer merket (pilspisser).
Figur 2. Subretinal Injeksjon av en Gene Therapy Viral Vector. A. Lentivirus vektor kart som viser lacZ rapportørgen drevet av cytomegalovirus (CMV) promoter. B. Uttrykk for lacZ reporter genet i netthinnen i en seks uker gammel C57BL/6J mus etter subretinal injeksjon på post-natal dag fem. RGC, retinal ganglion celler, INL, indre kjernefysiske lag, IS, fotoreseptorlidelser indre segmenter (pil), onl, ytre kjernefysiske lag (fotoreseptorene) (pilspiss), OS, fotoreseptorlidelser ytre segmenter.
Figur 3. Subretinal Injeksjon av mus Embryonic Stem (ES) Cells. A. En to uker gammel C57BL/6J mus etter subretinal injeksjon av grønt fluorescerende protein (GFP)-merkede ES celler på postnatal dag fem. GFP-positive celler er synlig i subretinal plass av injisert øye med fluorescens mikroskopi (Zeiss). Grønn, GFP-merket ES celler (piler), RGL, retinal ganglion lag, INL, indre kjernefysisk lag, onl, ytre kjernefysiske lag (fotoreseptorene); IS / OS, indre og ytre fotoreseptorlidelser segmenter; RPE, retinal pigment epitel. B. En 15 uker gammel C57BL/6J mus netthinnen vises med autofluorescens live-imaging (Spectralis Scanning Laser Confocal oftalmoskop, Heidelberg Engineering) for tilstedeværelsen av gule fluorescerende protein (YFP)-merket RPE-lignende C2J mus ES celler i netthinnen.Subretinal injeksjon av RPE-lignende YFP-ES-celler ble utført på post-natal dag fem.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne videoen teknikk gir instruksjoner om å fullføre subretinal injeksjon kirurgiske prosedyren vellykket, og sikre at genterapi vektor eller stamceller er plassert i stedet nødvendig for å effektivt behandle ophthalmic sykdom. Denne teknikken gjør det mulig for målretting av netthinnens celler slik som RPE eller fotoreseptorer, siden det plasserer genterapeutiske vektorer eller stamcelle-avledet vev i nærheten av disse cellene. Tidligere metoder involvert intravitreale injeksjoner, hvor fluidet er plassert innenfor glasslegemet hulrom og må migrere gjennom netthinnen for å målrette disse bestemte områder. Intravitreal injeksjon reduserer transduksjon av genterapi vektorer som mål fotoreseptorene eller RPE, siden ikke alle viruspartikler vil migrere til riktig sted. Videre er stamceller stadig mer populært å erstatte syke RPE eller fotoreseptorene, og disse differensierte celler må bli transplantert innen subretinal plass. 5
Den kritiske trinnet i denne fremgangsmåten er inntreden i subretinal plass, siden dette sikrer korrekt plassering av genterapeutiske vektorer eller stamcelle-avledede vev for å ha terapeutisk effekt, sammen med å redusere potensialet for netthinneavløsning eller skade på omgivende øyet vev. Hensyn må tas til feilsøker forhånd, å være i stand til å lokalisere og injisere fluid inn i subretinal plass. Dette kan gjøres gjennom praksis bruke farget fargestoff og albino mus, som vist i videoen, siden injeksjonskanyle ikke vil være synlig i øyet av pigmenterte mus. Etter praksis vil forskeren lære å føle forskjellen i trykket når væsken er riktig plassert i subretinal plass og være komfortabel med den kirurgiske prosedyren for å fullføre det på en riktig måte.
Det er noen potensielle endringer for denne kirurgiske prosedyren. Disse injeksjonene kan bli utføreed på mus i ulike aldre, selv om mengden av genterapi vektorer eller stamcelle-avledet vev injisert kunne variere avhengig av alderen på musen. Forsiktighet bør tas for å finne ut hvor mye væske vil fremme behandling for oftalmisk sykdom, men ikke forlenge avløsning og skade på netthinnen. Trakk kapillære nålen kan bli modifisert til å ha forskjellig diameter. P er tilstrekkelig for viral injeksjoner, men større diameter kan være bedre for mobilnettet transplantasjon. I tillegg kan operasjonen utføres på voksne mus. Øyevevet tetthet vil være mye større, er så frisk, skarpe kirurgiske kniver må trenge inn i subretinal plass. I alle tilfeller, kan modifikasjoner gjøres basert på denne protokollen gjennomføre en vellykket subretinal injeksjon av en genterapi vektor eller stamcelle-avledet vev.
Alle subretinal injeksjoner vil forårsake en midlertidig netthinneavløsning grunnet tilstedeværelsen av injisert fluid innenforsubretinal plass, men dette avløsning bør leges i løpet av 24 timer etter kirurgisk inngrep. Mus kan bli nøye sjekket under et mikroskop for eventuelle gjenværende løsrivelse. Det er mulig at noen mus ikke kan leges naturlig selv etter en velplassert injeksjon. Alle musene er i stand til å gjennomgå undersøkelse og eksperimenter etter denne 24-timers tidsrom, men øyet kan være myk grunn av en endring i trykket fra injeksjon prosedyre for opp til en uke. Derfor, er en begrensning av denne teknikken evnen til å utføre sekundære injeksjoner under den første postoperative uke. En annen injeksjon kan ikke være mulig under den umiddelbare postoperative perioden, siden forekomsten av netthinneavløsning som ikke gror etter operasjonen økes. Det anbefales å vente på en lengre varighet av gangen, så lenge som en måned, før re-injisere mus øyet.
Musen har blitt en viktig modell organisme å studere ophthalmic sykdom og potensielle terapier that vil føre til kliniske studier. 9-12 En annen begrensning med denne prosedyren er at ikke alle celler transfektert med DNA vektorer etter subretinal injeksjon, som de ville være i en transgen mus modell. Men denne prosedyren kan nærmere omtrentlig en klinisk prosedyre i mennesker der ikke hver celle er transfektert. Dermed kan denne teknikken bidra til å etablere muligheten for genterapi virale vektorer eller stamcelle-avledet vev transplantasjon terapi for å behandle aldersrelatert makuladegenerasjon og andre vitreoretinal sykdommer hos mennesker. Fremtidige applikasjoner kan inkludere bruk av ulike retinal celle promotorer og differensierte stamceller, eller til og med flere injeksjoner ved hjelp av en kombinasjon av behandlinger.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen interessekonflikter erklært.
Acknowledgments
Forskning for å hindre blindhet, Experimental bistand fra Takayuki Nagasaki, Denne forskningen er i samsvar med Arvo erklæringen for bruk av dyr i Ophthalmic og Visual Research. KJW støttes av NIH tilskudd 5T32EY013933 og 5T32DK007647-20. VBM støttes av NIH stipend K08EY020530.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.8-1.10 x 100 mm Capillary Tube (glass) | Kimble Glass, Inc. | 34502 99 | |
| Flaming/Brown Micropipette Puller | Sutter Instrument | P-97 | Narishige microforge can be used instead. Catalog #MF-900 |
| Sigmacote | Sigma Aldrich | SL2-25ML | Silicone |
| Dubecco's Phosphate Buffered Saline with Calcium Chloride and Magnesium Chloride | Gibco-Invitrogen | 14040-133 | |
| Safety-Lok 25 3/4G x 12"; Blood Collection Set | B-D Vacutainer | 367298 | |
| 1 ml Sub-Q 26 5/8G Slip-Tip Syringe | Becton-Dickinson | 309597 | |
| 0.5-10 μl Finnpipette II Adjustable-Volume Pipetter | Fisherbrand | 21-377-815 | |
| 1-200 μl Natural Beveled Tips | USA Scientific, Inc. | 1111-1700 | |
| Discovery.V8 Stereo Microscope | Zeiss | MC1500 | |
| 60 mm x 15 mm Style Treated Polystyrene Cell Culture Dish | Corning Incorporated | 430166 | |
| Vannas Straight Scissors | Storz Ophthalmics | E3383 S | |
| Curved Dressing Forceps with Serrations Delicate | Storz Ophthalmics | E1408 | |
| 15 Degree Microsurgery Knife | Wilson Ophthalmic Corp. | 091204 | |
| Ketamine | Ketaset III | NADA #45-290 | |
| Xylazine | Lloyd Laboratories | NADA #139-236 | |
| Bupivacaine (Marcaine) | AstraZeneca | N/A | |
| Buprenorphine | Sigma Aldrich | B9275 |
References
- Prevalence of Blindness Data Tables [NEI Statistics and Data]. , National Eye Insitute. Available from: http://www.nei.nih.gov/eyedata/pbd_tables.asp (2011).
- Abe, T. Regeneration of the retina using pigment epithelial cell transplantation. Nihon Ganka Gakkai Zasshi. 106, 778-803 (2002).
- Jacobson, S. G., Cideciyan, A. V., Ratnakaram, R., Heon, E., Schwartz, S. B., Roman, A. J., Peden, M. C., Aleman, T. S., Boye, S. L., Sumaroka, A., et al. Gene therapy for Leber congenital amaurosis caused by RPE65 mutations: safety and efficacy in 15 children and adults followed up to 3 years. Arch. Ophthalmol. 130, 9-24 (2011).
- Schwartz, S. D., Hubschman, J. P., Heilwell, G., Franco-Cardenas, V., Pan, C. K., Ostrick, R. M., Mickunas, E., Gay, R., Klimanskaya, I., Lanza, R. Embryonic stem cell trials for macular degeneration: a preliminary report. Lancet. 379, 713-720 (2012).
- Wang, N. K., Tosi, J., Kasanuki, J. M., Chou, C. L., Kong, J., Parmalee, N., Wert, K. J., Allikmets, R. Transplantation of reprogrammed embryonic stem cells improves visual function in a mouse model for retinitis pigmentosa. Transplantation. 89, 911-919 (2010).
- Song, B. J., Tsang, S. H., Lin, C. -S. Genetic models of retinal degeneration and targets for gene therapy. Gene Ther. Mol. Biol. 11, 229-262 (2007).
- Tosi, J., Sancho-Pelluz, J., Davis, R. J., Hsu, C. W., Wolpert, K. V., Sengillo, J. D., Lin, C. S., Tsang, S. H. Lentivirus-mediated expression of cDNA and shRNA slows degeneration in retinitis pigmentosa. Exp. Biol. Med. 236, 1211-1217 (2011).
- Tucker, B. A., Park, I. H., Qi, S. D., Klassen, H. J., Jiang, C., Yao, J., Redenti, S., Daley, G. Q., Young, M. J. Transplantation of adult mouse iPS cell-derived photoreceptor precursors restores retinal structure and function in degenerative mice. PLoS One. 6, e189992 (2011).
- Mahajan, V. B., Mondino, B. J., Tsang, S. H. A high-throughput Mouse Eye Phenomics System. , Cold Spring Harbor Laboratories. (2010).
- Chang, B., Hawes, N. L., Hurd, R. E., Davisson, M. T., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R.
- Hawes, N. L., Smith, R. S., Chang, B., Davisson, M., Heckenlively, J. R., John, S. W. Mouse fundus photography and angiography: a catalogue of normal and mutant phenotypes. Mol. Vis. 5, 22 (1999).
- Won, J., Shi, L. Y., Hicks, W., Wang, J., Hurd, R., Naggert, J. K., Chang, B., Nishina, P. M. Mouse model resources for vision research. J. Ophthalmol. 2011, 391384 (2011).
