Summary
Этот хирургический метод иллюстрирует введение генной терапии векторы и стволовых клеток в субретинальной пространство мыши глаз.
Abstract
Потеря зрения затрагивает около 3,4 млн. человек в США и, как ожидается, увеличится в ближайшие годы. 1 Недавно, генной терапии и трансплантации стволовых клеток стали ключевыми лечебного средства для лечения слепоты в результате дегенеративных заболеваний сетчатки. Несколько форм аутотрансплантации для возрастной макулярной дегенерации (ВМД), таких, как ирис пигментного эпителия клеточной трансплантации, вызвали обнадеживающие результаты, и человеческие клинические испытания начались для других форм терапии генов и стволовых клеток. 2 Они включают в себя ген RPE65 замены терапии у пациентов с врожденным амаврозом Лебера и НПП трансплантации клеток с использованием человеческих эмбриональных стволовых (ЭС) клеток при болезни Штаргардта. 3-4 Теперь, когда есть генной терапии векторы и стволовых клеток для лечения пациентов с заболеваниями сетчатки, важно, чтобы проверить этих потенциальных методов лечения на животных моделях, прежде чем применятьING их в исследованиях на человеке. Мышь стала важной научной модели для проверки терапевтической эффективности генной терапии векторы и трансплантации стволовых клеток в глазу. 5-8 В этом видео статье мы представляем технику для введения генной терапии векторы или стволовых клеток в субретинальной пространстве мышь глаз при сведении к минимуму повреждение окружающих тканей.
Protocol
1. Сборка устройства для инъекций субретинальной
- Покупка или сделать 100 мкм в диаметре иглы из стекла капиллярной трубке. Это можно сделать вручную с помощью Саттер Р-97 Съемник пипетки или другого подобного оборудования. В конце капилляра будет нагреваться и вытащил, пока не достигнет желаемого диаметра (100 мкм). Меньшего диаметра иглы могут быть использованы для вектора генной терапии, однако это рекомендуемый диаметр для инъекции клеток без повреждения клеток или глаз. По сравнению со стальными иглами, стеклянный капилляр игла имеет очень хорошо, но тупой наконечник, чтобы обеспечить визуализацию инъекции жидкости и доступ к субретинальной пространстве, не вызывая сетчатки поломки. Очистите эти вытащил иглы, при необходимости с использованием 70% этанола и хранят в стерильный контейнер. 15 см стерильную чашку культуре ткани с лентой, чтобы удерживать иглы в место является одним из способов, в которых сохранить инъекционных игл покрыты и в стерильных условиях. На данный момент, в сбореETE настройки в хирургической комнате, где процедура состоится. Легче всего поддерживать все оборудование в хирургическом номер в любое время, для того, чтобы оставаться стерильным, особенно если эта процедура проводится в течение барьер центр.
- Аспирируйте силикона в инъекционной иглой и извлечение силиконовой чтобы оставить покрытия вдоль внутренней стены иглу. Силиконовое покрытие максимально прохождение клеток и вирусов через иглу отверстие, которое могло бы прилипают к внутренней стеклянной стенки капилляров.
- Получите около 8 см длиной стерильные пластиковые трубы за счет сокращения на 25 ¾ калибра сбора крови устанавливается с Luer-Lock в точке непосредственно после иглой (удаление иглы из трубы).
- Заполнить 1 мл Sub-Q 26 5/8-gauge скольжения наконечника шприц стерильным физиологическим раствором и удалить иглу от шприца.
- Прикрепить инъекционной иглой, чтобы обрезанный конец пластиковой трубки и прикрепить шприц Luer-Lock на другойконца.
- Аспирируйте стерильного физиологического раствора, чтобы заполнить пустое пространство в капиллярной трубки и иглы, выбрасывая некоторые солевой через иглу, чтобы убедиться, что он правильно прикреплен без какой-либо утечки. Далее, аспирации небольшой, примерно в 1 мкл количество воздуха, в кончик инъекционной иглой. Это позволит отделить солевой от введения жидкости и обеспечивают визуальный сигнал, указывающий на конец инъекции жидкости во время хирургической операции. Инъекций аппарата должны храниться на чистой поверхности протереть 70% этанола во время хирургической процедуры. Кроме того, все оборудование, используемое во время хирургической процедуры должны быть очищены до и после с 70% этанола, для исключения введения игл, которые уже должны быть стерильны и готовы к использованию. Эти иглы следует выбрасывать после операции, а не использовать повторно.
- Наконец, аспирации раствор для инъекций, содержащие требуемый упакованных генной терапии вирусных векторов или стволовых клеток. Это может быть сделано путемвзяв раствор для инъекций в стерильный наконечник пипетки, затем пипеткой раствор на поверхность стерильную чашку для культивирования клеток. Решение может быть теперь легко атмосферный в инъекционной иглой с помощью шприца. Необходимая сумма будет варьироваться в зависимости от возраста мыши. Для наших целей мы используем послеродовой день 5 мышей, которые могут быть введены с 0.5-0.8 мкл инъекции жидкости. Меньшие количества, 0,5 мкл или менее, могут быть использованы для молодых мышей и больших количествах, такие как 1 мкл, могут быть использованы для взрослых мышей. Титр вируса или количество клеток должно быть определено на основе вируса / клетки, введенного и их желаемой ткани-мишени, так как слишком многие вирусные частицы или клетки в небольшом объеме может привести к токсичности для клеток сетчатки. В видео, для визуализации целей, мы использовали 1,5 мкл, большее количество красителя, чем необходимо для введения в глаз.
2. Доступ к субретинальной Космические
- В стерильной хирургической комнате,стабилизировать или анестезию мыши в соответствии с утвержденным протоколом локально животных обработку, которая будет варьироваться в зависимости от возраста мыши. Общий наркоз для взрослых мышей включает в себя использование изофлуран газа или внутрибрюшинно инъекции 0,1 ml/10g веса тела кетамина (100 мг / мл) и ксилазина (20 мг / мл) в стерильный физиологический раствор. Для перинатального мышей, распространенных методов анестезии включают в себя использование изофлуран газа или cryoanesthesia (гипотермия). Все методы анестезии должны быть одобрены вашим местным IACUC комитета перед использованием. Обычно мы используем послеродовой день (P) 5 мышей, хотя подобные методы могут быть применены к мышам в возрасте P0 или взрослых мышей. Хирургическая процедура не может начаться, пока мышь перестала перемещения конечностей и больше не реагирует на носу соль. Для перинатального мышей, они станут заметно светлее, так как поток крови будет замедляться, еще один ключ к зная, что они находятся под полным наркозом.
- В перинатальном мышей, использовать Vannas прямые ножницы маке приближенные 1,5 мм разрез вдоль замкнутых трещин крышкой. Будьте осторожны, чтобы сократить на отступы, где глаз естественным открыть в будущем. Это гарантирует, что веки будут лечить и правильно открыть при разработке мыши. Хирургические лезвия могут быть использованы для этой цели, хотя мы предпочитаем Vannas ножницы, так как они снижают риск прокола глаза во время этой процедуры. В видео, ножницы используются для непосредственного прокола и разрез по краю века. При изучении этой техники, щипцы должны быть использованы для подъема век до резки и снижения риска повреждения глаза.
- Растащить век с изогнутым пинцетом повязку на proptose глаза и зажать веки немного под глаза, чтобы держать это proptosed для инъекций. Если крышка разрез, сделанный в шаге два слишком большой, глаза будет скользить назад под крышками и предотвращения адекватного воздействия во время инъекции процедуры. Для взрослых мышей, слегка надавив, вокруг глаз с докторомEssing щипцы можете держать глаза proptosed для инъекций.
- Сделайте небольшой надрез склеры на или позади экватора земного шара, царапая поверхность с 15-градусный микрохирургии лезвие. Этот разрез должен быть только достаточно большим, чтобы пройти кончик инъекционной иглы, но не больше, чем это. Если предпочтительнее, маленькие, острые иглы, такие как иглоукалывание иглы могут быть использованы, чтобы сделать этот разрез в субретинальной пространство вместо лезвия микрохирургии. В темно пигментированные животные, темно-коричневый пигмент ткани (сосудистая оболочка-пигментного эпителия сетчатки), который будет виден в точке разреза. В легких пигментированные или белых мышей, хирургическим маркером может быть применен к кончик лезвия микрохирургии, чтобы оставить чернильное пятно с указанием разреза. Если ясно (стекловидный) жидкости рефлюксов от разреза, клинок был сделан слишком глубоко и вошел в полость стекловидного тела и терапевтические вирусы или клетки могут ввести интравитреальных пространства во время инъекции. Для visualizatiна цели, мы сделали надрез, чтобы этот момент на видео. Это еще можно завершить субретинальной инъекции в этом случае, однако отслойки сетчатки обусловлена наличием системы впрыска жидкости не может полностью излечить в этой мыши. Таким образом, необходимо позаботиться, чтобы сократить только внешние поверхности глаза, а не через сетчатку перед инъекцией.
- Осторожно вставьте инъекции иглу в место разреза и продвигать его параллельно внешней стене глаза, чтобы войти в субретинальной пространстве. Продвижение слишком близко к наружной стене или слишком глубоко в глаза направят инъекции в неправильном месте. Лучший способ понять, является ли игла находится в нужном месте, чтобы практиковать технику. Практика на слегка пигментированной или белых мышей может помочь сделать точный и аккуратный вливаний в субретинальной пространстве. Это происходит потому, иглы и инъекции жидкости виден в этих глазах.
- Слегка надавите на поршень шприца и бытьджин введения желаемого жидкости. Если игла правильно размещены в субретинальной пространства, умеренное противодавление будет ощущаться. Если стрелка находится в стекловидное тело, там будет значительно меньше противодавление и, возможно, некоторое количество жидкости рефлюкса во время инъекции. Если есть значительное противодавление, держа иглу в место, по крайней мере еще на 15 секунд, прежде чем снимать иглу медленно. Это позволит высокое внутриглазное давление, чтобы уравнять вместо кипячения вводят вирус или клетки обратно разреза. Некоторые из воздуха и соленых может быть введен в субретинальной пространства в связи с увеличением давления, необходимого во время инъекции процедуры. Следует проявлять осторожность, чтобы не чрезмерно введения воздуха или физиологического раствора, так как он может избавиться от вируса или вводили клетки из глаз. Это также можно вызвать постоянное отслойки сетчатки с наличием слишком большого количества жидкости вводится в субретинальной пространстве. Для наглядности, избыток краски и воздуха вводили IntO субретинальной пространства в видео. Это можно ясно увидеть, как некоторые из красителя будут сброшены обратно из субретинальной пространства, если слишком много инъекций, но и как пузырек воздуха остается в пределах субретинальной пространстве и не исчезает в стекловидное тело. Это было использовано, чтобы подчеркнуть, что эти инъекции были все в правильное расположение глаз, так что можно представить, как игла должна войти в месте разреза. Все инъекции в субретинальной пространства вызвать временное отслойки сетчатки в связи с наличием системы впрыска жидкости. Если инъекция процедура выполнена правильно, это временное отслоение сетчатки будет заживать в течение 24 часов и мышей может быть использован для всех дальнейших экспериментов. Глаз может оставаться мягкой в течение примерно одной недели в связи с хирургическим вмешательством, так второй инъекции следует избегать в этот период времени.
- Для новорожденных мышей, использовать изогнутый пинцет повязку, чтобы мягко подтолкнуть глаза позади крышки и на орбиту. Это может быть полезнождать минуту для того, чтобы позволить вирусу поселиться в субретинальной пространстве и не привести к его вспыхнул из разреза при легком нажатии глаз обратно в свою орбиту. После операции, по одной капле 0,5% бупивакаина (маркаина) разбавляют до 0,25% в стерильный физиологический раствор из 25-игла может быть размещен в месте инъекции. Мыши не показывают явные признаки дистресса после субретинальной хирургии и использования бупивакаина в качестве длительно действующих актуальных обезболивающее было достаточно в течение предыдущих трех лет. Мыши всегда должны быть проверены после хирургической процедуры, чтобы искать любые признаки бедствия, такие, как инфекция, отек, или уменьшение в обычной повседневной деятельностью мыши. Если это произойдет, то ветеринар должен быть уведомлен об этом и дальнейших обезболивающих, таких как бупренорфин (0,05 мг / кг) может быть задана как внутрибрюшинного введения.
- Звонок мышь от анестезии в соответствии с утвержденным протоколом локально обработку животных. Мышь должна находиться на отопление робъявление для поддержания нормальной температуры тела, как он просыпается от наркоза. Хирургическая процедура займет не более пяти минут, чтобы закончить, не считая времени для мыши пройти анестезии. Таким образом, грелки не надо во время фактической процедуры, но может быть необходима, а один обучения технике как процедура может занять более длительное время. Мышь не должно быть помещен обратно в чистую клетку, пока он не начал передвигаться на своих собственных. Для новорожденных, нежно щепотки ног поможет им в полной мере оправиться от наркоза, и они должны восстановить свои розового цвета и движения, прежде чем поместить обратно с матерью. Мыши должны быть проверены в течение долгого времени для любого признаки бедствия, перечисленные ранее.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Рисунок мышью глаз показан с крупными структурами, предназначенного для ссылки, со стрелками отображаются места для интравитреальных и субретинальной инъекции хирургических процедур (наконечники стрел, рисунок 1). Генная терапия векторы, такие как LacZ лентивирусов вектор (рис. 2), могут быть введены с помощью этих мест. Кроме того, стволовые клетки, такие как мышиных эмбриональных стволовых клеток (рис. 3), также могут быть пересажены на этих участках у мыши глаза.
1 мкл лентивирусов вектор, несущий ген LacZ репортер обусловлено цитомегаловирусом (CMV) промотор (1x10 8 TU / мл, Lentigen Corporation, рис. 2A) был введен в субретинальной пространство мышей C57BL/6J. Глаза были энуклеировали в возрасте шести недель тупым рассечением и погружают в 1 мг / мл X-галлон раствора (5 мМ K 3 Fe (CN) 6, 2 мМ MgCl 2, 0,02% NP 40 и 0.1% дезоксихолат натрия) в течение ночи при 37 ° C. Глаза были зафиксированы в 2% formaldehyde/0.2% глутарового альдегида в течение 30 мин и подразделяются на микротоме. LacZ репортер экспрессии генов был обнаружен X-гал продукта (синий) в примерно 10% от клетки фоторецепторов (рис. 2В). Внутриклеточных наличии LacZ выражения и нетронутыми окружающие ткани указывают на успешное субретинальной инъекции в мышей глаз.
C57BL/6J мышиных эмбриональных стволовых (ЭС) клетки были помечены зеленым флуоресцентным белком (EGFP, Wellcome Trust Sanger Institute). Эти клетки затем собирают и суспендируют в стерильном фосфатно-солевой буфер и пересадили в субретинальной пространство послеродовой день (P) 5 C57BL/6J мышей, примерно 1x10 5 клеток вводили в 1 мкл. Глаза были энуклеировали в двухнедельном возрасте от тупой диссекции, зафиксированных в градиенте сахарозы и замораживают в среде вложение октября (Tissue-Tek). Глаза были разрезе и по отношению ualized под флуоресцентной микроскопии (Zeiss). Наличие GFP-меченых клеток ES можно найти в субретинальной пространство вводили мыши глаза (рис. 3А). Кроме того, C57BL/6J-Tyr С-2j / J (C2J) мышиных эмбриональных стволовых (ЭС) клеток электропорации с желтого флуоресцентного белка (YFP) и дифференцировались в пигментного эпителия сетчатки (ПЭС) клеток в пробирке. Через месяц дифференциации, YFP-меченных РПЭ-как C2J ЭС клеток были приостановлены в стерильной фосфатно-солевой буфер и вводят в субретинальной пространства P5 мышей C57BL/6J. В 15-недельном возрасте, мыши визуализировали с использованием живого изображения автофлуоресценции на наличие YFP в сетчатке (Spectralis лазерного сканирования конфокальной офтальмоскоп, Heidelberg Engineering, рис. 3б).
4286fig1highres.jpg "/>
Рисунок 1. Схема мышь глаз. Мультфильм рисунок изображающий структур мышь глаз с сайтов, как для интравитреальных и субретинальной инъекции процедуры отмеченные (наконечники стрел).
Рисунок 2. Субретинальной инъекция генной терапии вирусных векторов. А. лентивирусов вектор карта, показывающая ген LacZ репортер обусловлено цитомегаловирусом (CMV) промотор. B. Экспрессия гена LacZ репортера в сетчатке в шесть недельных мышей C57BL/6J субретинальной после инъекции в послеродовой пятый день. RGC, ганглиозных клеток сетчатки; INL, внутренний ядерный слой; И.С., внутренних сегментов фоторецепторов (стрелка); ONL, наружный ядерный слой (фоторецепторов) (стрелка); OS, наружных сегментов фоторецепторов.
Рисунок 3. Субретинальной инъекции эмбриональных стволовых (ЭС) клеток. A. Двухнедельной старых мышей C57BL/6J после инъекции субретинальной зеленого флуоресцентного белка (GFP)-меченных ЭС клеток в послеродовой пятый день. GFP-положительных клеток видны в субретинальной пространство вводят глаз с помощью флуоресцентной микроскопии (Zeiss). Зеленая, GFP-меченых клеток ES (стрелки); RGL, слоя сетчатки ганглия; INL, внутренний ядерный слой; ONL, наружный ядерный слой (фоторецепторов); IS / OS, внутренние и наружные сегменты фоторецепторов, НПП, пигментный эпителий сетчатки. B. В 15 недельных мышей C57BL/6J сетчатки показано использование автофлуоресценции живых томография (Spectralis лазерного сканирования конфокальной офтальмоскоп, Heidelberg Engineering) на наличие желтого флуоресцентного белка (YFP)-меченных РПЭ-C2J, как мышь ES клеток в сетчатке.Субретинальной инъекции ПЭС-как YFP-ES клеток была выполнена в послеродовой пятый день.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Это видео техника дает инструкции по заполнению субретинальной инъекции хирургическую процедуру успешно, и обеспечение того, чтобы вектор генная терапия или стволовые клетки находятся в том месте, необходимо эффективное лечение офтальмологических заболеваний. Эта техника позволяет адресно клеток сетчатки, таких как ПЭС или фоторецепторы, так как он ставит генной терапии векторы или стволовых клеток, полученных тканей в непосредственной близости от этих клеток. Предыдущие методы участвует интравитреальных инъекций, где жидкость помещают в полость стекловидного тела и должна проходить через сетчатку, чтобы предназначаться для этих конкретных областях. Инъекции в стекловидное тело уменьшается трансдукции вектора генной терапии, цель фоторецепторов и ПЭС, поскольку не все вирусные частицы будут мигрировать в нужном месте. Кроме того, стволовые клетки становятся все более популярными для замены больных ПЭС или фоторецепторы, и эти дифференцированные клетки должны быть пересажены в субсетчатки пространстве 5.
Важным шагом в этой процедуре вступления в субретинальной пространства, так как это обеспечивает правильное расположение генной терапии векторы или стволовых клеток, полученных тканей, чтобы иметь терапевтическую эффективность, а также снижает вероятность отслойки сетчатки или повреждение окружающих глаз ткани. Необходимо соблюдать осторожность для устранения раньше времени, чтобы быть в состоянии найти и придать жидкости в субретинальной пространстве. Это можно сделать на практике с помощью цветных красителей и белых мышей, как показано на видео, так как инъекционная игла не будет видна в глазах пигментированных мышей. После практики, исследователь будет научиться чувствовать разницу в давлении, когда жидкость правильно размещены в субретинальной пространство и быть удобным с хирургической процедуры, чтобы завершить ее в срок.
Есть несколько потенциальных изменений для этой хирургической процедуры. Эти инъекции можно выполнятьред на мышей разных возрастов, хотя количество генной терапии векторы или стволовых клеток, полученных тканей вводят может варьироваться в зависимости от возраста мыши. Следует проявлять осторожность, чтобы определить, сколько жидкости будет способствовать лечению глазных болезней, но не затягивать отряда и повреждение сетчатки. Вытащил капиллярных игл могут быть модифицированы, чтобы иметь разные диаметры. Меньшие иглы достаточно для вирусных инъекций, но большего диаметра может быть лучше для сотовых трансплантации. Кроме того, операция может быть выполнена на взрослых мышах. Плотность ткани глаза будет намного больше, так что свежие, острые хирургические инструменты, необходимые, чтобы проникнуть в субретинальной пространстве. Во всех случаях изменения могут быть сделаны на основе этого протокола для завершения успешного субретинальной введения вектора генной терапии или стволовых клеток, полученных тканей.
Все субретинальной инъекций вызвать временное отслойки сетчатки в связи с наличием закачиваемой жидкости всубретинальной пространства, но этот отряд должны заживают в течение 24 часов после хирургического вмешательства. Мыши могут быть тщательно проверено под микроскопом для любого оставшегося отряда. Вполне возможно, что некоторым мышам не может исцелить естественно, даже после хорошем состоянии инъекций. Все мыши могут пройти обследование и после этого эксперимента 24-часового периода, однако глаз может быть мягким за счет изменения давления от введения процедуры на срок до одной недели. Таким образом, одним ограничением этого метода является способность выполнять вторичные инъекции в течение первой послеоперационной недели. Другой инъекций может оказаться невозможным при ближайшем послеоперационном периоде, поскольку распространенность отслойки сетчатки, которая не заживает после операции увеличивается. Он посоветовал подождать в течение более длительного времени, пока один месяц, прежде чем повторно инъекционным мыши глаз.
Мышь стала важным организм модель для изучения болезней глазной и потенциальных терапии тшляпа приведет к клинические испытания на человеке. 9-12 Второе ограничение этой процедуры является то, что не все клетки, трансфицированные ДНК-векторы, после субретинальной инъекции, так как они были бы в трансгенных мышах. Однако, эта процедура может больше приближены к клинической процедурой у людей, где не каждую клетку трансфицируют. Таким образом, эта методика может помочь создать возможности для генной терапии вирусных векторов или стволовых клеток, полученных тканей терапии для лечения возрастной макулярной дегенерации и других витреоретинальной заболеваний у людей. Будущие приложения могут включать в себя использование различных промоутеров клетки сетчатки и дифференцированные стволовые клетки, или даже несколько инъекций с использованием комбинации методов лечения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Нет конфликта интересов объявлены.
Acknowledgments
Исследования по профилактике слепоты; экспериментальной помощь от Такаюки Нагасаки; Это исследование соответствует ARVO Заявление для использования животных в офтальмологический и визуальных исследований. KJW поддерживается грантами NIH 5T32EY013933 и 5T32DK007647-20. ВБМ поддерживается NIH грант K08EY020530.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.8-1.10 x 100 mm Capillary Tube (glass) | Kimble Glass, Inc. | 34502 99 | |
| Flaming/Brown Micropipette Puller | Sutter Instrument | P-97 | Narishige microforge can be used instead. Catalog #MF-900 |
| Sigmacote | Sigma Aldrich | SL2-25ML | Silicone |
| Dubecco's Phosphate Buffered Saline with Calcium Chloride and Magnesium Chloride | Gibco-Invitrogen | 14040-133 | |
| Safety-Lok 25 3/4G x 12"; Blood Collection Set | B-D Vacutainer | 367298 | |
| 1 ml Sub-Q 26 5/8G Slip-Tip Syringe | Becton-Dickinson | 309597 | |
| 0.5-10 μl Finnpipette II Adjustable-Volume Pipetter | Fisherbrand | 21-377-815 | |
| 1-200 μl Natural Beveled Tips | USA Scientific, Inc. | 1111-1700 | |
| Discovery.V8 Stereo Microscope | Zeiss | MC1500 | |
| 60 mm x 15 mm Style Treated Polystyrene Cell Culture Dish | Corning Incorporated | 430166 | |
| Vannas Straight Scissors | Storz Ophthalmics | E3383 S | |
| Curved Dressing Forceps with Serrations Delicate | Storz Ophthalmics | E1408 | |
| 15 Degree Microsurgery Knife | Wilson Ophthalmic Corp. | 091204 | |
| Ketamine | Ketaset III | NADA #45-290 | |
| Xylazine | Lloyd Laboratories | NADA #139-236 | |
| Bupivacaine (Marcaine) | AstraZeneca | N/A | |
| Buprenorphine | Sigma Aldrich | B9275 |
References
- Prevalence of Blindness Data Tables [NEI Statistics and Data]. , National Eye Insitute. Available from: http://www.nei.nih.gov/eyedata/pbd_tables.asp (2011).
- Abe, T. Regeneration of the retina using pigment epithelial cell transplantation. Nihon Ganka Gakkai Zasshi. 106, 778-803 (2002).
- Jacobson, S. G., Cideciyan, A. V., Ratnakaram, R., Heon, E., Schwartz, S. B., Roman, A. J., Peden, M. C., Aleman, T. S., Boye, S. L., Sumaroka, A., et al. Gene therapy for Leber congenital amaurosis caused by RPE65 mutations: safety and efficacy in 15 children and adults followed up to 3 years. Arch. Ophthalmol. 130, 9-24 (2011).
- Schwartz, S. D., Hubschman, J. P., Heilwell, G., Franco-Cardenas, V., Pan, C. K., Ostrick, R. M., Mickunas, E., Gay, R., Klimanskaya, I., Lanza, R. Embryonic stem cell trials for macular degeneration: a preliminary report. Lancet. 379, 713-720 (2012).
- Wang, N. K., Tosi, J., Kasanuki, J. M., Chou, C. L., Kong, J., Parmalee, N., Wert, K. J., Allikmets, R. Transplantation of reprogrammed embryonic stem cells improves visual function in a mouse model for retinitis pigmentosa. Transplantation. 89, 911-919 (2010).
- Song, B. J., Tsang, S. H., Lin, C. -S. Genetic models of retinal degeneration and targets for gene therapy. Gene Ther. Mol. Biol. 11, 229-262 (2007).
- Tosi, J., Sancho-Pelluz, J., Davis, R. J., Hsu, C. W., Wolpert, K. V., Sengillo, J. D., Lin, C. S., Tsang, S. H. Lentivirus-mediated expression of cDNA and shRNA slows degeneration in retinitis pigmentosa. Exp. Biol. Med. 236, 1211-1217 (2011).
- Tucker, B. A., Park, I. H., Qi, S. D., Klassen, H. J., Jiang, C., Yao, J., Redenti, S., Daley, G. Q., Young, M. J. Transplantation of adult mouse iPS cell-derived photoreceptor precursors restores retinal structure and function in degenerative mice. PLoS One. 6, e189992 (2011).
- Mahajan, V. B., Mondino, B. J., Tsang, S. H. A high-throughput Mouse Eye Phenomics System. , Cold Spring Harbor Laboratories. (2010).
- Chang, B., Hawes, N. L., Hurd, R. E., Davisson, M. T., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R.
- Hawes, N. L., Smith, R. S., Chang, B., Davisson, M., Heckenlively, J. R., John, S. W. Mouse fundus photography and angiography: a catalogue of normal and mutant phenotypes. Mol. Vis. 5, 22 (1999).
- Won, J., Shi, L. Y., Hicks, W., Wang, J., Hurd, R., Naggert, J. K., Chang, B., Nishina, P. M. Mouse model resources for vision research. J. Ophthalmol. 2011, 391384 (2011).
